DESENVOLVIMENTO DE FORMULAÇÕES COSMÉTICAS … · 2020. 6. 24. · universidade federal fluminense faculdade de farmÁcia programa de pÓs-graduaÇÃo em ciÊncias aplicadas a produtos

UNIVERSIDADE FEDERAL FLUMINENSE

FACULDADE DE FARMÁCIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM

CIÊNCIAS APLICADAS A PRODUTOS PARA SAÚDE

PAOLA DE SOUZA SANCHES

DESENVOLVIMENTO DE FORMULAÇÕES COSMÉTICAS CONTENDO PIGMENTO NATURAL OBTIDO DE Arthrospira

platensis E AVALIAÇÃO DO EFEITO NA FIBRA CAPILAR ANTES E APÓS IRRADIAÇÃO ULTRAVIOLETA

NITERÓI, RJ

2019

PAOLA DE SOUZA SANCHES

DESENVOLVIMENTO DE FORMULAÇÕES COSMÉTICAS

CONTENDO PIGMENTO NATURAL OBTIDO DE

Arthrospira platensis E AVALIAÇÃO DO EFEITO NA

FIBRA CAPILAR ANTES E APÓS IRRADIAÇÃO

ULTRAVIOLETA

Dissertação apresentada ao Curso

de Pós-Graduação em Ciências

Aplicadas a Produtos para Saúde da

Faculdade de Farmácia da

Universidade Federal Fluminense,

como requisito parcial à obtenção do

título de mestre.

Orientadora: Prof ª. Dr ª Deborah Quintanilha Falcão

Co-orientadora: Prof ª. Dr ª Katia Gomes de Lima Araújo

NITERÓI, RJ

2019

Ficha catalográfica automática - SDC/BFFGerada com informações fornecidas pelo autor

Bibliotecária responsável: Marcos Vinicius Mendonça - CRB7/4773

S211d Sanches, Paola Desenvolvimento de formulações cosméticas contendopigmento natural obtido de Arthrospira platensis e avaliaçãodo efeito na fibra capilar antes e após irradiaçãoultravioleta / Paola Sanches ; Deborah Falcão, orientadora ;Katia Araújo, coorientadora. Niterói, 2019. 106 f. : il.

Dissertação (mestrado)-Universidade Federal Fluminense,Niterói, 2019.

DOI: http://dx.doi.org/10.22409/PPG-CAPS.2019.m.13501633769

1. Cosmético capilar. 2. Fotoprotetor. 3. Antioxidante. 4.Pigmento natural. 5. Produção intelectual. I. Falcão,Deborah, orientadora. II. Araújo, Katia, coorientadora. III.Universidade Federal Fluminense. Faculdade de Farmácia. IV.Título.

CDD -

AGRADECIMENTOS

Agradeço primeiramente a Deus por iluminar meu caminho e me guiar durante esta

trajetória.

Dedico este trabalho aos meus pais, José Válter Sanches Lopes e Márcia Cristina de

Souza Sanches e meus irmãos Ramon e Breno de Souza Sanches, que sempre foram

meu refúgio nos momentos difíceis e me deram o incentivo e a força necessária para

acreditar nos meus sonhos e chegar até aqui. Sou grata por todo o cuidado, carinho

e amor que recebo continuamente de vocês.

Agradeço especialmente à minha orientadora, Profa. Dra. Deborah Quintanilha Falcão,

por me receber gentilmente em seu laboratório e compartilhar comigo seu

conhecimento e experiência, tornando possível a execução e conclusão desse

trabalho. Sua amizade e compreensão, mesmo à distância, foram de extrema

importância. Tens minha gratidão e admiração.

À Profa. Dra. Katia Gomes de Lima Araújo pela co-orientação, confiança e apoio e por

estar sempre presente nos momentos tortuosos, com seu incentivo e valiosas

contribuições.

Ao Prof. Dr. Israel Felzenszwalb por ter me recebido em seu laboratório e me

concedido o espaço e o material necessário para os ensaios toxicológicos e de

radiação UV, e à toda a equipe do Laboratório de Mutagênese Ambiental – LABMUT

(UERJ): Carlos, Rafael, Carine, Alana e Eduardo pelo acolhimento e auxílio. Agradeço

especialmente à Andréia Campos pelos seus ensinamentos, atenção e compreensão.

Sem vocês esse trabalho não seria possível.

À Profa. Dra. Bianca Ortiz por disponibilizar o MEV para o estudo da morfologia capilar,

acessível no Laboratório de Biotecnologia (UFRJ) em Xerém, e ao técnico Bruno pelo

encorajamento e obtenção das imagens.

À Profa. Dra. Samanta Cardozo Mourão, revisora deste trabalho, pela sua amizade e

carinho, além das sábias instruções.

Ao Prof. Dr. Leandro Machado Rocha e à toda a equipe do Laboratório de Tecnologia

de Produtos Naturais - LTPN (UFF), principalmente Francisco, Ricardo e Renan, não

apenas pelo auxílio e disponibilização do espectrofotômetro e dos materiais

necessários para o ensaio antioxidante, mas principalmente pela amizade, conselhos

e momentos de entretenimento.

Ao Prof. Deo Anselmo do Laboratório de Cosméticos (UFF) pelo empréstimo da

centrífuga, sem a qual não seria possível a recuperação da biomassa para a

realização desse trabalho.

À minha amiga, Mariana Nunes pelos conselhos e pela doação do cabelo preto

utilizado nos ensaios.

Agradeço ao meu amigo e namorado Henryque Rocca pelo incentivo, acolhimento e

compreensão nos momentos difíceis.

À Universidade Federal Fluminese e ao Programa de Pós Graduação em Ciências

Aplicadas a Produtos para Saúde – PPGCAPS (UFF), seus docentes, discentes e

funcionários, pela possibilidade de realização do curso.

Agradeço também aos membros da banca, professores Dr. Bryan Hudson Hossy e

Dra. Elisabete Pereira dos Santos, por aceitarem o convite de participação e pelo

interesse no aprimoramento do trabalho.

À CAPES e FAPERJ pelo apoio financeiro.

E a todos que contribuíram direta ou indiretamente para o sucesso deste trabalho.

Muito obrigada!

