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UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS
ESCOLA DE AGRONOMIA
DANIELA WEYRICH ORTIZ
CASCAS DE FRUTAS: ESTUDO DAS PROPRIEDADES
NUTRICIONAIS E TECNOLÓGICAS
Goiânia
2016
DANIELA WEYRICH ORTIZ
CASCAS DE FRUTAS: ESTUDO DAS PROPRIEDADES
NUTRICIONAIS E TECNOLÓGICAS
Dissertação apresentada à Coordenação do Programa
de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de
Alimentos, da Universidade Federal de Goiás, como
exigência para obtenção do Título de Mestre em
Ciência e Tecnologia de Alimentos.
Orientador: Prof.ª Dr.ª Clarissa Damiani
Coorientador: Prof. Dr. Eduardo Ramirez Asquieri
Goiânia
2016
À minha mãe, Vera, que hoje é um anjo que
me acompanha e me protege. A ela devo a minha
vida e dedico todas as minhas conquistas, desejando
que pudesse ver o seu sorriso orgulhoso. Se
estivesse aqui, sei que me incentivaria, e hoje
estaria orgulhosa. Desejo que sua felicidade, por
esta conquista, seja do tamanho da minha saudade
de você. Se pensei em desistir, a minha vontade de te
fazer feliz, onde estiver, foi o que me deu forças
para continuar. As minhas vitórias são suas.
AGRADECIMENTOS
A Deus.
À Universidade Federal de Goiás, pela oportunidade da realização deste trabalho.
Aos discentes do Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos,
pelo conhecimento compartilhado.
À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior, pela concessão do
auxílio financeiro que possibilitou a realização deste trabalho.
À Central de Abastecimento do Estado de Goiás (CEASA – GO) e à empresa Frutos
do Brasil, pela doação do material utilizado neste estudo.
À professora Clarissa Damiani, pela orientação, pela exigência, pela pressão, pelos
puxões de orelha, e, principalmente, pela confiança e pelo carinho.
Ao professor Eduardo Ramirez Asquieri, por disponibilizar o Laboratório de
Bioquímica de Alimentos, da Faculdade de Farmácia, para a realização das análises e, mais do
que isso, por ser este verdadeiro mestre, sábio, exemplar, admirável, generoso, ímpar e que
faz a diferença na vida dos que têm o privilégio de conhecê-lo.
À minha querida Lismaíra Gonçalves Caixeta Garcia, presente que o Mestrado me
deu, e que foi fundamental nessa conquista. Obrigada pelo auxílio, pela paciência, pela
humildade, pelo companheirismo, pelo incentivo, pelo conhecimento transmitido de forma tão
generosa e pelos ensinamentos, no laboratório e na vida. Você tem meu carinho, meu respeito,
minha admiração, minha gratidão e minha sincera torcida para que você seja recompensada
por ser essa pessoa tão especial.
RESUMO
Coprodutos de frutas, constituídos por cascas, sementes e polpas não utilizadas, são,
geralmente, descartados durante o processamento. Estes coprodutos contêm grande
quantidade de compostos nutricionais, e seu aproveitamento pode trazer benefícios à saúde,
além de diminuir os prejuízos ambientais e econômicos. Entretanto, a alta perecibilidade dos
coprodutos de frutas, decorrente do alto teor de umidade, limita sua utilização. Nesse sentido,
a secagem constitui-se em alternativa para diminuir o teor de umidade e permitir o
aproveitamento destes materiais, por exemplo, para elaboração de farinhas, que podem ser
utilizadas para o desenvolvimento de novos alimentos ou para a substituição de ingredientes
em produtos alimentícios. Objetivou-se avaliar a composição proximal, o valor energético
total, o teor de compostos fenólicos totais, a atividade antioxidante in vitro e os teores de
carotenoides totais, antocianinas totais e vitamina C de cascas de abacaxi (Ananas comosus),
banana (Musa sp.), lichia (Litchi chinensis) e mamão (Carica papaya), submetidas à secagem
em estufa, a 55 ºC, para elaboração de farinhas. Além disso, as farinhas elaboradas foram
avaliadas quanto à granulometria, atividade de água, potencial hidrogeniônico (pH), acidez
titulável, sólidos solúveis totais, solubilidade, em água e em leite, e absorção de água, leite e
óleo, com o objetivo de caracterizá-las e sugerir possíveis aplicações em produtos
alimentícios. Os teores de compostos fenólicos, carotenoides totais, antocianinas totais,
vitamina C e atividade antioxidante observados nas farinhas foram significativamente
superiores aos observados nas cascas. Os valores de atividade de água (0,21 a 0,38) e pH
(3,58 a 5,84) apresentaram-se favoráveis à conservação das farinhas, que demonstraram,
ainda, melhor solubilidade em água (17,57 a 53,52%) que em leite (4,46 a 11,22%), além de
maior absorção de água (2,16 a 6,35 g g-1
) e leite (3,19 a 6,61 g g-1
), em comparação à
absorção de óleo (1,09 a 1,74 g g-1
), indicando bom potencial de utilização na elaboração de
alimentos, principalmente em produtos instantâneos, cárneos e de panificação. O processo de
secagem mostrou-se como excelente alternativa para o aproveitamento de coprodutos.
Palavras-chave: coprodutos de frutas, compostos nutricionais, farinhas, propriedades
tecnológicas.
FRUIT COPRODUCTS: STUDY ON NUTRITIONAL AND TECHNOLOGICAL
PROPERTIES
ABSTRACT
Fruit coproducts, made of peels, seeds and not used pulps, are discarded during process, and
contain lots of nutritional compounds. Its use can bring health benefits, and reduce the
environmental and economic damage. However, the high perishability of fruit coproducts, due
to high moisture content, limits its use. In this context, drying is an alternative process to
reduce moisture content and allow use of these materials, for example, to prepare flours, that
can be used to develop new products or to replace other ingredients in food products. This
study aimed to evaluate proximal composition, energy value, phenolic compounds, in vitro
antioxidant activity, total carotenoid, total anthocyanins and vitamin C contents in pineapple
(Ananas comosus), banana (Musa sp.), lychee (Litchi chinensis) and papaya (Carica papaya)
peels, oven dried, at 55 °C, for flours preparation. Furthermore, the prepared meal were
evaluated for particle size, water activity, pH, titratable acidity, total soluble solids, solubility
in water and in milk, and absorption of water, milk and oil in order to characterize them and
suggest possible applications in food products. Phenolic compounds, total carotenoids,
anthocyanins, vitamin C and antioxidant activity was significantly higher in flours.
Water activity (0.21 to 0.38) and pH (3.58 to 5.84) values were favorable for the preservation
of the flours, which also showed better solubility in water (17,57 to 53 , 52%) than in milk
(4.46 to 11.22%), as well as a higher water uptake (2.16 to 6.35 g g-1
) and milk (3.19 to 6.61 g
g-1
) compared to oil absorption (1.09 to 1.74 g g-1
). Drying process proved to be a great
alternative to the use of coproducts.
Keywords: fruit coproducts, nutritional compounds, flours, technological properties.
SUMÁRIO
PARTE 1 8
1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 8
2 REVISÃO DA LITERATURA .............................................................................. 10
2.1 Frutas ....................................................................................................................... 10
2.2 Processamento de frutas versus geração de coprodutos ...................................... 11
2.3 Secagem .................................................................................................................... 13
2.4 Aplicabilidade tecnológica de farinhas de coprodutos ........................................ 16
REFERÊNCIAS ...................................................................................................... 18
PARTE 2 27
ARTIGO 1: PROPRIEDADES NUTRICIONAIS DE COPRODUTOS DE
FRUTAS SUBMETIDOS À SECAGEM ............................................................ 27
RESUMO ................................................................................................................. 27
ABSTRACT ............................................................................................................. 28
1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 28
2 MATERIAL E MÉTODOS .................................................................................... 30
2.1 Material .................................................................................................................... 30
2.2 Métodos .................................................................................................................... 30
2.2.1 Determinação da composição proximal .................................................................... 31
2.2.2 Determinação do valor energético total .................................................................... 31
2.2.3 Obtenção dos extratos etéreos, etanólicos e aquosos para determinação de
compostos fenólicos e atividade antioxidante in vitro .............................................. 31
2.2.4 Determinação de compostos fenólicos ...................................................................... 31
2.2.5 Determinação da atividade antioxidante in vitro ...................................................... 32
2.2.6 Determinação de carotenoides totais ......................................................................... 32
2.2.7 Determinação de antocianinas totais ......................................................................... 33
2.2.8 Determinação de vitamina C ..................................................................................... 33
2.2.9 Análise estatística ...................................................................................................... 33
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................ 34
4 CONCLUSÃO ......................................................................................................... 42
AGRADECIMENTOS ............................................................................................ 42
REFERÊNCIAS ...................................................................................................... 43
ARTIGO 2: AVALIAÇÃO DE CARACTERÍSTICAS QUÍMICAS E
TECNOLÓGICAS DE FARINHAS ELABORADAS A PARTIR DE
COPRODUTOS DE FRUTAS................................................................................ 47
RESUMO ................................................................................................................. 47
ABSTRACT ............................................................................................................. 48
1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 48
2 MATERIAL E MÉTODOS .................................................................................... 49
2.1 Material .................................................................................................................... 49
2.2 Métodos .................................................................................................................... 50
2.2.1 Preparo das amostras ................................................................................................. 50
2.2.2 Granulometria ........................................................................................................... 50
2.2.3 Atividade de água (aw) .............................................................................................. 51
2.2.4 Potencial hidrogeniônico (pH) .................................................................................. 51
2.2.5 Acidez titulável total ................................................................................................. 51
2.2.6 Sólidos solúveis totais ............................................................................................... 51
2.2.7 Solubilidade em água e em leite ............................................................................... 51
2.2.8 Índice de absorção de água (IAA) ............................................................................. 52
2.2.9 Índice de absorção de leite (IAL) .............................................................................. 52
2.2.10 Índice de absorção de óleo (IAO) ............................................................................. 52
2.2.11 Análise estatística ...................................................................................................... 53
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................ 53
4 CONCLUSÃO ......................................................................................................... 57
AGRADECIMENTOS ............................................................................................ 57
REFERÊNCIAS ...................................................................................................... 57
10
PARTE 1
1 INTRODUÇÃO
As frutas são produtos procedentes da frutificação de plantas, destinadas ao consumo,
principalmente in natura (BRASIL, 2005). Vários componentes fazem parte de sua
composição química, os quais conferem as características de cor e sabor, além dos efeitos
nutricionais, que contribuem para que sejam consideradas as principais fontes de vitaminas,
minerais e fibras, necessários à dieta humana (HARDISSON et al., 2001).
O consumo de frutas está relacionado às características sensoriais atrativas e, mais
recentemente, à crescente preocupação dos consumidores em relação à saúde, pelo
reconhecimento do valor nutricional e terapêutico que apresentam, e por evidências de que as
características qualitativas da dieta são importantes na definição do estado de saúde dos
indivíduos. (AYALA-ZAVALA, et al., 2011; SILVA et al., 2014).
Em muitos casos, a fruta in natura não é consumida diretamente, e sofre
processamento para separar a parte desejada de outros constituintes do tecido vegetal
(VIGNOLI; BASSOLI; BENASSI, 2010). Coprodutos de frutas são as cascas, sementes e
polpas não utilizadas, gerados por diferentes etapas do processo industrial que, normalmente,
não têm mais uso e são desperdiçados ou descartados (AJILA; BHAT; RAO, 2007).
Entretanto, a grande quantidade de compostos apresentados nessas partes, não
comumente utilizadas, pode ser usada para diferentes fins na indústria de alimentos, tais como
o enriquecimento ou desenvolvimento de novos produtos, contribuindo para a valorização dos
coprodutos do processo agroindustrial, com positivo impacto econômico e ambiental
(AYALA-ZAVALA et al., 2011).
Devido à alta perecibilidade, decorrente do teor de umidade, os coprodutos frescos
deterioram-se rapidamente, o que limita sua utilização (ORSAT et al., 2006). A redução do
conteúdo de umidade, decorrente do processo de secagem, representa boa alternativa de
conservação, capaz de prolongar a vida útil destes alimentos, permitindo aumentar sua
utilização e reduzir perdas econômicas (NUNES et al., 2016; ZAMBRANO-ZARAGOZA et
al., 2013).
11
Em adição ao processo de secagem, pode-se realizar a elaboração de farinhas, assunto
que têm sido objeto de inúmeros estudos, que apontam boas características nutricionais,
funcionais e potencial para aplicação como ingredientes em alimentos.
Diante do exposto, objetivou-se avaliar a influência da secagem nos compostos
nutricionais de cascas de frutas, comumente descartadas, e sugerir sua incorporação, na forma
de farinhas, em produtos alimentícios, por meio da caracterização tecnológica.
12
2 REVISÃO DA LITERATURA
2.1 Frutas
Os alimentos constituem a principal fonte de energia para o corpo humano, sendo
essenciais para o desempenho das funções orgânicas. Uma alimentação variada é importante
para garantir o suprimento de nutrientes e, parte deste suprimento, pode ser obtida por meio
de produtos agrícolas, como as frutas (YAHIA; HIGUERA, 1992).
As frutas são produtos procedentes da frutificação de plantas, destinadas ao consumo,
principalmente in natura (BRASIL, 2005). Em sua composição química estão água,
carboidratos, proteínas, lipídios, além de grande quantidade de vitaminas, minerais e fibras,
necessários à nutrição humana (HARDISSON et al., 2001). As frutas contêm, também, vários
fitoquímicos que conferem significativos benefícios à saúde (SLAVIN; LLOYD, 2012).
O consumo de frutas está relacionado às características sensoriais atrativas e, mais
recentemente, à crescente preocupação dos consumidores em relação à saúde, pelo
reconhecimento do valor nutricional e terapêutico que apresentam (AYALA-ZAVALA, et al.,
2011; SILVA et al., 2014). Há evidências de que as características qualitativas da dieta são
importantes na definição do estado de saúde dos indivíduos. O consumo de frutas e vegetais é
uma das recomendações nutricionais essenciais relacionadas à prevenção das doenças
crônicas não transmissíveis (DCNT), tais como doenças cardiovasculares, obesidade, certos
tipos de câncer, diabetes tipo II, síndrome metabólica, doença inflamatória do intestino, entre
outras (ANDERSON; WATERS, 2013; HABAUZIT; MORAND, 2012; KUNDU; SURH,
2013; LEVER et al., 2014; SLAVIN; LLOYD, 2012; VAYALIL, 2012).
Pesquisadores sugeriram que a ingestão de 3 a 5 porções diárias de frutas pode levar
ao menor risco de desenvolvimento de DCNT (HE et al., 2007; LICHTENSTEIN et al., 2006;
SLAVIN; LLOYD, 2012). A FSA (Food Standards Agency) (2010) indica que, para uma
dieta saudável, é necessário o consumo de, no mínimo, cinco porções de frutas e vegetais por
dia. O 2010 Dietary Guidelines for Americans recomendou que metade do prato de uma
refeição seja de frutas e vegetais (US Department Of Health And Human Services, 2010). O
Ministério da Saúde recomenda que o consumo de frutas, legumes e verduras seja de, no
13
mínimo, 400 g por dia, para garantir 9 a 12% da energia diária consumida, considerando uma
dieta de 2000 kcal (BRASIL, 2005).
Muitas frutas são sazonais e, portanto, podem não estar disponíveis em condições
frescas ao longo do ano. Por isso, em muitos casos, as frutas in natura não são consumidas
diretamente, e são processadas, por várias técnicas, para prolongar sua vida útil.
2.2 Processamento de frutas versus geração de coprodutos
No Brasil, por exemplo, cerca de 47% da produção de frutas tropicais são destinados
ao mercado de frutas in natura, enquanto 53% são destinados ao processamento (SILVA et
al., 2014), que envolve a separação da parte desejada dos outros constituintes do tecido
vegetal (VIGNOLI; BASSOLI; BENASSI, 2010; AYALA-ZAVALA et al., 2010).
Resíduos de alimentos são substâncias, ricas em matéria orgânica, que podem ser
derivadas do processamento de matérias-primas, e são referidas com esta terminologia pelo
fato de serem removidas ou descartadas no processo de produção. No entanto, o descarte de
resíduos não leva em conta a potencialidade de reutilizá-los. Por esta razão, o termo
“subprodutos” é utilizado, a fim de ressaltar que estes materiais podem ser substratos para a
recuperação de compostos e para o desenvolvimento de novos produtos (GALANAKIS,
2012). Ainda assim, o termo coprodutos enfatiza, de melhor maneira, que estes são,
simplesmente, compostos gerados simultaneamente ao produto final do processamento
(AYALA-ZAVALA et al., 2011), sem inferir que devam ser descartados.
No caso dos vegetais, os coprodutos são constituídos por cascas, talos, sementes e
polpas não utilizadas, gerados por diferentes etapas do processo industrial que, normalmente,
não têm mais uso e são desperdiçados ou descartados (AJILA; BHAT; RAO, 2007). No
processamento de frutas, até 70% do peso das matérias-primas são coprodutos, compostos,
principalmente, por cascas e sementes. O descarte desses materiais, geralmente, representa
problemas ambientais e econômicos, que são parcialmente resolvidos pela sua utilização na
alimentação animal ou na compostagem para fertilizantes (ESPÍRITO SANTO et al., 2012;
FEDERICI et al., 2009; LARRAURI, 1999; OREOPOULOU; TZIA, 2007).
Entretanto, coprodutos do processamento de alimentos são promissoras fontes de
compostos naturais, que podem ser utilizados para agregar valor aos alimentos
(GUSTAVSSON et al., 2011). Estudo realizado por Gondim et al. (2005) mostrou que as
14
cascas das frutas apresentam, em geral, teores de nutrientes maiores do que os das suas
respectivas polpas. Wang, Bostic e Gu (2010) observaram que sementes de abacate
apresentaram maiores teores de compostos fenólicos e capacidade antioxidante do que a
polpa. De maneira semelhante, Ayala-Zavala et al. (2010) encontraram valores de compostos
bioativos e capacidade antioxidante superiores em cascas e sementes de mangas. Silva et al.
(2014), também, observaram que cascas de abacaxi, acerola, cajá, caju, goiaba, graviola,
mamão, maracujá, pitanga, sapoti e tamarindo apresentaram maior teor de compostos
bioativos que suas polpas.
Ajila et al. (2010) relataram que cascas de manga são fontes de compostos bioativos,
como compostos fenólicos, carotenoides e vitaminas, e seus extratos apresentaram capacidade
antioxidante. Já Ayala-Zavala et al. (2011) destacaram que os conteúdos de compostos
bioativos presentes em partes descartadas podem ser semelhantes ou superiores aos do
produto final.
Pesquisadores enfatizaram o potencial uso de coprodutos agroindustriais, não apenas
para alimentação animal ou fertilização orgânica, mas também como ingredientes para novos
produtos alimentícios (FAVA et al., 2013), e demonstraram que a alimentação saudável e rica
em nutrientes, necessária ao organismo humano, pode ser incrementada com partes de
alimentos que, normalmente, são desprezadas (GONDIM et al., 2005).
O desenvolvimento de meios para agregar valor aos coprodutos do processamento de
frutas, por meio de sua utilização no enriquecimento ou desenvolvimento de novos produtos,
por exemplo, permite satisfazer exigências dos consumidores por alimentos mais saudáveis e
traz impactos econômicos e ambientais positivos. Entre as possíveis aplicações, está o uso
como antioxidantes, agentes antimicrobianos, aromatizantes, corantes e ingredientes
funcionais (AYALA-ZAVALA et al., 2011).
Silva et al. (2014) afirmaram que os coprodutos de frutas são boas fontes de
compostos bioativos, e sua exploração representa oportunidades para o desenvolvimento de
novos produtos nutracêuticos e/ou farmacêuticos. Huber e Rupasinghe (2009) observaram que
cascas de maçã apresentaram-se como inibidores eficazes da oxidação de lipídios. Ayala-
Zavala et al. (2010), identificaram diversas aplicações, tais como antioxidantes,
antimicrobianos, aromatizantes, corantes e texturizantes, para coprodutos. De qualquer modo,
a identificação e quantificação de compostos de interesse em coprodutos de frutas são
importantes para comprovar seus potenciais benefícios (SILVA et al., 2014).
15
2.3 Secagem
Manter o produto fresco é a melhor maneira de preservar o seu valor nutricional, mas a
maioria das técnicas de armazenamento exige baixas temperaturas, que são difíceis de manter
ao longo da cadeia de distribuição (SAGAR; SURESH, 2010). Além disso, frutas e vegetais
frescos são altamente perecíveis, devido ao seu alto teor de umidade (em torno de 80%),
deteriorando-se rapidamente (ORSAT et al., 2006). Desta forma, a redução do conteúdo de
umidade, conseguida por meio do processo de secagem, apresenta-se como boa alternativa de
conservação, prolongando a vida útil destes alimentos, além de potencialmente aumentar sua
utilização e reduzir perdas econômicas (NUNES et al., 2016; ZAMBRANO-ZARAGOZA et
al., 2013).
A secagem é um dos métodos mais antigos, mais comuns e mais diversos de
processamento de alimentos. É uma operação de transferência simultânea de calor e massa, na
qual é necessário o fornecimento de calor para que ocorra a evaporação ou remoção da água
livre e da água fracamente ligada, de um sistema sólido ou semissólido, para a atmosfera
(MUJUMDAR, 2007; MUJUMDAR; PASSOS, 2000; SILVA, 2010). É um processo de
baixo custo, que gera produtos mais estáveis, com baixo custo de armazenamento, menos
requisitos de embalagem e maior facilidade de transporte (AHMED, 2011; SAGAR;
SURESH, 2010; SILVA et al., 2015).
A preservação de frutas e vegetais, por meio de secagem, é uma técnica antiga,
baseada na secagem natural, que emprega a radiação solar para aumentar o potencial de
secagem do ar. Esta técnica, porém, exige extensas áreas e depende de fatores climáticos que,
sendo desfavoráveis, podem comprometer a qualidade do produto, o que levou ao
desenvolvimento de tecnologias de secagem alternativas (BEZYMA; KUTOVOY, 2005;
SILVA, 2005).
Entre as inúmeras técnicas de secagem artificial existentes, a secagem convencional,
também conhecida como secagem por ar quente, é a técnica mais econômica e amplamente
adotada na indústria de alimentos. Neste processo, o ar, aquecido e de baixa umidade relativa,
atinge a superfície do material úmido e transfere calor, principalmente, por condução. O
líquido migra para a superfície do material e é retirado por convecção (AHMED, 2011). Desta
forma, a evaporação de água ocorre pela aplicação de calor por condução e convecção,
16
enquanto o ar forçado é aplicado para incentivar a remoção de vapor (SAGAR; SURESH,
2010).
A secagem, geralmente, ocorre em duas fases. Na fase inicial, a água livre desloca-se
para a superfície, e é facilmente removida por vaporização. Então, à medida que a secagem
progride, a remoção de água torna-se difícil, pois a fase líquida, contida no material sólido,
torna-se mais viscosa e a taxa de secagem diminui, pois maior tempo é requerido para que a
umidade interna mova-se para a superfície (ARGYROPOULOS et al., 2011; ASKARI et al.,
2009; HORSZWALD et al., 2013; NIJHUIS et al., 1998; RATTI, 2001; TSAMI et al., 1998).
Normalmente, cerca de dois terços do tempo de secagem podem ser gastos para remover o
último um terço do teor de umidade, essencialmente correspondente a moléculas de água
fracamente ligadas (ANDRES et al., 2004).
Embora o intuito da secagem seja melhorar a estabilidade dos alimentos, o
processamento térmico pode induzir a várias alterações químicas, físicas e nutricionais, tais
como encolhimento, rachaduras, rompimento da estrutura, endurecimento da casca,
deterioração da cor ou escurecimento, cristalização da celulose, degradação de pectina,
gelatinização do amido, oxidação lipídica, entre outros (SAGAR; SURESH, 2010; PATRAS
et al., 2010; RAWSON et al., 2011; SABLANI, 2006; SILVA et al, 2015).