RESUMO

Embora não possua função vital, o cabelo apresenta grande impacto na

aparência pessoal e na autoestima dos indivíduos. A radiação ultravioleta presente

na luz solar, é capaz de causar danos à fibra capilar, tornando-a mais porosa e

ressecada, alterando seu brilho, cor e flexibilidade. Tais danos podem ser evitados

pela atividade antioxidante desempenhada por algumas moléculas, que impedem a

formação de radicais livres e ajudam na reparação dos danos oxidativos. A

cianobactéria A. platensis, um microorganismo marinho verde-azulado, é rico em

ficobiliproteínas e β-caroteno, conhecidos por possuir alta capacidade antioxidante. O

objetivo desse estudo foi desenvolver uma formulação cosmética capilar contendo

ficobiliproteínas extraídas da A. platensis e avaliar seu efeito na fibra capilar natural e

descolorida, antes e após irradiação ultravioleta. As concentrações de

ficobiliproteínas estimadas no extrato foram de 2,24 mg/mL de ficocianina e 1,00

mg/mL de aloficocianina. Uma formulação em gel, utilizando hidroxietilcelulose (2,0%

p/p) como agente gelificante, foi desenvolvida contendo 0,5% (p/p) do extrato. Sua

capacidade antioxidante foi avaliada pelo método de captura do radical livre DPPH,

apresentando CE50 = 0,75 mg/mL, enquanto o extrato liofilizado apresentou CE50 =

2,35 µg/mL. A formulação apresentou proteção estatisticamente significativa contra

mutação e fotomutação frente às cepas TA102 e TA104, pelo método de Ames e

fotoAmes, respectivamente. Após 23 ciclos de exposição à radiação UV, a morfologia

da fibra capilar foi analisada por microscospia eletrônica de varredura com captura de

imagem. A composição química foi avaliada por ATR-FTIR, o conteúdo protéico pelo

método de Kjedahl e a variação de cor por espectrofotometria usando o sistema

CIELab. O cabelo tratado com o gel contendo o extrato apresentou cutícula

predominantemente íntegra e com células justapostas, mesmo após irradiação UV.

Além disso, não foram observadas alterações significativas na coloração ou na

composição das mechas tratadas com a formulação desenvolvida e comparadas com

o controle (cabelo não irradiado). Tais resultados demonstram segurança e atividade

protetora contra a radiação UV no cabelo, podendo ser úteis no desenvolvimento de

futuros protetores solares contendo produtos naturais.

Palavras chaves: Arhrospira platensis, antioxidante, tratamento capilar, irradiação

ultravioleta, ficobiliproteína, cosmético.

ABSTRACT

Although hair has no vital function, it has a great impact on appearance and self-

esteem. The sunlight ultraviolet radiation is capable of damage the hair fiber, making

it more porous and dry, changing its brightness, color and flexibility. Such damage can

be avoided by antioxidant activity performed by some molecules, which prevents free

radicals formation and helps repair oxidative damage. The cyanobacterium A.

platensis, a blue-green marine microorganism, is rich in phycobiliproteins and β-

carotene, known due its antioxidant capacity. The objective of this study was to

develop a hair cosmetic formulation containing phycobiliproteins extracted from A.

platensis and to evaluate its effect on the natural and bleached hair, before and after

ultraviolet irradiation. The estimated phycobiliprotein concentrations in the extract

were 2.24 mg/mL of phycocyanin and 1.00 mg/mL of allophycocyanin. A gel

formulation using hydroxyethylcellulose (2,0% w/w) as a gelling agent was developed

containing 0.5% (w/w) of the extract. Its antioxidant capacity was evaluated by DPPH

free radical capture method, presenting EC50 = 0.75 mg/mL, while the lyophilized

extract showed EC50 = 2.35 μg/mL. The formulation showed statistically significant

protection against mutation and photomutation using TA102 and TA104 strains, by

Ames and photo-Ames methods, respectively. After 23 cycles of UV exposure, hair

fiber morphology was analyzed by scanning electron microscopy with image capture.

Hair chemical composition was evaluated by ATR-FTIR, the protein content by Kjedahl

method and the color variation by spectrophotometry using the CIELab system. Hair

treated with gel containing the extract showed cuticle mostly intact and overlapping

cells, even after UV irradiation. In addition, no significant changes were observed in

hair color or chemical composition after treatment with the developed formulation and

compared with control (hair non irradiated). Such results demonstrate safety and

protective activity against UV radiation in hair, beeing useful in the development of

futures hair sunscreens containing natural products.

Keywords: Arthrospira platensis, antioxidant, hair treatment, ultraviolet irradiation,

phycobiliprotein, cosmetic.

LISTA DE ILUSTRAÇÕES

Figura 1: (A) Estrutura do folículo capilar sob a pele; (B) Estrutura e principais partes do fio

de cabelo externo à pele (OLIVEIRA et al., 2014). ................................................................ 5

Figura 2: Estrutura do fio de cabelo (DOLIJAL, 2016). ......................................................... 6

Figura 3: Micrografia eletrônica de varredura do córtex do cabelo (SCANAVEZ, 2001). ...... 7

Figura 4: Esquema representativo de um melanócito (TOLEDO, 2004). .............................. 8

Figura 5: Estruturas químicas das moléculas de (A) eumelanina e (B) feomelanina

(OLIVEIRA et al., 2014). ....................................................................................................... 9

Figura 6: Imagens de MEV de cutícula de (a) controle e (b) fios de cabelo irradiados,

mostrando aumento da rugosidade da superfície, bordas recortadas e esfoliação da cutícula

(FEDORKOVA, 2016). ........................................................................................................ 14

Figura 7: Arthrospira platensis, aumento de 200x e 400x (BARROS, 2010). ...................... 25

Figura 8: Distribuição de patentes de acordo com a área de aplicação de biomassa de

Spirulina (MENDONÇA; DRUZIAN; NUNES, 2012). ........................................................... 26

Figura 9: Estrutura química do pigmento ficocianobilina (adaptado de SPOLAORE et al.,

2006). ................................................................................................................................. 28

Figura 10: Cultivo de Arthrospira platensis em meio Zarrouk ............................................. 34

Figura 11: Biomassa obtida por filtração a vácuo, após 21 dias de cultivo da cianobactéria

A. platensis (A), e diluída em tubo de centrífuga (B). .......................................................... 35

Figura 12: Placas incubadas em estufa a 37ºC para teste de Ames. ..... Erro! Indicador não

definido.