Microbiologicamente, os produtos submetidos à secagem não sofrem alterações
prejudiciais. A redução da atividade da água, consequência da redução do teor de água livre,
embora não resulte em um produto estéril, dificulta o crescimento microbiano (RAHMAN et
al., 2000).
O valor nutricional, também, pode ser afetado pelo processamento térmico, visto que
muitas vitaminas são sensíveis ao calor. Além disso, pode haver redução do conteúdo de
compostos bioativos e da atividade antioxidante (PATRAS et al., 2010; RAWSON et al.,
2011).
Alguns autores relatam que a secagem reduz o teor de carotenoides totais, como
observado em cenoura, pimentão e batata doce (LIN et al., 1998; MINGUEZ-MOSQUERA et
al., 2000; YANG et al., 2010). Zainol et al. (2009) descreveram perdas de até 97% no
conteúdo de flavonoides em Centella asiática durante a secagem. Um importante decréscimo
de vitamina C, entre 20% a 60%, foi observado durante a secagem de vários materiais
agrícolas (LIN et al., 1998;. DEWANTO et al., 2002;. YANG et al., 2010). Katsube et al.
(2009) e Yang et al. (2010) relataram diminuição de 20 a 80% do conteúdo fenólico e
17
concentração de antocianinas durante a secagem. Sablani et al. (2011) relataram diminuição
de cerca de 70% na atividade antioxidante de amoras e framboesas após a secagem.
Os consumidores estão, cada vez mais, interessados em produtos que, mesmo
processados, mantenham suas características originais. Isto requer o desenvolvimento de
operações que minimizam os efeitos adversos de processamento. Na secagem, a temperatura
do ar, além da velocidade e da umidade relativa, é um dos fatores mais importantes que
determinam a qualidade do produto final (CHEN; MARTYNENKO, 2013; GUPTA et al.,
2011; LARRAURI et al., 1997).
A utilização de altas temperaturas, a partir de 60 a 80 °C, embora resulte em aumento
exponencial da taxa de secagem, pode induzir a degradações indesejáveis na qualidade
(KARIM; HAWLADER, 2005; RUSSO et al., 2013; SEIIEDLOU et al., 2010; VEGA-
GALVEZ et al., 2009). Baixas temperaturas, por sua vez, geralmente têm influência positiva
sobre a qualidade dos materiais biológicos (MRAD et al., 2012). Entretanto, temperaturas
excessivamente baixas requerem muito tempo de processamento, o que induz a custos
elevados e podem, também, ter efeitos prejudiciais sobre a qualidade do produto. Mrad et al.
(2012) defendem que temperaturas de 55 a 60 °C podem ser consideradas ótimas para a
qualidade de frutas e vegetais desidratados, pois, nessas condições, são alcançados níveis
aceitáveis de retenção de cor e nutrientes, tempo de secagem relativamente curto e danos
limitados da estrutura (RUSSO et al., 2013). Martínez et al. (2012), consideram que a
utilização de temperaturas inferiores a 65 ºC já evitam alterações no conteúdo de compostos
bioativos de alimentos.
Muitos autores têm observado aumento da concentração de compostos fenólicos em
produtos como batata doce e morango após a secagem, e aumento de até 40% em framboesas
vermelhas e 54% em milho doce, por exemplo (DEWANTO et al., 2002; SABLANI et al.,
2011; YANG et al., 2010). Estudos apontaram aumento de 29 a 44% na capacidade
antioxidante de frutas e legumes secos (DEL CARO et al., 2004; NICOLI et al., 1997;
NINDO et al., 2003;. SABLANI et al., 2011; DEWANTO et al., 2002). Papettl et al. (2006)
afirmam que a secagem pode aumentar ou diminuir a atividade antioxidante, dependendo da
natureza do substrato. Isto é atribuído a polifenóis em estado de oxidação intermediário (que
geralmente apresentam atividade antioxidante mais elevada do que os polifenóis não-
oxidados) e à formação de produtos de reação de Maillard, que podem atuar como pró ou
antioxidantes (MRKIC et al., 2006; NICOLI et al., 1999; PIGA et al., 2003).
18
Os efeitos da secagem devem, então, ser avaliados, no material de interesse, quando se
objetiva a utilização deste processo.
2.4 Aplicabilidade tecnológica de farinhas de coprodutos
Após a secagem de cascas, por exemplo, pode-se realizar a elaboração de farinhas ou
pós alimentícios. A Resolução – CNNPA n. 12, de 1978, define “farinha” como produto
obtido pela moagem da parte comestível de vegetais, podendo sofrer, previamente, processos
tecnológicos adequados, e sendo designado “farinha de”, seguido do nome do vegetal de
origem. Quando obtidas da moagem ou raladura dos grãos, rizomas, frutos ou tubérculos de
uma só espécie vegetal, são classificadas como farinhas simples (BRASIL, 1978).
A elaboração de farinhas consiste na moagem do material, após o processo de
secagem. O processo de moagem, outro processo antigo amplamente utilizado na indústria
alimentícia, promove a redução do tamanho das partículas sólidas, que são sujeitas a forças
mecânicas externas maiores que forças de ligação molecular internas (MURTHY et al., 1999)
e é aplicado em alimentos para elaborar pós e micro pós (cujo tamanho de partícula é inferior
a 10 mm) (GUO et al., 2012; WU et al, 2007; ZHAO et al., 2009).
Pós alimentícios são largamente utilizados nos processos de transformação das
matérias-primas agrícolas em alimentos e como produtos intermediários no processo de
elaboração de alimentos, o que se justifica pelas suas características, comuns a todos os
produtos secos, e, ainda, pela facilidade de utilização, já que, geralmente, requer uma etapa de
reidratação simples ou a incorporação direta aos outros elementos das receitas (CUQ et al.,
2011). Wolfe e Liu (2003) afirmaram que ingredientes valiosos podem ser originados a partir
da secagem e moagem de cascas de vegetais, sem que haja perdas significativas de
fitoquímicos.
A elaboração e a caracterização de farinhas, a partir de coprodutos de frutas, têm sido
objeto de inúmeros estudos, que apontam boas características nutricionais e potencial para sua
aplicação como ingredientes em alimentos, como observado por López-Vargas et al. (2013)
em farinha de coprodutos de maracujá; Huang et al. (2011), em farinha de casca de abacaxi e
Henríquez et al. (2010), em farinha de casca de maçã. Santos et al. (2014) observaram que a
farinha de casca de mamão apresentou bons níveis de fibras, cinzas, compostos fenólicos e
vitamina C.
19
Diaz-Vela et al. (2013) reportaram que a farinha de casca de abacaxi apresentou
efeitos prebióticos satisfatórios à aplicação na fermentação, e Sah et al. (2016) reportaram que
a incorporação de farinha de casca de abacaxi em iogurte, além de exibir efeitos prebióticos,
aumentou as atividades antioxidante e antimutagênica do produto.
Espírito Santo et al. (2012) observaram que farinhas elaboradas a partir de cascas de
maçã, banana e maracujá melhoraram o perfil de ácidos graxos de iogurtes probióticos e
apontaram que estas farinhas são adequadas para o desenvolvimento de novos produtos
lácteos fermentados, já Moraes et al. (2013) estudaram a aplicação de coprodutos de laranja
como um substituto de gordura em sorvetes, e observaram redução de 70% do teor de
gordura, sem causar alterações significativas na cor, odor e textura do produto. Observa-se,
portanto, o grande potencial de aplicação de farinhas elaboradas a partir de coprodutos de
frutas em alimentos.
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29
*Autor para correspondência. E-mail: [email protected]
Artigo a ser submetido à Food Chemistry, sendo apresentado segundo as normas de publicação da revista.
PARTE 2
ARTIGO 1: PROPRIEDADES NUTRICIONAIS DE COPRODUTOS DE FRUTAS
SUBMETIDOS À SECAGEM
Daniela Weyrich Ortiza, Lismaíra Gonçalves Caixeta Garcia
a, Eduardo Ramirez Asquieri
b,
Clarissa Damiania*
aDepartamento de Engenharia de Alimentos, Escola de Agronomia, Universidade Federal de Goiás, Rodovia
Goiânia/ Nova Veneza, KM 0, CEP 74690-900, Goiânia, GO, Brasil.
bFaculdade de Farmácia, Universidade Federal de Goiás, Rua 240, s/n, Setor Leste Universitário, CEP 74605-
170, Goiânia, GO, Brasil.
RESUMO
Coprodutos de frutas, constituídos por cascas, sementes e polpas, descartados durante o
processamento industrial, contêm grande quantidade de compostos nutricionais benéficos à
saúde, entretanto, o alto teor de umidade limita sua utilização. A secagem é uma alternativa de
aproveitamento, de baixo custo, e grande potencial de uso. Objetivou-se avaliar a composição
proximal, o valor energético total, o teor de compostos fenólicos, a atividade antioxidante in
vitro e os teores de carotenoides totais, antocianinas totais e vitamina C de cascas de abacaxi
(Ananas comosus), banana (Musa sp.), lichia (Litchi chinensis) e mamão (Carica papaya), in
natura e submetidas à secagem em estufa, a 55 ºC, para a elaboração de farinhas. Os teores de
compostos fenólicos, carotenoides totais, antocianinas totais, vitamina C e a atividade
antioxidante das farinhas, também, foram significativamente superiores aos observados nas
cascas, indicando que o processo de secagem promoveu a concentração destes componentes, e
constitui-se em excelente alternativa para o aproveitamento destes coprodutos como fonte de
nutrientes.
Palavras-chave: Ananas comosus, Musa sp., Litchi chinensis, Carica papaya.
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ABSTRACT
Fruit coproducts fruit, made of peels, seeds and pulp, discarded during the industrial
processing, contain lots of health beneficial compounds, however, high moisture content
limits its use. Drying is a low cost and great potential alternative for using. This study aimed
to evaluate the proximal composition, energy value, phenolic compounds content, in vitro
antioxidant activity and total carotenoid, anthocyanins and vitamin C contents of pineapple
(Ananas comosus), banana (Musa sp.), lychee (Litchi chinensis) and papaya (Carica papaya)
peels, fresh and oven dried at 55 °C. Phenolic compounds, total carotenoids, anthocyanins,
vitamin C contents and the antioxidant activity of flours, were also significantly higher,
indicating that the drying process promoted the concentration of these components, and
constitute an excellent alternative to use these coproducts as a source of nutrients.
Keywords: Ananas comosus, Musa sp., Litchi chinensis, Carica papaya.
1 INTRODUÇÃO
O consumo de frutas tem tornado-se cada vez mais importante na nutrição humana,
devido à sua composição em nutrientes e aos efeitos potencialmente benéficos à saúde
(Feliciano et al., 2010). Elas podem ser consumidas frescas ou processadas, por exemplo, sob
a forma de sucos, polpas, geleias, entre outros.
Durante o processamento, várias partes de frutas e vegetais, como cascas, talos,
sementes e bagaço, são removidas, o que resulta em considerável perda nutricional, pois estas
partes contêm grandes quantidades de compostos nutricionais (Ayala-Zavala, Rosas-
Dominguez, Vega-Vega & Gonzalez-Aguilar, 2010). Coprodutos de frutas são as cascas,
sementes e polpas não utilizadas, gerados por diferentes etapas do processo industrial e que,
normalmente, não têm mais uso e são descartados (Ajila, Bhat & Rao, 2007).
A quantidade de coprodutos, que resulta do processamento de frutas, pode aproximar-
se, ou mesmo exceder, a do produto final. Para mamão, abacaxi e manga, por exemplo, os
coprodutos podem representar até 60% do peso do fruto (Ayala-Zavala et al., 2010).
O problema do descarte de coprodutos pode ser atenuado por meio do seu
processamento e, com isso, da obtenção de produtos com valor agregado (Ayala-Zavala et al.,
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2010). Processos de recuperação de coprodutos de frutas e vegetais e extração de compostos
que podem ser aplicados como aditivos alimentares foram amplamente desenvolvidos, como
revisto por Ayala-Zavala et al. (2011).