Figura 13: Teste de viabilidade das células bacterianas (FERRAZ, 2015). ........................ 45

Figura 14: Esquema de limpeza das mechas de cabelo. ................................................... 47

Figura 15: Coordenadas do espaço de cor L*, a*, b* do sistema CIE-Lab de cores

oponentes onde L* é a coordenada de luminosidade, a* é a coordenada vermelho-verde e

b*, a coordenada amarelo-azul (Adaptado de U.S. Department of Transportation, 2013). .. 51

Figura 16: Espectro de varredura no UV-visível (200 – 750 nm) do extrato de

ficobiliproteínas obtido da Arthrospira platensis, em destaque o pico característico da

ficocianina (FC) em 620 nm. ............................................................................................... 54

Figura 17: Zona de microemulsão delimitada nos diagramas de fase pseudoternários A

(PEG 40 óleo de rícino hidrogenado / Monooleato de sorbitano (1:3), B (PEG 40 óleo de

rícino hidrogenado / Monooleato de sorbitano 1:1), C (Polissorbato 80 / Monooleato de

sorbitano 1:3), D (Polissorbato 80 / Monooleato de sorbitano 1:1) e E (Polissorbato 80 /

Monooleato de sorbitano 3:1). ............................................................................................. 55

Figura 18: Microemulsões M1, M2 e M3 contendo 0,5% (p/p) de extrato, após 48 horas em

temperatura ambiente. ........................................................................................................ 57

Figura 19: (A) Gel branco de hidroxietilcelulose (GB) e (B) gel de hidroxietilcelulose

contendo 0,5% (p/p) de extrato de A. platensis (GFC). ....................................................... 58

Figura 20: Gráfico de viscosidade x velocidade do gel branco (GB) após 2, 15, 30 e 60 dias

de preparo. ......................................................................................................................... 59

Figura 21: Gráfico de viscosidade x velocidade do gel contendo 0,5% (p/p) de extrato de A.

platensis (GFC) após 2, 15, 30 e 60 dias de preparo. ......................................................... 59

Figura 22: Comparação entre as varreduras, obtidas por espectrofotometria no UV-vis (200-

800 nm), para os géis de hidroxietilcelulose contendo 0,5% (p/p) de extrato de A. platensis

nos dias 2 (azul escuro), 15 (rosa), 30 (roxo) e 60 (azul claro) após o preparo. .................. 61

Figura 23: Inibição do radical DPPH pelo Trolox® (controle)............................................... 62

Figura 24: Inibição do radical DPPH pelo BHT (controle). .................................................. 62

Figura 25: Inibição do radical DPPH pelo extrato aquoso rico em FC, obtido de A. platensis.

........................................................................................................................................... 63

Figura 26: Inibição do radical DPPH pelo gel 0,5% (p/p) de extrato aquoso de A. platensis.

........................................................................................................................................... 63

Figura 27: Gráfico da relação dose-resposta do gel contendo 0,5 % (p/p) de extrato de A.

platensis no ensaio de Salmonella/microssoma usando a linhagem TA102 de S.

thyphimurium. *p < 0,05 relativo ao controle negativo por ANOVA e Tukey’s HSD; MTC =

Mitomicina C (0,5 µg/placa)................................................................................................. 67




Mitomicina C (0,5 µg/placa)................................................................................................. 67


platensis no ensaio de Salmonella/microssoma após irradiação UVA de 0,04 J/cm² usando a

linhagem TA102 de S. thyphimurium. *p < 0,05 relativo ao controle negativo por ANOVA e

Tukey’s HSD; 8-MOP = 8-metoxipsoraleno (10 µg/placa). .................................................. 69




Tukey’s HSD; BZE = Benzofenona-3 (400 µg/placa). .......................................................... 69

Figura 31: Micrografia Eletrônica de Varredura de fibra capilar preta natural (I) e descolorida

(II) não tratada e não irradiada, submetida a 23 ciclos de lavagem com LSS (2%). O

retângulo em (I) destaca uma área de extensa descamação cuticular; as setas em (II)

indicam cutículas com bordas irregulares. .......................................................................... 71


(II) não tratada (ST) e submetida a 23 ciclos de radiação UVA. A seta em (II) indica cutícula

parcialmente retirada. ......................................................................................................... 72


(II) não tratada (ST) e submetida a 23 ciclos de radiação UVB. As setas indicam cutículas

levantadas; C indica o córtex e E a endocutícula. ............................................................... 73


(II) tratadas com a formulação GFC e não irradiadas, submetidas a 23 ciclos de lavagem. 73


(II) tratadas com a formulação GFC e submetidas a 23 ciclos de radiação UVA. As setas

indicam cutículas com bordas irregulares ........................................................................... 74


(II) tratadas com a formulação GFC e submetidas a 23 ciclos de radiação UVB. As setas

indicam cutículas com bordas irregulares. .......................................................................... 75


(II) tratadas com a formulação GB e não irradiadas, submetidas a 23 ciclos de lavagem. .. 75


(II) tratadas com a formulação GB e submetidas a 23 ciclos de radiação UVA. As setas

indicam áreas de exposição da endocutícula e C do córtex. ............................................... 76


(II) tratadas com a formulação GB e submetidas a 23 ciclos de radiação UVB. As setas

indicam áreas de exposição da endocutícula e C do córtex. ............................................... 76


(II) tratadas com a formulação CP e não irradiadas, submetidas a 23 ciclos de lavagem. As

setas indicam cutículas lentadas. ........................................................................................ 77


(II) tratadas com a formulação CP e submetidas a 23 ciclos de radiação UVA. A seta indica

a endocutícula e C o córtex................................................................................................. 78


(II) tratadas com a formulação CP e submetidas a 23 ciclos de radiação UVB. As setas

indicam cutículas levantadas; E indica a endocutícula. ....................................................... 78

Figura 43: Espectro ATR-FTIR das mechas de cabelo preto natural não irradiadas sem

tratamento (STN - cinza), tratada com gel branco (GBN – rosa), com gel com 0,5% (p/p) de

extrato de A. platensis (GFCN – verde) e com filtro solar (CPN – azul) após 23 ciclos. ...... 81

Figura 44: Espectro ATR-FTIR das mechas de cabelo preto natural irradiadas com radiação

UVA sem tratamento (STA - cinza), tratada com gel branco (GBA – rosa), com gel com

0,5% (p/p) de extrato de A. platensis (GFCA – verde) e com filtro solar (CPA – azul) após 23

ciclos. .................................................................................................................................. 81


UVB sem tratamento (STB - cinza), tratada com gel branco (GBB – rosa), com gel com

0,5% (p/p) de extrato de A. platensis (GFCB – verde) e com filtro solar (CPB – azul) após 23

ciclos. .................................................................................................................................. 82