Além disso, estudos têm mostrado que estes materiais podem ser utilizados como
ingredientes para alimentos funcionais, uma vez que são ricos, por exemplo, em fibras
alimentares e compostos antioxidantes (Sun-Waterhouse, Teoh, Massarotto, Wibisono &
Wadhwa, 2010; Aziz, Wong, Bhat, & Cheng 2012). Para tanto, é necessário melhor
conhecimento sobre as partes não comumente consumidas de frutas, bem como sua
caracterização química, o que pode contribuir para a melhor utilização destes materiais
(Abdennacer, Karim, Yassine, Nesrine, Mouna & Mohamed, 2015).
Morais et al. (2015) reportaram que, comparando-se os teores de compostos fenólicos
em polpas, sementes e cascas in natura, os maiores valores foram encontrados nas cascas.
Este resultado está de acordo com o trabalho de Ayala-Zavala et al. (2011), que relataram que
o teor de compostos funcionais, em frutos, está localizado, preferencialmente, na casca e nas
sementes e, em menor grau, na polpa. Silva et al. (2014) reafirmam que coprodutos
agroindustriais são boas fontes de compostos bioativos e a exploração destes materiais,
abundantes e de baixo custo, poderia ser antecipada pelas indústrias farmacêutica e de
alimentos, com oportunidades de desenvolvimento de novos produtos nutracêuticos e/ou
farmacêuticos, redução de resíduos industriais e de custos, proporcionando impactos
econômico e ambiental positivos.
As cascas de frutas têm utilização limitada, pois seu alto teor de umidade favorece a
proliferação de microrganismos e a degradação dos compostos químicos (Torres, Díaz-
Maroto, Hermosín-Gutiérrez & Pérez-Coello, 2010). O processo de secagem representa
alternativa de conservação, pois permite a redução de peso, o que diminui os custos com
transporte e embalagem; prolonga a vida útil do produto, pela redução do teor de água; e
aumenta o potencial de utilização integral de frutas e de desenvolvimento de novos produtos
(Zambrano-Zaragoza, Mercado-Silva, Ramirez-Zamorano, Cornejo-Villegas, Gutiérrez-
Cortez, & Quintanar-Guerrero, 2013; Queiroz, Abreu, Santos & Simão, 2015).
O uso de farinhas, elaboradas pela secagem de frutas, tem assumido grande
importância e atraído atenção da indústria alimentícia e dos consumidores (Alves & Perrone,
2015) e representam alternativa de aproveitamento para coprodutos industriais (Queiroz et
al., 2015), como as cascas de frutas.
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Diante disso, objetivou-se avaliar os compostos nutricionais presentes em cascas de
abacaxi, banana, lichia e mamão, submetidas à secagem, para a elaboração de farinhas.
2 MATERIAL E MÉTODOS
2.1 Material
Foram utilizadas cascas de abacaxi, banana, lichia e mamão. Frutos maduros de
abacaxi (Ananas comosus), banana (Musa sp.) e mamão (Carica papaya) foram cedidos pela
CEASA – GO (Centrais de Abastecimento do Estado de Goiás) e transportados, em bandejas
de policloreto de vinila (PVC), até o Laboratório de Química e Bioquímica de Alimentos, da
Faculdade de Farmácia, da Universidade Federal de Goiás. Os frutos foram selecionados,
quanto à ausência de defeitos, lavados com sabão neutro e água corrente, sanitizados com
solução de hipoclorito de sódio a 100 µL L-1
, por 15 minutos, e drenados. Posteriormente, os
frutos foram descascados, manualmente, com auxílio de faca. As cascas de abacaxi, banana e
mamão foram acondicionadas em embalagens de polietileno de baixa densidade (PEBD) e
encaminhados para as análises químicas.
Cascas de lichia (Litchi chinensis), previamente sanitizadas, descartadas de
processamento de polpas de frutas, foram cedidas pela empresa Frutos do Brasil. As cascas
foram acondicionadas em embalagens de polietileno de baixa densidade, transportadas até o
Laboratório de Química e Bioquímica de Alimentos, da Faculdade de Farmácia, da
Universidade Federal de Goiás, e encaminhadas para as análises químicas.
Aproximadamente dois terços da quantidade total de cascas de cada fruto foram
submetidos à secagem. O processo foi realizado em estufa com circulação forçada de ar, à
temperatura de 55 ºC, até peso constante.
Após a secagem, as cascas foram trituradas em micro moinho de facas tipo Willye
(Tecnal, TE-648), resultando em quatro amostras, que foram codificadas como FCA (farinha
de casca de abacaxi), FCB (farinha de casca de banana), FCL (farinha de casca de lichia) e
FCM (farinha de casca de mamão). A quantidade restante de cascas, codificadas como CA
(casca de abacaxi), CB (casca de banana), CL (casca de lichia) e CM (casca de mamão), foi
utilizada, in natura, como controle, para as análises químicas.
2.2 Métodos
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2.2.1 Determinação da composição proximal
O teor de umidade foi determinado pelo método de secagem em estufa a 105 °C, até
peso constante; a determinação de cinzas foi realizada pelo método gravimétrico de
incineração, em forno mufla a 550 ºC e o nitrogênio foi determinado pelo método de Kjeldahl,
considerando-se o fator de conversão para proteína bruta de 6,25, de acordo com a AOAC
(2012). O teor de lipídios totais foi determinado pelo método de Bligh e Dyer (1959) e o teor
de carboidratos totais foi calculado por diferença, subtraindo-se de cem os valores obtidos
para umidade, cinzas, proteínas e lipídios, como proposto pela AOAC (2012). Os resultados
foram expressos em g por 100 g de amostra.
2.2.2 Determinação do valor energético total
O valor energético total (VET) foi estimado, considerando-se os fatores de conversão
de Atwater e Woods (1896), de 4 kcal g-1 para proteínas e carboidratos, e 9 kcal g
-1 para
lipídios. Os resultados foram expressos em kcal por 100 g de amostra.
2.2.3 Obtenção dos extratos etéreos, etanólicos e aquosos para determinação de
compostos fenólicos e atividade antioxidante in vitro
Os compostos fenólicos e antioxidantes presentes nas amostras foram extraídos,
sequencialmente, por solventes de diferentes polaridades. Homogeneizou-se, sob agitação e
ao abrigo da luz, 2,5 g de amostra com solução extratora de éter etílico, na proporção
1:20 (m/v), durante 1 hora, em agitador magnético, à temperatura ambiente. A solução foi
filtrada em papel filtro Whatman nº 1, transferida para balão volumétrico e o volume final foi
ajustado para o volume de solução extratora, utilizado inicialmente. O resíduo foi recuperado
e utilizado para a obtenção dos extratos subsequentes, usando álcool etílico e água destilada
como solventes, na mesma proporção e seguindo o mesmo procedimento. Então, os extratos
foram acondicionados em frascos de vidro âmbar e armazenados em freezer, a -18 ºC, até a
realização das análises de compostos fenólicos totais e atividade antioxidante in vitro.
2.2.4 Determinação de compostos fenólicos
A quantificação de compostos fenólicos, nos extratos etéreos, etanólicos e aquosos, foi
realizada utilizando-se o reagente de Folin-Ciocalteau, conforme metodologia descrita por
Waterhouse (2002), com leitura em espectrofotômetro digital (Rayleigh, UV-1800), a 750 nm.
34
Baseou-se no estabelecimento de uma curva padrão de ácido gálico, na faixa de 5 a 50 mg L-1
.
Os resultados foram expressos em mg de equivalentes de ácido gálico (EAG) por 100 g de
amostra.
2.2.5 Determinação da atividade antioxidante in vitro
A determinação da atividade antioxidante in vitro, nos extratos etéreos, etanólicos e
aquosos, foi realizada por três métodos. A atividade antioxidante in vitro, pelo método
ABTS (2,2´-azinobis(3-etilbenzotiazolina-6-ácido sulfônico)), foi determinada conforme a
metodologia descrita por Rufino et al. (2007). A absorbância foi medida em
espectrofotômetro (Rayleigh UV-1800) a 734 nm, no tempo de 6 minutos após a adição da
amostra. Baseou-se no estabelecimento de curva padrão de Trolox, de 100 a 2000 µM, e os
resultados foram expressos em µmol de equivalentes de Trolox por grama de amostra.
A atividade antioxidante in vitro, pelo método de redução do ferro – FRAP (Ferric
Reducing Antioxidant Power), foi realizada conforme metodologia descrita por Rufino et al.
(2006). A absorbância foi medida em espectrofotômetro (Rayleigh UV-1800) a 593 nm.
Baseou-se no estabelecimento de curva padrão de sulfato ferroso (FeSO4), de 500 a 2000 µM,
e os resultados foram expressos em µmol de FeSO4 por grama de amostra.
A atividade antioxidante in vitro, pelo método DPPH (2,2-difenil-1-picrilhidrazil), foi
realizada de acordo com metodologia descrita por Brand-Williams, Cuvelier e Berset (1995),
com modificações segundo Borguini e Torres (2009). O grau de descoloração do radical
DPPH, pela ação dos antioxidantes presentes nos extratos, utilizando-se concentração de 0,2
mg g-1
, foi avaliado em espectrofotômetro (Rayleigh UV-1800) a 517 nm, após 20 minutos de
reação. Os resultados foram expressos em % de descoloração do radical DPPH.
2.2.6 Determinação de carotenoides totais
A determinação do teor de carotenoides totais, nas amostras CA, CB, CM, FCA, FCB
e FCM, foi efetuada de acordo com a metodologia descrita por Higby (1962),
homogeneizando-se 10 g de amostra com 40 mL de solução extratora de álcool
isopropílico:hexano (3:1). O conteúdo foi transferido para funil de separação de 125 mL,
envolto em papel alumínio, ao qual foram adicionados 50 mL de água destilada. Deixou-se
em repouso por 30 minutos, seguindo-se a lavagem do material, e repetindo o processo por
três vezes. O conteúdo foi filtrado, utilizando-se algodão pulverizado com sulfato de sódio
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anidro, para um balão volumétrico de 50 mL, envolto com papel alumínio, ao qual foram
adicionados 5 mL de acetona e o volume foi completado com hexano. Procedeu-se a leitura
dos carotenoides em espectrofotômetro (Rayleigh, UV-1800) a 450 nm. Para o cálculo,
utilizou-se a Equação 1:
Carotenoides = A x 100
250 x L x W (Equação 1)
na qual, A = absorbância lida, L = largura da cubeta e W = quociente original entre a amostra
inicial e o volume final da diluição. O resultado foi expresso em mg de carotenoides totais por
100 g de amostra.
2.2.7 Determinação de antocianinas totais
O conteúdo de antocianinas totais, nas amostras CL e FCL, foi determinado pelo
método colorimétrico descrito por Lees e Francis (1972), com adaptações realizadas por
Barcia, Pertuzatti, Jacques, Godoy e Zambiazi (2012). Para a extração dos compostos
antociânicos, adicionou-se 25 mL de solução de etanol com pH 1, a 1 g de amostra. A solução
permaneceu em repouso por 1 hora, a temperatura ambiente e, então, foi filtrada. Em seguida,
a leitura da absorbância foi efetuada em espectrofotômetro digital (Rayleigh UV-1800) a 535
nm. A quantificação de antocianinas totais baseou-se no coeficiente de extinção molar da
cianidina-3-glicosídio, que representa a principal antocianina presente em frutos. Para o
cálculo, utilizou-se a Equação 2:
A = ε x C x l (Equação 2)
na qual: A = absorbância lida, Ɛ = coeficiente de absorção molar, C = concentração em mol
L-1
e l = caminho óptico em cm. O resultado foi expresso em mg de cianidina-3-glicosídio por
100 g de amostra.
2.2.8 Determinação de vitamina C
A concentração de vitamina C foi determinada pelo método colorimétrico, descrito por
Strohecker e Henning (1967). Realizou-se a extração em ácido oxálico, sob agitação e, após
filtração, a quantificação foi realizada, empregando-se o 2,4-dinitrofenilhidrazina, utilizando-
se o ácido ascórbico como padrão. O resultado foi expresso em mg de ácido ascórbico por 100
g de amostra.