Figura 46: Espectro ATR-FTIR das mechas de cabelo descolorido não irradiadas sem


extrato de A. platensis (GFCN – verde) e com filtro solar (CPN – azul) após 23 ciclos. ...... 82

Figura 47: Espectro ATR-FTIR das mechas de cabelo descolorido irradiadas com radiação



ciclos ................................................................................................................................... 83




ciclos. .................................................................................................................................. 83

LISTA DE TABELAS

Tabela 1: Composição do meio Zarrouk para cultivo de A. platensis. ................................. 33

Tabela 2: Componentes utilizados nos diferentes diagramas ternários desenvolvidos e seus

respectivos valores de equilíbrio hidrófilo-lipófilo (EHL). ..................................................... 37

Tabela 3: Componentes e percentuais das concentrações empregadas para a preparação

do hidrogel. ......................................................................................................................... 38

Tabela 4: Efeito eritematogênico (EE) versus intensidade do Sol (I) em função do

comprimento de onda (𝛌) pré-definindos por Mansur (1984) para o cálculo do FPS in vitro.

........................................................................................................................................... 42

Tabela 5: Características genéticas das linhagens de Salmonella typhimurium e controles

positivos (mutágenos ou fotoprotetores) utilizados para cada fenótipo................................ 43

Tabela 6: Descrição dos grupos de mechas de cabelo humano. ........................................ 46

Tabela 7: Valores das principais bandas encontradas na fibra capilar obtidos por FTIR

(MONTEIRO, 2003). ........................................................................................................... 49

Tabela 8: Resultados da variação intrínseca de cor obtida para as mechas utilizadas neste

trabalho. .............................................................................................................................. 52

Tabela 9: Estimativa da concentração (mg/mL) de cada ficobiliproteína presente no extrato

aquoso de A. platensis. ....................................................................................................... 53

Tabela 10: Microemulsões desenvolvidas com óleo de coco e Polissorbato 80 / Monooleato

de sorbitano (3:1). ............................................................................................................... 56

Tabela 11: Concentração de Ficocianina (FC) (mg/L) nas formulações em gel contendo

0,5% (p/p) de extrato de A. platensis, após 2, 15, 30 e 60 dias de preparo. ........................ 61

Tabela 12: Taxa de reversão espontânea, em número de colônias revertentes/placa,

esperada para as cepas de S. typhimurium (TA102 e TA104) utilizadas neste trabalho

(MORTELMNS, ZEIGER, 2000). ......................................................................................... 66

Tabela 13: Determinação de proteína total em mechas de cabelo preto natural, após 23

ciclos de lavagem e/ou exposição à radiação UV. .............................................................. 84

Tabela 14: Determinação de proteína total em mechas de cabelo descolorido, após 23

ciclos de lavagem e/ou exposição à radiação UV. .............................................................. 85

Tabela 15: Valores dos parâmetros de diferença de cor (CIELab) obtidos para as mechas

de cabelo preto natural após 23 ciclos de tratamento e/ou exposição à radiação UV. ........ 86

Tabela 16: Valores dos parâmetros de diferença de cor (CIELab) obtidos para as mechas

de cabelo descolorido após 23 ciclos de tratamento e/ou exposição à radiação UV. .......... 87

LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS

8-MOP – 8-metoxipsoraleno

abs – Absorbância

AFC – Aloficocianina

ANOVA – Análise de variância

ANVISA – Agência Nacional de Vigilância Sanitária

atm - atmosférico

ATR-FTIR – Espectroscopia de reflectância total atenuada na região do

infravermelho com transformada de Fourier

BHT – Butilhidroxitolueno

BZE – Benzofenona-3

CE50 – Concentração efetiva média

CIE – Comissão Internacional de Iluminação

CIELab – Sistema de cor proposto pela Commision Internationale L’Éclairge

CoTA – Cotensoativo

DNA – Ácido desoxirribonucleico

DPPH – 2,2-difenil-1-picrilhidrazil

EHL – Equilíbrio Hidrófilo Lipófilo

EHMC – Etilhexil metoxicinamato

ERD – Espectrofotometria de reflectância difusa

ERO – Espécies Reativas de Oxigênio

FB – Ficobiliproteína

FC – Ficocianina

FE – Ficoeritrina

FPS – Fator de Proteção Solar

GPX – Glutationa peroxidase

GST – Glutationa S-transferase

IARC – International Agency of Research on Cancer

IM – Índice de mutagenicidade

INMETRO – Instituto Nacional de Metrologia, normalização e qualidade industrial

IV – Infravermelho

LSS – Lauril sulfato de sódio

MAA – Mycosporine-like amino acids

MEV – Microscopia Eletrônica de Varredura

MTC – Mitomicina C

NADPH – Nicotinamida Adenina Dinucleotídeo Fosfato

NASA – National Aeronautics and Space Administration

OECD – Organização para Cooperação e Desenvolvimento Econômico

p/p – Peso por peso

p/v – Peso por volume

pH – Potencial Hidrogeniônico

RDC – Resolução da Diretoria Colegiada

rpm – Rotações por minuto

SOD – Superóxido dismutase

TA – Tensoativo

TA/CoTA – Tensoativo/cotensoativo

UFC – Unidade Formadora de Colônia

UV – Ultravioleta

UVA – Radiação ultravioleta tipo A

UVB – Radiação ultravioleta tipo B

UVC – Radiação ultravioleta tipo C

UV-Vis – Ultravioleta visível

Sumário

1. INTRODUÇÃO ............................................................................................................ 01

2. OBJETIVOS ................................................................................................................ 03

2.1. Objetivo Geral ......................................................................................................... 03

2.2. Objetivos Específicos ............................................................................................ 03

3. REFERENCIAL TEÓRICO .......................................................................................... 04

3.1. Cabelos ................................................................................................................... 04

3.1.1. Morfologia e estrutura química .......................................................................... 04

3.1.2. Pigmentação natural dos cabelos ..................................................................... 08

3.1.3. Oxidação Química ............................................................................................... 09

3.2. Influência dos cabelos na autoestima .................................................................. 11

3.3. Radiação UV-Vis e a saúde do cabelo .................................................................. 12

3.4. Cosméticos ............................................................................................................. 14

3.4.1. Testes de mutagenicidade .............................................................................. 15

3.4.2. Cosméticos capilares ...................................................................................... 17

3.4.3. Produtos antienvelhecimento ........................................................................ 19

3.4.4. Fotoprotetores capilares................................................................................. 20

3.4.5. Utilização de organismos marinhos em cosméticos ........................................ 22

3.5. Arthrospira platensis ............................................................................................. 24