2.2.9 Análise estatística
36
O experimento foi conduzido em delineamento inteiramente casualizado. As análises
foram realizadas em triplicata, em quatro repetições. Os resultados foram submetidos à
análise de variância (ANOVA), utilizando o software estatístico SISVAR. As médias obtidas
para cascas e farinhas foram comparadas pelo teste T, e as médias obtidas para os diferentes
extratos avaliados (etéreo, etanólico e aquoso), em cada análise, foram comparadas pelo teste
Tukey, utilizando nível de significância de 5%. Os valores foram expressos em média ±
desvio-padrão. As correlações entre os dados obtidos foram calculadas, por meio do
coeficiente de correlação de Pearson (r).
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Os resultados de composição proximal e valor energético total das amostras avaliadas
estão apresentados na Tabela 1.
A umidade é um dos parâmetros mais importantes para a estabilidade das farinhas
durante o armazenamento. As farinhas elaboradas neste estudo obedeceram ao padrão
estabelecido na legislação brasileira vigente (15 g 100 g-1
) (Brasil, 2005), e apresentaram
valores, evidentemente, menores que os observados nas cascas.
Os teores de cinzas das cascas de abacaxi, banana e mamão (4,83 ± 0,31, 12,82 ±
10,60, 11,51 ± 0,09, respectivamente) foram significativamente superiores aos de suas
farinhas (4,36 ± 0,04, 10,60 ± 0,17, 10,64 ± 0,05).
Não houve diferenças signitificativas nos teores de proteínas das cascas e farinhas de
abacaxi, lichia e mamão (5,75 ± 0,38, 4,12 ± 0,33, 16,60 ± 1,05 para cascas e 5,34 ± 0,09,
4,89 ± 0,86, 16,30 ± 1,26 para farinhas, respectivamente). Segundo a legislação brasileira,
para que um produto seja considerado fonte de proteína, ele deve conter um mínimo de 6 g de
proteína por porção, que para farinhas, de todos os tipos, corresponde a 50 g (Brasil, 2012;
Brasil, 2003), o que permite considerar a FCM uma fonte de proteínas.
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Tabela 1. Composição proximal e valor energético total de cascas in natura de abacaxi, banana, lichia, mamão e suas respectivas farinhas
(base seca).
CA FCA CB FCB CL FCL CM FCM
Umidade 82,05a ± 0,09 5,36
b ± 0,06 85,19
a ± 0,34 9,25
b ± 0,17 71,11
a ± 0,35 8,45
b ± 0,11 89,83
a ± 0,05 14,18
b ± 0,21
Cinzas 4,83a ± 0,31 4,36
b ± 0,04 12,82
a ± 0,59 10,60
b ± 0,17 2,75
b ± 0,09 3,36
a ± 0,07 11,51
a ± 0,09 10,64
b ± 0,05
Proteínas 5,75 a ± 0,38 5,34
a ± 0,09 9,60
a ± 0,40 7,93
b ± 0,71 4,12
a ± 0,33 4,89
a ± 0,86 16,60
a ± 1,05 16,30
a ± 1,26
Lipídios 2,14a ± 0,12 1,69
b ± 0,18 10,08
a ± 0,14 9,39
b ± 0,26 3,75
a ± 0,27 3,01
b ± 0,13 3,64
a ± 0,10 2,70
b ± 0,03
Carboidratos 87,27b ± 0,46 88,60
a ± 0,18 67,50
b ± 0,73 72,00
a ± 0,76 89,38
a ± 0,30 88,74
a ± 0,86 68,26
b ± 1,12 70,36
a ± 1,27
VET 391,39a ± 1,10 391,01
a ± 1,00 399,12
b ± 2,70 404,54
a ± 1,43 407,74
a ± 1,16 401,60
b ± 0,73 372,14
a ± 0,63 370,95
b ± 0,30
Valores expressos por meio de média ± desvio padrão, em g por 100 g de amostra. CA = casca de abacaxi. FCA = farinha de casca de abacaxi. CB = casca de banana.
FCB = farinha de casca de banana. CL = casca de lichia. FCL = farinha de casca de lichia. CM = casca de mamão. FCM = farinha de casca de mamão. VET = Valor
energético total. Letras minúsculas iguais, na mesma linha, para cada amostra e sua farinha, não diferem estatisticamente entre si pelo teste T (p < 0,05).
38
Os teores de lipídios das farinhas avaliadas (1,69 ± 0,18, 9,39 ± 0,26, 3,01 ± 0,13 e
2,70 ± 0,03, para FCA, FCB, FCL e FCM, respectivamente) foram significativamente
menores que os das cascas (2,14 ± 0,12, 10,08 ± 0,14, 3,75 ± 0,27 e 3,64 ± 0,10, para CA, CB,
CL e CM, respectivamente).
Os teores de carboidratos variaram de 67,50 ± 0,73 a 89,38 ± 0,30, e representaram os
componentes químicos majoritários das amostras avaliadas. As farinhas apresentaram níveis
de carboidratos significativamente superiores aos das cascas, com exceção de CL e FCL, que
não apresentaram diferença estatística significativa. Alimentos ricos em carboidratos podem
ser utilizados para enriquecer energeticamente a alimentação, seja pelo consumo direto ou
através da inclusão no desenvolvimento de novos produtos (Abud & Narain, 2009).
É importante lembrar que o teor de carboidratos é representado pelo amido, celulose,
hemicelulose, lignina, pectina e outros biopolímeros presentes em cascas de frutas e, portanto,
os teores de fibras das amostras avaliadas estão incluídos nos valores encontrados para
carboidratos totais.
Os teores de compostos fenólicos das cascas e farinhas avaliadas estão apresentados na
Tabela 2. O éter etílico não promoveu a extração dos compostos fenólicos presentes nas
amostras, portanto, os valores apresentados referem-se aos extratos etanólicos e aquosos. A
melhor solubilização em etanol e água está de acordo com o que afirmam Fu et al. (2011), de
que estes são, normalmente, os solventes mais utilizados para a extração de fenóis em
materiais vegetais.
Os resultados demonstraram que o teor de compostos fenólicos foi, significativamente,
maior nas farinhas, em comparação com as cascas, indicando a concentração dos compostos
fenólicos durante a secagem. Embora o extrato etanólico da casca de banana tenha
apresentado teor de compostos fenólicos insuficiente para a correta quantificação, o resultado
encontrado para a farinha de casca de banana indica a presença destes compostos na amostra.
Nunes et al. (2016), em trabalho sobre o efeito da secagem sobre compostos presentes
em goiabas, identificaram maior diversidade de compostos fenólicos nas frutas em pó do que
nas frutas frescas, o que também foi atribuído à concentração dos componentes, causada pela
perda de água, durante o processo de secagem.
Diversos fatores que influenciam os níveis de compostos bioativos em frutas e seus
derivados, tais como o tipo de cultivo, clima, variedade e época do ano (Deng, West &
Jensen, 2010).
39
Tabela 2. Teor de compostos fenólicos e atividade antioxidante in vitro de cascas de abacaxi, banana, lichia, mamão e suas respectivas farinhas.
CA FCA CB FCB CL FCL CM FCM
Compostos fenólicos totais*
Extrato etéreo - - - - - - - -
Extrato etanólico 86,33bA ± 10,71 153,90aB ± 8,72 - 141,69B ± 6,97 198,98bA ± 15,55 214,37aB ± 14,92 110,22bA ± 16,64 136,53aB ± 5,45
Extrato aquoso 76,91bB ± 0,42 328,41aA ± 5,10 51,70b ± 0,76 272,71aA ± 4,98 47,44bB ± 0,65 443,60aA ± 6,72 86,21bB ± 0,82 532,33aA ± 8,07
Atividade antioxidante – ABTS**
Extrato etéreo 7,88bC ± 0,68 12,41aC ± 0,72 7,63bB ± 0,63 14,82aC ± 2,09 11,47bC ± 0,72 26,36aB ± 2,95 11,60bC ± 0,76 13,79aC ± 0,71
Extrato etanólico 12,67bB ± 0,65 17,83aB ± 1,29 7,99bB ± 0,88 20,87aB ± 0,73 21,04bB ± 1,79 31,34aA ± 0,91 18,49bB ± 0,86 20,01aB ± 1,08
Extrato aquoso 15,47bA ± 0,48 23,80aA ± 0,69 15,00bA ± 1,45 24,86aA ± 2,00 24,86aA ± 2,00 21,94bC ± 1,22 19,50bA ± 0,62 28,27aA ± 1,36
Atividade antioxidante – FRAP***
Extrato etéreo 12,33bC ± 0,68 14,38aC ± 0,95 3,42bC ± 0,50 25,11aA ± 1,43 20,76aA ± 1,75 18,45bB ± 1,48 12,09aC ± 1,16 11,23bC ± 1,24
Extrato etanólico 23,00aB ± 1,91 17,60bB ± 1,29 5,83bB ± 0,39 24,90aA ± 2,04 20,03aA ± 0,99 19,87aB ± 2,09 23,34aA ± 1,56 15,05bB ± 1,49
Extrato aquoso 24,92bA ± 0,45 80,86aA ± 1,22 15,83bA ± 0,83 21,50aB ± 1,12 17,80bB ± 0,18 31,57aA ± 0,94 15,83bB ± 0,83 63,73aA ± 2,26
Atividade antioxidante – DPPH****
Extrato etéreo 7,23aB ± 0,72 4,93bC ± 0,85 - 6,74A ± 1,17 18,81aB ± 1,35 17,77aA ± 3,45 2,75bC ± 0,51 6,73aB ± 0,45
Extrato etanólico 5,46bB ± 0,78 6,74aB ± 0,71 9,88aB ± 1,37 5,33bB ± 0,75 18,08aB ± 1,70 4,11bC ± 0,74 38,75aA ± 4,31 4,66bC ± 0,74
Extrato aquoso 41,10aA ±3,91 13,55bA ± 2,45 36,07aA ± 5,97 6,76bA ± 1,12 20,44aA ± 20,44 8,98bB ± 0,85 20,60aB ± 13,46 9,99bA ± 1,24
Valores expressos por meio de média ± desvio padrão, em *mg de equivalentes de ácido gálico (EAG) por 100 g de amostra, **µmol de equivalentes de de Trolox por g de amostra, ***µmol de FeSO4 por g de amostra e ****% de descoloração do radical DPPH. CA = casca de abacaxi. FCA = farinha de casca de abacaxi. CB = casca de banana. FCB = farinha de casca de banana. CL = casca de lichia. FCL = farinha de casca de lichia.
CM = casca de mamão. FCM = farinha de casca de mamão. Letras minúsculas iguais, na mesma linha, para cada amostra e sua farinha, não diferem estatisticamente entre si pelo teste T (p < 0,05). Letras maiúsculas,
iguais na mesma coluna, para cada análise, não diferem estatisticamente entre si pelo teste Tukey (p < 0,05).
40
Comparando-se os extratos, observou-se que, para as cascas, o etanol apresentou
melhor poder de extração de compostos fenólicos que a água. Já para as farinhas, a água
apresentou melhor poder de extração que o etanol. Isto pode ser explicado porque, com a
perda de água, ocorre, também, rearranjo das moléculas que compõem o material, o que pode
modificar suas propriedades, entre elas, a solubilidade.
A atividade antioxidante in vitro das amostras, cujos resultados estão apresentados na
Tabela 2, foi avaliada utilizando-se três métodos. Para o ensaio ABTS, à exceção dos extratos
aquosos de CL e FCL, a atividade antioxidante foi, significativamente, maior nas farinhas, em
comparação com as amostras in natura. Os extratos aquosos apresentaram, com exceção da
FCL, melhor atividade antioxidante.
Nunes et al. (2016), também, observaram aumento da atividade antioxidante de
goiabas submetidas à secagem em estufa. Os autores justificaram os resultados pela mudança
no perfil de fenólicos ocasionada pela secagem, provocando ampla variação da atividade
antioxidante dos compostos individuais. O calor induz inúmeras reações químicas, tal como a
reação de Maillard, a degradação de Strecker, e a hidrólise de ésteres e glicosídeos, que levam
à geração de novos compostos antioxidantes, conforme justificado por Tian et al. (2016), que
perceberam aumento na atividade antioxidante de amostras submetidas ao cozimento.
Para o ensaio FRAP, a atividade antioxidante foi, significativamente, maior nas
farinhas, com exceção dos extratos etanólicos de CA e FCA, bem como dos extratos etéreos e
etanólicos de CL, FCL, CM e FCM. Os extratos aquosos apresentaram, também, melhor
atividade antioxidante, com exceção da FCB, CL e CM.
Já para o método do DPPH, observou-se o comportamento inverso. A atividade
antioxidante das cascas foi, significativamente, superior à das farinhas, com exceção do
extrato etanólico de CA e FCA e do extrato etéreo de CM e FCM. Os extratos aquosos, exceto
para FCL e CM, apresentaram atividade antioxidante significativamente maior.
De acordo com Halliwell (1996), os efeitos defensivos de antioxidantes naturais, em
frutas e vegetais, estão relacionados a três grandes grupos: ácido ascórbico e compostos
fenólicos, como antioxidantes hidrofílicos, e carotenoides, como antioxidantes lipofílicos. A
atividade antioxidante de frutas é influenciada, entretanto, por aspectos ambientais,
maturação, variedade da fruta, uso de solventes e modo de extração empregado (Muniz,
Queiroz, Figueirêdo & Duarte, 2006). Almeida et al. (2011) ressaltam que a atividade
antioxidante de frutas é influenciada, também, pela ação dos diferentes compostos
antioxidantes presentes e pela possibilidade de efeitos sinergísticos e antagônicos entre eles.
41
Tabela 3. Teores de carotenoides totais, antocianinas totais e vitamina C em cascas de abacaxi, banana, lichia, mamão e suas respectivas farinhas.
CA FCA CB FCB CL FCL CM FCM
Carotenoides* 0,009b ± 0,00 0,03a ± 0,00 0,003b ± 0,00 0,04a ± 0,00 - - 0,06b ± 0,00 0,13a ± 0,00
Antocianinas** - - - - 1,25b ± 0,14 9,57a ± 0,07 - -
Vitamina C*** 571,55b ± 43,53 2823,56a ± 135,97 272,03b ± 36,09 1203,41a ± 50,87 347,87b ± 15,02 2110,23a ± 210,90 210,62b ± 32,29 2331,13a ± 257,57
Valores expressos por meio de média ± desvio padrão, em *mg de carotenoides totais, **mg de cianidina-3-glicosídeo, e ***mg de ácido ascórbico, por 100 g de amostra.
CA = casca de abacaxi. FCA = farinha de casca de abacaxi. CB = casca de banana. FCB = farinha de casca de banana. CL = casca de lichia. FCL = farinha de casca de
lichia. CM = casca de mamão. FCM = farinha de casca de mamão. Letras iguais, na mesma linha, para cada amostra e sua respectiva farinha, não diferem entre si pelo teste
T (p < 0,05).
42
A quantificação de carotenoides totais, cujos resultados estão apresentados na Tabela
3, foi realizada nas amostras, com exceção da CL e FCL, nas quais a obtenção dos extratos
não foi possível. Observou-se incremento, significativo, no teor de carotenoides totais nas
farinhas, o que indica que o processamento térmico não promoveu degradação destes
componentes, e que estes foram concentrados em razão da perda de água.
A quantificação de antocianinas totais foi realizada nas amostras CL e FCL, em razão
de sua coloração, característica da presença deste pigmento. Os valores, apresentados na
Tabela 3, demonstram que o teor de antocianinas da farinha (9,57 mg 100 g-1
) foi superior ao
da casca (1,25 mg 100 g-1
) de lichia, o que indica a concentração deste pigmento durante a
secagem.
Queiroz, Abreu, Santos e Simão (2015), em estudo sobre a composição de farinhas de
cascas de lichias, obtiveram teor de antocianinas de 99,55 mg 100 g-1
, superior ao encontrado
neste trabalho. A diferença pode ser explicada pelo escurecimento da casca de lichia, e
consequente perda da cor vermelha característica, logo após a colheita, que tem sido atribuído
à rápida degradação de antocianinas, à rápida perda de umidade e à atividade de enzimas
oxidativas como polifenoloxidases e peroxidases (Lima, Abreu, Asmar, Corrêa & Santos,
2010).
Os teores de vitamina C (Tabela 3) das farinhas avaliadas foram até 10 vezes
superiores aos encontrados nas cascas. Devido à sensibilidade da vitamina C ao calor,
esperava-se a alta degradação deste nutriente (Guiamba, Ahrné, Khan & Svanberg, 2016),
entretanto, os resultados demonstraram concentração desta vitamina nas amostras submetidas
à secagem, na temperatura avaliada.
Os valores encontrados foram superiores aos de frutas in natura tradicionais, como
morango (71,80 mg 100g-1
), goiaba (218 mg 100g-1
), caju (219 mg 100g-1
) e acerola (1457,69
mg 100g-1
), esta última considerada fonte de vitamina C (Freire, Abreu, Rocha, Corrêa &
Marques, 2013).
A correlação entre o teor de compostos fenólicos, carotenoides, antocianinas, vitamina C, e as
atividades antioxidantes in vitro, pelos métodos ABTS, FRAP e DPPH, foi estabelecida, por
meio do teste de correlação de Pearson, para determinar os principais contribuintes para a
atividade antioxidante das cascas (Figura 1) e das farinhas (Figura 2). Observou-se que os
compostos fenólicos foram os principais microcomponentes que contribuíram para a atividade
antioxidante das cascas de abacaxi e lichia. A vitamina C, por sua vez, foi o principal
contribuinte para a atividade antioxidante das cascas de banana e mamão e das farinhas de
43
lichia e mamão. A atividade antioxidante da farinha de mamão também foi influenciada pelo
teor de carotenoides.
Os resultados demonstraram que os microcomponentes que contribuíram com a
atividade antioxidante variaram em relação às amostras e aos métodos de análise. Isto decorre
da presença de outros componentes, bem como da constituição química das amostras, pois a
atividade antioxidante pode ser um coeficiente de vários componentes, que podem ter, ainda,
efeitos sinergísticos ou antagônicos.
(a)
(b)
ABTS FRAP DPPH ABTS FRAP DPPH
FRAP 0,3433 FRAP 0,2832
DPPH 0,2958 0,0129 DPPH -0,5689 -0,0186
Fenólicos 0,4877* 0,3025 0,0420 Fenólicos -0,4371 0,0027 0,2994
Carotenoides 0,2515 0,0064 0,1131 Carotenoides 0,0447 -0,4359 0,3404
Vitamina C -0,5959 0,0370 -0,2561 Vitamina C -0,4272 0,4278* 0,5822
*
(c)
(d)
ABTS FRAP DPPH ABTS FRAP DPPH
FRAP 0,0432 FRAP 0,2315
DPPH 0,3955 -0,2698 DPPH 0,6571* 0,0778
Fenólicos -0,1713 0,6134* 0,0769 Fenólicos 0,2133 0,1086 0,3291
Carotenoides 0,0223 -0,3868 -0,0195 Carotenoides -0,1437 -0,5102 -0,0753
Vitamina C 0,0520 -0,3308 0,3683 Vitamina C 0,4860* -0,2387 0,1309
Figura 1. Coeficientes de correlação de Pearson para cascas de abacaxi (a), banana (b), lichia (c) e mamão (d).
*Significativo, a p < 0,05.
44
(a)
(b)
ABTS FRAP DPPH ABTS FRAP DPPH
FRAP -0,1290 FRAP -0,1922
DPPH 0,2979 -0,2013 DPPH -0,2541 -0,0479
Fenólicos -0,2795 -0,2362 0,1829 Fenólicos -0,0699 -0,5971 0,3043
Carotenoides -0,0895 0,0234 0,0756 Carotenoides -0,2256 -0,6719 0,3059
Vitamina C -0,1527 -0,5623 0,3283 Vitamina C -0,2112 0,2767 0,3757
(c)
(d)
ABTS FRAP DPPH ABTS FRAP DPPH
FRAP 0,1602 FRAP 0,1343
DPPH 0,5061* -0,3960 DPPH 0,4780
* 0,1958
Fenólicos 0,0671 -0,3232 0,2383 Fenólicos 0,1811 -0,1832 0,3120
Carotenoides -0,4254 0,0693 -0,4713 Carotenoides 0,4477* 0,4786
* -0,0541
Vitamina C -0,1067 0,4752* -0,1237 Vitamina C 0,4872
* 0,3824 0,4759
*
Figura 2. Coeficientes de correlação de Pearson para farinhas de cascas de abacaxi (a), banana (b), lichia (c) e
mamão (d). *Significativo, a p < 0,05.
CONCLUSÃO
O processo de secagem em estufa, a 55 ºC, utilizado para a elaboração de farinhas de
cascas de abacaxi, banana, lichia e mamão, promoveu aumento estatisticamente significativo
nos teores de compostos fenólicos, carotenoides totais, antocianinas totais, vitamina C e
atividade antioxidante das amostras avaliadas.
Desta forma, pode-se inferir que a secagem constitui-se em uma excelente alternativa
para o aproveitamento de coprodutos, por exemplo, para o enriquecimento nutricional de
produtos alimentícios.
AGRADECIMENTOS
À Capes, pela concessão de auxílio financeiro, à CEASA e à Frutos do Brasil, pela
doação das amostras utilizadas no estudo.
45
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49
*Autor para correspondência. E-mail: [email protected]
Artigo a ser submetido à Journal of Food Science and Technology, sendo apresentado segundo as normas de
publicação da revista.
ARTIGO 2: AVALIAÇÃO DE CARACTERÍSTICAS QUÍMICAS E
TECNOLÓGICAS DE FARINHAS ELABORADAS A PARTIR DE COPRODUTOS
DE FRUTAS
Daniela Weyrich Ortiza, Eduardo Ramirez Asquieri
b, Clarissa Damiani
a*
aDepartamento de Engenharia de Alimentos, Escola de Agronomia, Universidade Federal de Goiás, Rodovia
Goiânia/ Nova Veneza, KM 0, CEP 74690-900, Goiânia, GO, Brasil.
bFaculdade de Farmácia, Universidade Federal de Goiás, Rua 240, s/n, Setor Leste Universitário, CEP 74605-
170, Goiânia, GO, Brasil.
RESUMO
Frutas e vegetais são amplamente processados e, durante o processamento, os coprodutos são,
muitas vezes, descartados. Alguns coprodutos, como as cascas, possuem uma composição
rica, e poderiam ser aproveitados. Entretanto, a alta perecibilidade, decorrente do alto teor de
umidade, limita este aproveitamento. A redução da umidade, conseguida por meio da
secagem, representa uma alternativa para a utilização destes coprodutos. Farinhas elaboradas
a partir de coprodutos de abacaxi (Ananas comosus), banana (Musa sp.), lichia (Litchi
chinensis) e mamão (Carica papaya), por meio do processo de secagem, foram avaliadas em
relação à granulometria, atividade de água, potencial hidrogeniônico (pH), acidez titulável,
sólidos solúveis totais, solubilidade em água e em leite e absorção de água, leite e óleo, com o
objetivo de caracterizá-las e sugerir possíveis aplicações em produtos alimentícios. Os valores
de atividade de água (0,21 a 0,38) e pH (3,58 a 5,84) apresentaram-se favoráveis à
conservação das farinhas, que demonstraram, ainda, melhor solubilidade em água (17,57 a
53,52%) que em leite (4,46 a 11,22%), além de maior absorção de água (2,16 a 6,35 g g-1
) e
leite (3,19 a 6,61 g g-1
), em comparação à absorção de óleo (1,09 a 1,74 g g-1
). Os resultados
indicaram bom potencial de utilização na elaboração de alimentos, principalmente em
produtos instantâneos, cárneos e de panificação, seja para desenvolvimento de novos produtos
ou para substituição de ingredientes já utilizados, representando alternativa para o
aproveitamento de coprodutos.
50
Palavras-chave: farinha, coprodutos de frutas, propriedades tecnológicas.
ABSTRACT
Fruits and vegetables are widely processed, and during its processing, coproducts are often
discarded. Some coproducts, such as peels, have a rich composition and could be used.