4. METODOLOGIA .......................................................................................................... 29

4.1. Materias-primas e reagentes ................................................................................. 29

4.1.1. Microorganismo .................................................................................................. 31

4.1.2. Cabelo .................................................................................................................. 31

4.1.3. Protetor solar para cabelos ................................................................................ 31

4.2. Equipamentos e acessórios .................................................................................. 31

4.3. Métodos .................................................................................................................. 32

4.3.1. Cultivo de Arthrospira platensis ........................................................................ 32

4.3.2. Obtenção do pigmento natural Ficocianina (FC) .............................................. 34

4.3.3. Preparação das microemulsões ........................................................................ 36

4.3.4. Preparação do gel de hidroxietilcelulose .......................................................... 37

4.3.5. Desenvolvimento das formulações contendo extrato e avaliação da

estabilidade ...................................................................................................................... 38

4.3.6. Avaliação da capacidade antioxidante .............................................................. 40

4.3.7. Determinação in vitro do fator de proteção solar (FPS) ................................... 41

4.3.8. Ensaios toxicológicos: Testes de mutagenicidade e de fotomutagenicidade

utilizando Salmonella ....................................................................................................... 42

4.3.9. Tratamento da fibra capilar ................................................................................ 45

4.3.10. Exposição das mechas à radiação UV ........................................................... 48

4.3.11. Caracterização capilar .................................................................................... 48

4.3.12. Análise Estatística ........................................................................................... 52

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................... 53

5.1. Determinação da biomassa e do conteúdo de ficobiliproteínas (FB) ................. 53

5.2. Desenvolvimento das formulações microemulsionadas..................................... 54

5.3. Incorporação do pigmento nas microemulsões .................................................. 56

5.4. Incorporação do pigmento no gel ......................................................................... 57

5.5. Avaliação da estabilidade ...................................................................................... 58

5.6. Determinação da capacidade antioxidante........................................................... 62

5.7. Determinação do FPS in vitro ................................................................................ 64

5.8. Ensaios toxicológicos de mutagenicidade e fotomutagenicidade ..................... 65

5.9. Morfologia das fibras capilares ............................................................................. 70

5.10. Avaliação da composição química dos fios após tratamento e irradiação UV .. 79

5.11. Determinação do teor de proteínas nas fibras capilares ..................................... 84

5.12. Variação de cor das mechas capilares .............................................................. 85

6. CONCLUSÕES............................................................................................................ 88

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................ 90

1

1. INTRODUÇÃO

O cabelo é uma fibra natural constituída por várias camadas sobrepostas de

células mortas, compostas majoritariamente por queratina. A cutícula é a camada

mais externa do fio e a principal responsável pela aparência saudável do cabelo. A

disposição justaposta das células nessa camada permite a reflexão da luz e limita a

fricção entre os fios, proporcionando uma aparência macia e brilhosa (BARATA,

2002). Embora não possua função vital, a aparência do cabelo desempenha

importante papel na autoestima dos indivíduos, com grande impacto psicológico e de

inserção social (CORRAL, 2017).

A radiação UV, presente na luz solar, causa danos à fibra capilar devido a

decomposição de ligações dissulfeto e formação de Espécies Reativas de Oxigênio

(ERO), ocasionando redução da resistência mecânica, mudanças na cor e nas

propriedades sensoriais, ressecamento, aumento da porosidade e perda da

flexibilidade (DARIO, 2015; FERNANDÉZ et al., 2012). Com a crescente

conscientização dos riscos advindos da exposição à radiação UV, deu-se um

aumento da produção e do consumo de produtos de proteção solar em todo o

mundo. Neste contexto, os fotoprotetores de origem natural são de grande interesse,

uma vez que as substâncias químicas sintéticas comumente usadas para este fim

podem ter efeitos nocivos, não só para o consumidor, mas também para o meio

ambiente (CORINALDESI et al., 2017). A utilização de moléculas com propriedades

antioxidantes poderia evitar danos causados pela radiação UV, além de combater o

envelhecimento capilar, por impedir a formação de radicais livres, interromper a

reação em cadeia gerada por eles e ajudar na reparação dos danos oxidativos

(FERNANDÉZ et al., 2012).

A cianobactéria Arthrospira platensis é um microorganismo marinho verde-

azulado, conhecido devido ao seu alto teor protéico e de pigmentos, possuindo alta

capacidade antioxidante (CORINALDESI et al., 2017; WANG, 2015). Dentre os

pigmentos encontram-se as ficobiliproteínas (FB), complexos pigmento-proteína com

cor intensa, que têm despertado grande interesse nas áreas de alimentos,

farmacêutica e cosmética (NUHU, 2013).

2

Sendo assim, com o intuito de desenvolver uma formulação cosmética capilar

contendo um pigmento natural com conhecida ação antioxidante, o presente estudo

teve como objetivo desenvolver uma formulação contendo ficocianina (FC)

(ficobiliproteína extraída de Arthrospira platensis) e avaliar o efeito na fibra capilar,

antes e após irradiação ultravioleta.

3

2. OBJETIVOS

2.1. Objetivo Geral

Desenvolver uma formulação para cabelos contendo o pigmento natural

ficocianina extraído de Arthrospira platensis e avaliar o efeito na fibra capilar antes e

após irradiação ultravioleta.

2.2. Objetivos Específicos

● Extrair e quantificar as ficobiliproteínas produzidas pela cianobactéria

Arthrospira platensis;

● Desenvolver uma formulação cosmética para uso capilar contendo o extrato;

● Avaliar a estabilidade da formulação desenvolvida;

● Avaliar o potencial antioxidante do extrato de A. platensis e da formulação

desenvolvida pelo método do DPPH;

● Determinar o fator de proteção solar (FPS) in vitro da formulação

desenvolvida contendo o extrato;

● Estudar os efeitos do produto na fibra capilar antes e após irradiação

ultravioleta quanto ao teor protéico, caracterização física, química e

morfologia;

● Avaliar a segurança da formulação desenvolvida em modelo in vitro utilizando

o ensaio de mutagenicidade de Salmonella/microssoma (Teste de Ames) e

fotomutagenicidade (FotoAmes).