However, the high perishability, due to high moisture content, limits this use. The reduction
of moisture, achieved by drying, is an alternative to use these coproducts. Flours, made from
pineapple (Ananas comosus), banana (Musa sp.), lychee (Litchi chinensis) and papaya
(Carica papaya) peels, through drying process, were evaluated for particle size distribution,
water activity, hydrogenionic potential, titratable acidity, total soluble solids, solubility in
water and in milk and water, milk and oil absorption, in order to characterize them and
suggest potential applications in food products. Water activity (0.21 to 0.38) and pH (3.58 to
5.84) values were favorable for the preservation of flours, which also showed better solubility
in water (17,57 to 53,52%) than in milk (4.46 to 11.22%), as well as a higher water uptake
(2.16 to 6.35 g g-1
) and milk (3.19 to 6.61 g g-1
) compared to oil absorption (1.09 to 1.74 g g-
1). These results indicated good potential for use in food processing, especially in instant
products, meat and bakery, to develop new products or replace ingredients, representing an
alternative to the use of coproducts.
Keywords: flour, fruit coproducts, technological properties.
1 INTRODUÇÃO
A indústria de alimentos é responsável pela geração de grande quantidade de resíduos
ou coprodutos. Pesquisas apontam que cerca de 1,3 bilhão de toneladas de alimentos são
desperdiçados em todo o mundo, por ano, o que representa um terço do total da produção da
indústria alimentícia. Desta quantidade, cerca de 0,5 bilhão de toneladas, são de frutas e
vegetais. Além das perdas no campo, grande parte ocorre durante o processamento industrial
(Gustavsson et al., 2011).
Nesse contexto, existe a necessidade de melhorar a utilização de frutas e vegetais, por
meio do seu aproveitamento integral, minimizando o descarte e a geração de coprodutos, e
possibilitando a criação de novas fontes para a alimentação humana, e não utilizando este
51
material, apenas, para alimentação animal ou fertilização orgânica (Ayala-Zavala et al., 2010;
Ayala-Zavala et al., 2011; Sun-Waterhouse, 2011). A aplicação de coprodutos do
processamento de frutas e vegetais, como matéria-prima para o desenvolvimento de novos
produtos alimentícios, apresenta importância comercial, considerando o interesse no
desenvolvimento sustentável da indústria de alimentos, e vai de encontro à preocupação dos
consumidores no que se refere ao consumo de alimentos nutritivos, saudáveis e naturais
(Canett-Romero et al., 2004; Silva et al., 2009; Yagci e Gogus, 2009; Ajila et al., 2010;
Betoret et al., 2011; Rosales Soto et al., 2012).
Estes materiais são, entretanto, susceptíveis à degradação microbiológica,
principalmente devido ao alto conteúdo de água e à composição química, o que dificulta a sua
utilização (Schieber et al., 2001; Carle e Schieber, 2006). A redução do conteúdo de água,
conseguida por meio da secagem, e a subsequente transformação em farinhas pode ser
alternativa viável para aproveitamento destes coprodutos (Ferreira et al., 2015).
O processamento de secagem em estufa é, entre as opções existentes, uma tecnologia
simples, e a utilização de temperaturas amenas, inferiores a 65 ºC, evita alterações nas
propriedades funcionais e no conteúdo nutricional naturalmente presentes em frutas e vegetais
e, consequentemente, em seus coprodutos (Martínez et al., 2012). Entretanto, a utilização dos
produtos secos ou das farinhas, como ingrediente alimentício, requer a investigação de sua
funcionalidade, ou seja, das propriedades que afetam o comportamento de suas biomoléculas
e que, portanto, interferem na sua utilização (Mizubuti et al., 2000).
As propriedades funcionais tecnológicas refletem a interação entre a composição,
estrutura, conformação molecular e propriedades físicas e químicas dos componentes dos
alimentos, juntamente com a natureza do ambiente em que estes estão associados (Kinsella,
1976).
Diante do exposto, objetivou-se avaliar as características químicas e tecnológicas de
farinhas elaboradas a partir de coprodutos de abacaxi, banana, lichia e mamão, e sugerir
possíveis aplicações em produtos alimentícios.
2 MATERIAL E MÉTODOS
2.1 Material
52
Foram utilizados frutos maduros de abacaxi (Ananas comosus), banana (Musa sp.) e
mamão (Carica papaya), cedidos pela Central de Abastecimento do Estado de Goiás
(CEASA – GO), e cascas de lichia (Litchi chinensis), cedidas pela empresa Frutos do Brasil.
2.2 Métodos
2.2.1 Preparo das amostras
Os frutos maduros de abacaxi (Ananas comosus), banana (Musa sp.) e mamão (Carica
papaya) foram transportados em bandejas de policloreto de vinila (PVC) até o Laboratório de
Química e Bioquímica de Alimentos, da Faculdade de Farmácia, da Universidade Federal de
Goiás. Foram selecionados, quanto à ausência de defeitos, lavados com sabão neutro e água
corrente, sanitizados com solução de hipoclorito de sódio a 100 µL L-1
, por 15 minutos, e
drenados. Posteriormente, os frutos foram descascados, manualmente, com auxílio de faca. As
cascas de abacaxi, banana e mamão foram acondicionados em embalagens de polietileno de
baixa densidade e encaminhados para a secagem e posterior realização das análises químicas e
tecnológicas.
Cascas de lichia (Litchi chinensis), previamente sanitizadas, foram acondicionadas em
embalagens de polietileno de baixa densidade, transportadas até o Laboratório de Química e
Bioquímica de Alimentos, da Faculdade de Farmácia, da Universidade Federal de Goiás, e
encaminhadas para a secagem e posterior realização das análises químicas e tecnológicas.
As cascas ou coprodutos de cada fruto foram submetidos à secagem em estufa de
circulação forçada de ar, à temperatura de 55 ºC, por diferentes tempos, até peso constante. O
material foi, então, triturado em micro moinho de facas tipo Willye (Tecnal, TE-648),
resultando em farinha de coproduto de abacaxi (FCA), farinha de casca de banana (FCB),
farinha de casca de lichia (FCL) e farinha de coproduto de mamão (FCM).
2.2.2 Granulometria
A granulometria das farinhas foi realizada conforme metodologia descrita por Zanotto
e Bellaver (1996), com modificações. Realizou-se o peneiramento de 50 g de amostra em um
conjunto de peneiras com 1000, 710, 500, 250, 150 e 106 µm de diâmetro (que correspondem
a 16, 24, 32, 60, 100 e 150 mesh, respectivamente) e fundo coletor, por 10 minutos. Utilizou-
se agitador eletromagnético de peneiras (Bertel) com velocidade de agitação constante. A
fração retida em cada peneira foi calculada utilizando-se a Equação 1:
%𝑅 = Mr 𝑥 100
𝑀 (Equação 1)
53
na qual, Mr = massa da amostra retida em cada peneira e M = massa da amostra inicial.
O módulo de finura (MF), que representa a soma das frações retidas em cada peneira
dividida por 100, foi calculado utilizando-se a Equação 2:
𝑀𝐹 = ∑(%𝑅 𝑥 í𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒)
100 (Equação 2)
na qual, %R = fração retida em cada peneira e índice = valor fixo, que decresce de 6 a 0,
seguindo a ordem decrescente de diâmetro das peneiras.
2.2.3 Atividade de água (aw)
A atividade de água foi determinada, utilizando-se analisador de atividade de água
portátil (Novasina, Labswift-aw), à temperatura de 25 °C.
2.2.4 Potencial hidrogeniônico (pH)
A determinação do potencial hidrogeniônico (pH) foi realizada em potenciômetro
digital (pHTEK, PHS-3B). O aparelho foi calibrado com soluções tampão de pH 4,0 e 7,0, em
seguida, realizou-se a leitura direta, pela imersão do eletrodo no béquer contendo a amostra
macerada em solução aquosa, conforme metodologia proposta pela AOAC (2012).
2.2.5 Acidez titulável total
A acidez titulável total foi determinada por titulação, com solução de hidróxido de
sódio (NaOH) 0,1N, utilizando-se fenolftaleína como indicador (AOAC, 2012), e os valores
foram expressos em g de ácido cítrico por 100 g de amostra.
2.2.6 Sólidos solúveis totais
O teor de sólidos solúveis totais foi determinado por meio da leitura, em escala de
graus Brix, da amostra a 20 °C em refratômetro digital (Reichert, AR200), conforme método
proposto pela AOAC (2012).
2.2.7 Solubilidade em água e em leite
A solubilidade das farinhas, em água e em leite, foi determinada segundo metodologia
adaptada de Okezie e Bello (1988). Para a análise de solubilidade em água, suspensão com 25
mL de água e 0,5 g de farinha foi preparada em tubos de centrífuga com tampa. Os tubos
foram agitados por 1 minuto, em agitador de tubos e, em seguida, centrifugados a 5300 rpm,
por 20 minutos, em centrífuga (Eppendorf, 5403). Para a análise da solubilidade em leite, a
54
solução, preparada com 25 mL de leite e 0,5g de amostra foi agitada e centrifugada a 3000
rpm, por 10 minutos, a 4 ºC. O líquido sobrenadante foi escorrido em placa de Petri tarada e
levado à estufa para secagem. O percentual de solubilidade em água foi calculado pela relação
entre a massa do resíduo seco do sobrenadante (resíduo de evaporação) e a massa da amostra,
conforme a Equação 3.
𝑆𝑜𝑙𝑢𝑏𝑖𝑙𝑖𝑑𝑎𝑑𝑒 = 𝑟𝑒𝑠í𝑑𝑢𝑜 𝑑𝑒 𝑒𝑣𝑎𝑝𝑜𝑟𝑎çã𝑜 (𝑔)
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎 𝑑𝑎 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 (𝑔) 𝑥 100 (Equação 3)
2.2.8 Índice de absorção de água (IAA)
O índice de absorção de água (IAA) das farinhas foi determinado segundo
metodologia adaptada de Okezie e Bello (1988). Uma suspensão com 25 mL de água e 0,5 g
de farinha foi preparada em tubos de centrífuga com tampa. Os tubos foram agitados por 1
minuto, em agitador de tubos e, em seguida centrifugados a 5300 rpm, por 20 minutos, em
centrífuga (Eppendorf, 5403). O líquido sobrenadante foi escorrido, e o material remanescente
foi pesado. A diferença entre a massa da amostra, antes e após a absorção de água,
representou a quantidade de água absorvida. O índice de absorção de água foi calculado de
acordo com a Equação 4.
Í𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒 𝑑𝑒 𝑎𝑏𝑠𝑜𝑟çã𝑜 𝑑𝑒 á𝑔𝑢𝑎 (𝐼𝐴𝐴) = á𝑔𝑢𝑎 𝑎𝑏𝑠𝑜𝑟𝑣𝑖𝑑𝑎 𝑝𝑒𝑙𝑎 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 (𝑔)
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎 𝑑𝑎 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 (𝑔) (Equação 4)
2.2.9 Índice de absorção de leite (IAL)
O índice de absorção de leite (IAL) das farinhas foi determinado segundo a
metodologia descrita no item 2.2.8, centrifugando a solução, preparada com 25 mL de leite e
0,5 g de amostra, a 3000 rpm, por 20 minutos, a 4 ºC. O índice de absorção de leite foi
calculado de acordo com a Equação 5.
Í𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒 𝑑𝑒 𝑎𝑏𝑠𝑜𝑟çã𝑜 𝑑𝑒 𝑙𝑒𝑖𝑡𝑒 (𝐼𝐴𝐿) = 𝑙𝑒𝑖𝑡𝑒 𝑎𝑏𝑠𝑜𝑟𝑣𝑖𝑑𝑜 𝑝𝑒𝑙𝑎 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 (𝑔)
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎 𝑑𝑎 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 (𝑔) (Equação 5)
2.2.10 Índice de absorção de óleo (IAO)
O índice de absorção de óleo (IAO) foi determinado, segundo a metodologia descrita
no item 2.2.8, utilizando-se 25 mL de óleo de soja para o preparo da solução. O índice de
absorção de óleo foi calculado de acordo com a Equação 6.
Í𝑛𝑑𝑖𝑐𝑒 𝑑𝑒 𝑎𝑏𝑠𝑜𝑟çã𝑜 𝑑𝑒 ó𝑙𝑒𝑜 (𝐼𝐴𝑂) = ó𝑙𝑒𝑜 𝑎𝑏𝑠𝑜𝑟𝑣𝑖𝑑𝑜 𝑝𝑒𝑙𝑎 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 (𝑔)
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎 𝑑𝑎 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 (𝑔) (Equação 6)
55
2.2.11 Análise estatística
O experimento foi conduzido em delineamento inteiramente casualizado. As análises
foram realizadas em triplicata, em quatro repetições. Os resultados foram submetidos à
análise de variância (ANOVA) e teste Tukey para comparação de médias, com auxílio do
software SISVAR, utilizando nível de significância de 5%. Os valores foram expressos em
média ± desvio-padrão.