4

3. REFERENCIAL TEÓRICO

3.1. Cabelos

3.1.1. Morfologia e estrutura química

O cabelo é uma fibra natural, elástica e muito resistente. Trata-se de um

apêndice que deriva da epiderme, constituído entre 65 a 95% por queratina sendo o

restante, água, lipídios e pigmentos, e pode ser dividido em duas partes principais:

haste (a porção visível que se projeta da superfície da pele) e raiz (que está inserida

na pele). A raiz provém de uma invaginação tubular da epiderme conhecida como

folículo piloso (BERNARD, 2002; BHUSHAN, 2010). Abaixo do bulbo piloso fica a

papila, uma camada germinativa, onde ocorre a regeneração do pelo e o seu

crescimento (BARATA, 2002; BOLDUC; SHAPIRO, 2001). Além disso, todos os

folículos pilosos apresentam em anexo uma glândula sebácea, que produz o sebo

envolvido na manutenção da barreira protetora, no odor corporal, na diferenciação

da epiderme e na proteção contra a radiação ultravioleta (GIMIER; JUEZ, 2005;

THIBOUTOT et al., 2003; ZOUBOULIS, 2003).

A haste do cabelo é uma formação epitelial córnea com várias camadas

sobrepostas de células mortas, preenchidas essencialmente por α-queratina. Esta

proteína está disposta em cadeias polipeptídicas helicoidais e é formada por elevada

proporção de cistina insolúvel, estabilizada física e quimicamente por ligações

dissulfeto, ligações de hidrogênio e interações de van der Walls hidrofóbicas e

salinas (SCHUELLER; ROMANOWSKI, 2005; BOLDUC; SHAPIRO, 2001). Estas

células compõem três camadas: cutícula, córtex e, em alguns casos, medula na

região central (Figura 1) (BHUSHAN, 2010; BARATA, 2002; MARIEB; HOEHN,

2007).

5

Figura 1: (A) Estrutura do folículo capilar sob a pele; (B) Estrutura e principais partes do fio

de cabelo externo à pele (OLIVEIRA et al., 2014).

A cutícula é a região mais externa do fio e é composta por 6 a 10 camadas de

células alongadas, sobrepostas longitudinal e circunferencialmente, translúcidas,

sem pigmentos e totalmente queratinizadas. Ela protege as células corticais e regula

o ingresso e o egresso de água, o que permite manter as propriedades físicas da

fibra (BARATA, 2002; BHUSHAN, 2010; BOLDUC, SHAPIRO, 2001). Em uma

cutícula saudável, as células estão justapostas ao eixo do cabelo, tendo por isso

uma aparência macia, que permite a reflexão da luz e limita a fricção entre os fios.

Portanto, a cutícula é responsável pelo brilho e pela textura do cabelo. Porém, em

um cabelo danificado, esta superfície apresenta-se áspera e com irregularidades,

devido às cargas elétricas negativas que se acumulam e fazem levantar as células

(frizz estético) (BARATA, 2002).

A cutícula pode ser dividida em quatro subunidades com composições

químicas distintas (Figura 2). A endocutícula, porção mais interna e hidrofílica da

cutícula, é composta por material não-queratinoso, como aminoácidos,

especialmente lisina, arginina, ácido aspártico e ácido glutâmico. As exocutículas A e

(A)

(B)

6

B são hidrofóbicas e mais reticuladas devido ao maior conteúdo de cistina. A

epicutícula é uma fina membrana hidrofóbica mais externa medindo 2-5 nm e rica

em cistina. Os grupos cistina da epicutícula estão ligados a uma camada de lipídios

(ácido 18-metilenicosanóico), formando uma membrana aproteolipídica que reveste

a cutícula (PÜNTENER, SCHLESINGER, 2000; RICHENA, REZENDE, 2015).

Figura 2: Estrutura do fio de cabelo (DOLIJAL, 2016).

Ao córtex é atribuída a grande resistência dos fios de cabelo (Figura 3). Nele

encontramos quantidades variáveis de grânulos de melanina cujo tipo, tamanho e

quantidade são responsáveis pela coloração dos cabelos e pela sua fotoproteção

natural. Esta camada é composta por células corticais alongadas firmemente

compactadas e preenchidas com filamentos de queratina, que estão orientados

paralelamente à fibra do cabelo (BOLDUC; SHAPIRO, 2001). As queratinas são

proteínas secundárias em forma de espiral, com aproximadamente 1 nm de

diâmetro, produzida pelos queratinócitos e constituída pela mistura de vários

aminoácidos, sendo a cistina o principal deles (ROBBINS, 2002; BHUSHAN, 2010).

Sua estrutura é estabilizada por interações inter- e intracadeias, como pontes de

hidrogênio e dissulfeto. As unidades de cistina podem ligar os filamentos de

queratina adjacentes, através de ligações dissulfeto (-S-S-). Este tipo de ligação forte

forma uma estrutura tridimensional com alto grau de entrecruzamento, que é

7

responsável pela grande estabilidade química e física das fibras de queratina,

contribuindo ainda para a forma e textura do cabelo. A redução destas ligações

causa mudanças nas propriedades mecânicas do fio (SINCLAIR, 2007; BOLDUC;

SHAPIRO, 2001). As pontes dissulfeto permanecem intactas, por exemplo, quando o

cabelo é molhado, permitindo que este retorne à sua forma original. Além destas,

outras ligações mais fracas, tais como as interações de Van de Waals e pontes de

hidrogênio, contribuem para a ligação das cadeias polipeptídicas. No entanto, ao

contrário das anteriores, estas são facilmente quebradas, por exemplo, com o

aquecimento do cabelo (FEUGHELMAN, 1997; SINCLAIR, 2007).

Figura 3: Micrografia eletrônica de varredura do córtex do cabelo (SCANAVEZ,

2001).

A medula pode ou não estar presente nas fibras de cabelo humano. De uma

forma geral, ela não contribui significativamente para a massa do fio do cabelo e

acredita-se que a sua contribuição para as propriedades mecânicas seja

negligenciável, pelo que desempenha um pequeno ou nenhum papel na cosmética

(BOLDUC; SHAPIRO, 2001; BHUSHAN, 2010).

8

3.1.2. Pigmentação natural dos cabelos

A cor do cabelo é determinada pela melanina, que é produzida pelos

melanócitos (Figura 4) presentes na matriz do bulbo capilar, sendo depois

transferida em melanossomas para as células do córtex durante a anagênese (fase

de crescimento) (FITZPATRICK; WOLFF, 2008; HARRISON; SINCLAIR, 2003;

GRAY, 2008).

Figura 4: Esquema representativo de um melanócito (TOLEDO, 2004).

Considera-se que a cor do cabelo resulta da presença de dois tipos principais

de melaninas: as eumelaninas e as feomelaninas (Figura 5). A eumelanina é, em

geral, mais abundante, e é o principal pigmento encontrado nos cabelos

castanhos/pretos. A feomelanina é menos abundante e é o pigmento predominante

nos cabelos louros e ruivos (FITZPATRICK; WOLFF, 2008; HA; REES, 2002).

Assim, a cor natural do cabelo é a consequência das proporções relativas de

eumelanina/feomelanina e da quantidade total de melanina presente no cabelo

(GRAY, 2008).

9

Figura 5: Estruturas químicas das moléculas de (A) eumelanina e (B) feomelanina

(OLIVEIRA et al., 2014).

As melaninas do cabelo fornecem proteção fotoquímica às proteínas

presentes no fio, especialmente frente às radiações de menor comprimento de onda,

pois absorvem as radiações ultravioletas (UV) oxidativas de alta energia e as dissipa

na forma de calor, atuando como filtros solares biológicos. Entretanto, neste

processo os pigmentos são degradados ou descorados (NOGUEIRA; JOEKES,

2004).

O cabelo cinzento ou branco resulta da diminuição da produção de melanina

pelos melanócitos, e é a manifestação mais clássica do envelhecimento (TRUEB,

2006; MARIEB; HOEHN, 2007; GIMIER; JUEZ, 2005). Este processo é quase

sempre irreversível, e os produtos cosméticos procuram combatê-lo das mais

diversas formas (GIMIER; JUEZ, 2005).

3.1.3. Oxidação química do pigmento capilar

A oxidação química (descoloração) provoca o clareamento da cor natural do

cabelo devido à oxidação da melanina presente no córtex (HARRISON; SINCLAIR,

2003). O método mais frequentemente utilizado para este procedimento, envolve o

uso de uma solução alcalina de peróxido de hidrogênio a 12%, com pH entre 9 e 11,

contendo outros intensificadores, tais como persulfato de amônio ou persulfato de

potássio (GARGANO et al., 2018; XIA et al., 2018).

O processo de clareamento ocorre em duas etapas: solubilização dos

grânulos de melanina, seguida de sua descoloração. A mistura alcalina de peróxido

de hidrogênio e persulfato perturba a estrutura da cutícula, fazendo com que suas

camadas se separem e se tornem mais permeáveis. O oxidante libera O2 no interior

10

da fibra, que se liga aos grânulos de melanina, provocando desaglomeração de seus

discos e eliminação das folhas oligoméricas. Com isso, o grânulo torna-se menor e a

fibra mais clara. Dessa forma, o clareamento obtido está diretamente relacionado

com a quantidade de oxigênio liberado (GROSVENOR, et al., 2018; ROBBINS,

2002; ALVES, 2013).

Os procedimentos cosméticos de clareamento capilar causam danos

substanciais nas camadas da cutícula e no córtex, além da degradação extensiva

dos grânulos de melanina, tornando o fio mais frágil e quebradiço e alterando a sua

textura. Isto ocorre devido ao fato da oxidação não provocar alterações apenas na

melanina, mas em diversas estruturas do fio. Durante o processo de

branqueamento, a cutícula se ergue e é desgastada, aumentando a sua porosidade

e causando reflexão difusa. Além disso, as ligações dissulfureto da queratina podem

ser atacadas pelo peróxido de hidrogênio, levando à clivagem oxidativa das pontes

dissulfeto. Outras ligações, como ligações peptídicas e de hidrogênio também são

afetadas durante a reação, assim como diversas proteínas. O acumulo de tais

perturbações na estrutura química do cabelo, se traduz em modificações em níveis

estruturais mais elevados e afeta a aparência, a textura, a força e o brilho do cabelo.

Para minimizar estes efeitos é aconselhável o uso de condicionadores, tanto na

solução de descoloração como após este processo (GROSVENOR, et al., 2018; XIA

et al., 2018; RYU et al., 2016).

Estudos realizados por Grosvenor et al. (2018) sugerem que as proteínas

capilares, tanto as que estão localizadas na cutícula quanto as associadas à matriz

de queratina, são progressivamente oxidadas à medida que aumenta a severidade

da descoloração. Além disso, em estudos realizados por seu grupo de pesquisas, as

proteínas remanescentes na fibra após o processo de descoloração foram

progressivamente oxidadas, principalmente nos resíduos de aminoácidos contendo

enxofre, cisteína e metionina, levando ao aumento dos níveis de ácido cisteico. O

exame ultraestrutural das fibras branqueadas revelou a perda de camadas de

células da cutícula e a degradação do complexo da membrana celular da cutícula

(CMC), além da perda de ligações cruzadas estruturais.

Em pesquisas realizadas por Ryu e colaboradores (2016), a fibra capilar foi

analisada quanto a sua composição durante diferentes etapas do processo de

11

clareamento, utilizando microespectroscopia no infravermelho com transformada de

Fourier. Este estudo demonstrou que, com o aumento do tempo de clareamento, a

banda de monóxido de cistina apresentou área maior e mais intensa, indicando

aumento da oxidação do aminoácido cistina e do dano à fibra capilar.

3.2. Influência dos cabelos na autoestima

Sabe-se que, na sociedade atual, com o aumento da expectativa de vida,

conservar uma boa aparência física e um semblante jovem e enérgico desempenha

um importante papel na autoestima. Os cabelos são capazes de conferir estilo e

personalidade e revelar os valores pessoais e o cuidado que o indivíduo tem consigo

mesmo, além de possuir grande impacto na aparência pessoal, tornando-se parte da

identidade do indivíduo. Portanto, os cabelos são capazes de influenciar na

autoestima de homens e mulheres. Uma pessoa com a autoestima fortalecida é

positiva e construtiva, ao contrário daquelas com baixa autoestima, que agem

movidas pela aprovação ou não das pessoas com as quais se relacionam (TRUEB,

2006; PASINI, 2007; ROSEN, 2015).

Algumas condições, como alopecia, hirsutismo e perda da coloração capilar,

podem ter um impacto muito significativo na qualidade de vida dos indivíduos

induzindo a uma diminuição da auto-estima, um senso de inadequação social e

sentimentos de desamparo. Os seres humanos, ao longo da história, têm utilizado

diferentes materiais e métodos físicos e químicos para alterar a aparência física do

cabelo, como alisamentos, ondulações, tinturas, relaxamentos, entre outros, de

acordo com aspirações individuais e de status social (DIAS et al., 2007; CHUA;

LEVEL, 2005; HARRINSON; SINCLAIR, 2003; ROSEN, 2015).