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Os resultados dos perfis granulométricos das farinhas e seus módulos de finura estão
apresentados na Tabela 1.
Tabela 1. Perfil granulométrico e módulo de finura de farinhas de coprodutos de abacaxi,
banana, lichia e mamão.
Tamanho das
partículas (µm) FCA FCB FCL FCM
> 1000 2,46 ± 1,19 2,85 ± 0,47 3,76 ± 0,85 16,73 ± 1,61
710 – 1000 6,24 ± 1,27 10,09 ± 1,38 10,95 ± 0,44 15,07 ± 0,68
500 – 710 13,29 ± 0,83 18,72 ± 0,52 17,64 ± 1,30 15,25 ± 0,67
250 – 500 33,59 ± 8,37 29,86 ± 0,65 27,12 ± 0,51 21,11 ± 0,47
150 – 250 28,39 ± 8,37 22,93 ± 1,40 18,08 ± 0,78 12,61 ± 0,19
106 – 150 9,81 ± 2,23 13,13 ± 0,69 8,87 ± 0,29 6,37 ± 0,70
< 106 6,21 ± 6,63 2,42 ± 0,45 13,57 ± 1,14 12,87 ± 0,39
Módulo de
finura 2,67 ± 0,14 2,91 ± 0,05 2,74 ± 0,06 3,32 ± 0,04
*Valores expressos, em µm, por meio de média ± desvio padrão. FCA = Farinha de coproduto de abacaxi. FCB
= Farinha de casca de banana. FCL = Farinha de casca de lichia. FCM = Farinha de coproduto de mamão.
De acordo com o módulo de finura, as farinhas podem ser classificadas como grossa
(MF ≥ 4,10), média (MF = 3,20), fina (MF = 2,30) e muito fina (MF ≤ 1,50) (Ortolan, 2006).
Segundo esta classificação, as amostras FCA, FCB e FCL (MF = 2,67, 2,91 e 2,74,
respectivamente) ficaram entre finas e médias, já a FCM (MF = 3,32) ficou entre média e
grossa.
56
O tamanho das partículas da farinha pode variar de acordo com o processo de
moagem, e sua heterogeneidade pode comprometer a qualidade final dos produtos elaborados
(Linden e Lorient, 1994). A homogeneidade no tamanho de partículas promove cozimento
adequado e uniforme, e previne a dureza e o cozimento parcial, que comprometem a
qualidade do produto, tanto na aparência quanto na palatabilidade (Ramirez e Wanderlei,
1997). Embora seja influenciado pelo processo de moagem, o tamanho das partículas pode,
facilmente, ser uniformizado, por meio de peneiramento. Martínez et al. (2012) ressaltam, no
entanto, que tamanhos de partícula relativamente grandes são mais vantajosos na manutenção
das características de hidratação e textura do produto.
As farinhas apresentaram baixa atividade de água (aw), com valores que variaram de
0,21 a 0,38, conforme apresentado na Tabela 2. O teor de água livre, representado pela
atividade de água, está diretamente relacionado a alterações químicas, físicas e
microbiológicas dos alimentos durante o armazenamento, o que interfere na sua conservação
(Rockland e Nishi, 1980), pois a água fracamente associada aos demais constituintes do
alimento tem maior capacidade de participar de atividades de degradação que a água
fortemente associada (Damodaran et al., 2010).
Tabela 2. Características químicas de farinhas de coprodutos de abacaxi, banana, lichia e
mamão.
FCA FCB FCL FCM
Aw 0,21d ± 0,00 0,37
b ± 0,00 0,38
a ± 0,00 0,35
c ± 0,00
pH 3,85c ± 0,02 5,84
a ± 0,03 3,58
d ± 0,03 4,36
b ± 0,04
AT (g ácido cítrico 100 g-1) 2,56
a ± 0,36 1,36
c ± 0,21 2,00
b ± 0,11 2,62
a ± 0,45
SST (ºBrix) 7,24b ± 0,19 6,75
c ± 0,60 3,57
d ± 0,16 7,81
a ± 0,07
Valores expressos por meio de média ± desvio padrão. FCA = Farinha de casca de abacaxi. FCB = Farinha de
casca de banana. FCL = Farinha de casca de lichia. FCM = Farinha de casca de mamão. Aw = Atividade de água.
pH = potencial hidrogeniônico. ATT = acidez titulável total. SST = sólidos solúveis totais. Letras iguais, na
mesma linha, não diferem entre si pelo teste Tukey (p < 0,05).
Segundo Alzamora et al. (2003), valores de aw inferiores a 0,60 dificultam a
deterioração microbiana, pois não permitem o crescimento de microrganismos, embora eles
ainda possam sobreviver. As amostras avaliadas estão, portanto, abaixo do limite de
crescimento microbiano.
O pH das amostras, apresentado na Tabela 2, variou de 3,58 a 5,84, o que pode
classificá-las como farinhas ácidas ou levemente ácidas. A acidez titulável das amostras,
também apresentada na Tabela 2, variou entre 1,36 e 2,62 g de ácido cítrico 100g-1
.
57
A acidez é um importante parâmetro, principalmente porque envolve a limitação da
capacidade de desenvolvimento de microrganismos e de atividades enzimáticas, intereferindo
na estabilidade e manutenção da qualidade de produtos alimentícios, além de influenciar o
sabor (Cecchi, 2003; Souza et al., 2008). Durante o armazenamento, a avaliação da acidez
permite observar o estado de conservação de um produto, uma vez que o processo de
decomposição, por hidrólise ou oxidação, muitas vezes muda as características sensoriais e
nutricionais do produto (Ferreira et al., 2015). Além disso, é um importante quando se
objetiva a utilização de um ingrediente em alimentos sensíveis ao pH, tais como o leite e
produtos lácteos (Sogi et al., 2013). A acidez e a baixa atividade de água das farinhas
avaliadas contribuem para sua segurança e estabilidade durante o armazenamento.
Para o teor de sólidos solúveis totais (Tabela 2), foram observados valores entre 3,57 e
7,81 ºBrix.
Os resultados das características funcionais tecnológicas (Tabela 3) indicaram que a
solubilidade em água variou de 17,57% a 53,52%.
Tabela 3. Características tecnológicas de farinhas de coprodutos de abacaxi, banana, lichia e
mamão.
FCA FCB FCL FCM
Solubilidade em água (%) 41,82b ± 3,48 17,57
c ± 0,79 20,28
c ± 0,24 53,52
a ± 4,16
Solubilidade em leite (%) 6,55b ± 1,32 4,46
b ± 1,31 5,09
b ± 1,02 11,23
a ± 2,66
IAA (g g-1) 3,58
b ± 0,30 6,35
a ± 0,05 2,78
c ± 0,10 2,16
d ± 0,34
IAL (g g-1) 5,68
a ± 0,24 6,61
a ± 0,09 3,19
b ± 0,67 5,72
a ± 0,84
IAO (g g-1) 1,49
b ± 0,02 1,51
b ± 0,04 1,74
a ± 0,10 1,09
c ± 0,02
Valores expressos por meio de média ± desvio padrão. FCA = Farinha de casca de abacaxi. FCB = Farinha de
casca de banana. FCL = Farinha de casca de lichia. FCM = Farinha de casca de mamão. IAA = Índice de
absorção de água. IAL = Índice de absorção de leite. IAO = Índice de absorção de óleo. Letras iguais, na mesma
linha, não diferem entre si pelo teste Tukey (p < 0,05).
A solubilidade relaciona-se à quantidade de sólidos solúveis na amostra (Ferreira et
al., 2015), o que pode ser comprovado pela comparação entre os valores de solubilidade em
água e os teores de sólidos solúveis totais das amostras, e depende da constituição química, da
quantidade de grupos hidrofílicos e hidrofóbicos presentes na superfície, dos compostos a
serem solubilizados e das interações entre as próprias biomoléculas e entre essas biomoléculas
e a água (Ribeiro, 2003). As farinhas apresentaram-se mais solúveis em água que em leite, já
que os índices de solubilidade em leite variaram entre 4,46 e 11,22%. Becker et al. (2014)
58
encontraram valores de 1,23%, para solubilidade em água, e 5,46%, para solubilidade em
leite, em farinhas de arroz.
O índice de absorção de água (IAA) das farinhas avaliadas variou entre 2,16 e 6,35 g
g-1
. Becker et al. (2014) encontraram índice de absorção de água de 2,76 g g-1
para farinhas de
arroz. O IAA, que indica a massa de água absorvida por unidade de massa da farinha (Sogi et
al., 2013), está relacionado à disponibilidade de grupos hidrofílicos em se ligar às moléculas
de água, à capacidade de formação de gel das moléculas de amido (Filli e Nkama, 2007), e à
propriedade higroscópica das fibras que, também, possibilita a absorção de água (Fonseca
Filho et al., 1997). A absorção de água é desejável para a utilização em produtos em que se
requer boa viscosidade, como sopas, molhos e produtos instantâneos (Torres et al., 1999) e
naqueles que necessitam hidratação e de retenção da umidade em sua estrutura, como os
produtos cárneos e de panificação, podendo ainda melhorar o rendimento e modificar a
textura (Wang et al., 2006).
O índice de absorção de leite (IAL) das amostras variou de 3,19 a 6,61 g g-1
, valores
superiores ao encontrado em farinhas de arroz (3,26 g g-1
) por Becker et al. (2014). A
absorção de leite é importante quando se pretende elaborar produtos à base deste produto,
como alimentos instantâneos infantis ou sobremesas lácteas, pois permite a rápida
homogeneização do produto e evita características como a sinerese. No caso de cereais
matinais, entretanto, a absorção de leite não é interessante, uma vez que uma das
características destes produtos é a textura crocante, mesmo quando embebidos em leite
(Becker et al., 2014). A utilização das farinhas avaliadas em produtos a base de leite exige
cautela devido ao seu caráter ácido.
O índice de absorção de óleo (IAO) variou entre 1,09 e 1,74g g-1
, e foi semelhante ao
encontrado por Becker et al. (2014) em farinhas de arroz (1,75 g g-1
). A absorção de óleo está
relacionada aos grupos hidrofóbicos dos produtos e à capacidade de aprisionar óleo em sua
estrutura (Ravi e Suselamma, 2005; Leoro, 2007). As cascas de frutas são ricas em
monossacarídeos, polissacarídeos e seus derivados, tais como a pectina, que tem, em sua
estrutura química, muitos grupos hidrofílicos disponíveis para se ligar à molécula de água por
ligações de hidrogênio (Ferreira et al., 2015), o que explica a maior absorção de água que de
óleo.
Os resultados obtidos indicam, então, que as farinhas avaliadas podem ser aplicadas de
forma satisfatória em produtos cárneos e de panificação, produtos instantâneos à base de água
que requeiram boa viscosidade, como sopas e molhos e, ainda, para produtos instantâneos à
59
base de leite, como alimentos infantis e sobremesas lácteas, desde que a acidez não interfira
negativamente em sua utilização.
4 CONCLUSÃO
A avaliação das farinhas elaboradas demonstrou atividade de água favorável à
conservação da qualidade microbiológica durante o armazenamento, enquanto o pH
apresentou valores que permitem classificá-las como farinhas ácidas, o que também
contribui para sua conservação. As farinhas apresentaram solubilidade em água superior à
solubilidade em leite, além de maior absorção de água e leite, em comparação à absorção de
óleo. Os resultados indicaram, portanto, bom potencial de utilização na elaboração de
alimentos, principalmente nos produtos instantâneos, cárneos e de panificação, seja para
desenvolvimento de novos produtos ou para substituição de ingredientes já utilizados,
representando alternativa para o aproveitamento de coprodutos.
AGRADECIMENTOS
À Capes, pela concessão de auxílio financeiro, à CEASA e à Frutos do Brasil, pela
doação das amostras utilizadas no estudo.
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