Segundo Pasini (2007), a autoestima é difícil de ser descrita por ser

inconstante e estar em função do passado, do conjunto de experiências vividas e

dos acontecimentos atuais. Trata-se de uma autoavaliação objetiva e sincera, que

influencia todas as experiências e a qualidade de vida do indivíduo (KHOURY,

2004). A psicologia considera a autoestima a principal ferramenta para o ser humano

enfrentar os desafios do cotidiano e lidar com as frustrações e conflitos diários

(ANDRADE; GONÇALVES, 2008). PASINI (2007) observa que vivemos numa

sociedade baseada na aparência e o peso dessa cultura, que valoriza a imagem e o

status social, influencia diretamente no modo como as pessoas se vêem e agem,

12

principalmente nos casos de profissionais que estão em contato direto com o público

e, consequentemente, estão expostos a julgamentos e à confiabilidade passada pela

imagem.

Segundo Corral (2017), o homem contemporâneo não tem receio de cuidar da

sua aparência física, o que o tem levado a um consumo cada vez maior de

cosméticos, principalmente perfumes e/ou água de colônia, sabonete em barra ou

líquido e gel fixador para cabelo, com o objetivo de melhorar a autoestima, seu

próprio autoconceito e a necessidade de autoafirmação social.

Além de todos os atributos estéticos, o cabelo pode ser um indicador de uma

variedade de condições de saúde. Por exemplo, cabelos quebradiços podem ser

sinal de doença tireoidiana ou deficiência nutricional, psoríase e tinea capitis podem

levar a uma sensação de couro cabeludo ressecado e desequilíbrios hormonais

podem ocasionar em queda de cabelo (ROSEN, 2015).

3.3. Radiação UV-Vis e a saúde do cabelo

A radiação UV compreende uma faixa de comprimentos de onda que vai desde

100 a 400 nm, podendo ser classificada, segundo a Comissão Internacional de

Iluminação (CIE), em três regiões: UVA (315 – 400 nm), UVB (280 – 315 nm) e UVC

(100 – 280 nm). A camada de ozônio bloqueia a entrada de UVC, permitindo a

passagem de 1-10% de UVB e 90-99% de UVA. A exposição a esse tipo de radiação

ocorre tanto devido à radiação solar quanto proveniente de lâmpadas e pode causar

danos à pele e aos cabelos. Os efeitos causados pela radiação UV na estrutura

capilar são cumulativos, uma vez que não ocorre regeneração das fibras

deterioradas. Esses efeitos se associam a outros fatores, acelerando as

modificações estruturais do fio (DARIO et al, 2015).

A cutícula é a camada mais externa do cabelo, portanto, a região mais exposta a

agentes químicos e ambientais, que podem ser prejudiciais à fibra. A exposição do

cabelo humano à luz solar causa danos ao mesmo devido à radiação UV, que é

absorvida pelas fibras capilares. A absorção desta radiação leva à transição de

aminoácidos para estados excitados, uma vez que os fótons podem ser absorvidos

por ligações dissulfeto de proteínas solúveis de baixo peso molecular e queratinas

13

fibrilares do córtex. Os cromóforos mais significativos de proteínas (triptofano,

tirosina, fenilalanina e cisteína) absorvem na faixa de comprimento de onda do UVB,

portanto, não devem sofrer danos diretos significativos quando expostos à radiação

UVA e VIS. No entanto, a radiação UVB pode resultar na decomposição das

ligações dissulfeto, na oxidação da cistina a ácido cisteico e na degradação proteica,

produzindo grupos carbonila e amina (CHANDRASHEKARA, RANGANATHAIAH,

2010; DARIO, 2015; FERNANDÉZ et al., 2012).

A ligação dissulfeto, liga dois aminoácidos contendo enxofre e forma um arranjo

reticulado extenso dentro da fibra capilar, contribuindo para a estabilidade mecânica

e resistência química da fibra. Portanto, a destruição destas ligações reduz a

resistência mecânica da fibra capilar. Em maior escala, os raios UV causam

mudanças na cor e nas propriedades sensoriais do cabelo, promovendo o

ressecamento da fibra, aumento da porosidade e perda de flexibilidade.

Além da interação direta entre a radiação UV e os componentes do cabelo, a

fotodegradação capilar também é produto da formação de espécies reativas de

oxigênio (ERO) pela interação da radiação UVA com fotossensibilizadores

endógenos. As ERO, por sua vez, estão relacionadas à produção de oximelanina a

partir da melanina, à oxidação de pigmentos artificiais em cabelos tingidos e à

oxidação de aminoácidos, como triptofano e cisteína (CHANDRASHEKARA,

RANGANATHAIAH, 2010; DARIO, 2015; FERNANDÈZ et al., 2012).

Estudos realizados por Richena (2015) indicaram alterações na morfologia da

cutícula após irradiação com lâmpada de mercúrio, resultando na formação de

pequenas saliências de forma globular (até 5 nm de altura) na superfície do fio, além

de abertura das escamas das cutículas. Essas alterações foram acompanhadas de

aumento no nível de oxidação da cistina.

Em estudos realizados por Fedorkova et al. (2016), os resíduos de aminoácidos

das camadas mais externas da cadeia capilar mostraram-se mais fotodanificados do

que os das camadas internas, com diminuição da quantidade de ligações S-S e C-S

de cistinas. Isto pode ser explicado devido à ausência de melanina nas camadas

mais externas da fibra. Os grânulos de melanina absorvem seletivamente a radiação

e, deste modo, apresentam uma função fotoprotetora, absorvendo, filtrando e

dissipando a energia como calor, mas no processo ficam degradados ou clareados.

14

A capacidade da melanina de absorver energia está relacionada à presença de

grupos carbonila e de ligações duplas conjugadas em sua estrutura, conforme

encontrado também em filtros UV sintéticos. Porém, esses grânulos representam

apenas uma pequena fração da massa total da fibra (2-3%), enquanto os outros

constituintes estruturais permanecem expostos à radiação. (CHANDRASHEKARA,

RANGANATHAIAH, 2010; RICHENA, REZENDE, 2015; DARIO, 2015). Ainda neste

estudo, imagens de microscopia eletrônica (Figura 6) mostraram sinais típicos de

danos fotoinduzidos na cutícula (perdas focais de arestas cuticulares e

deslocamentos de cutícula), o que pode facilitar a perda de queratinas solúveis da

haste capilar.

Figura 6: Imagens de MEV de cutícula de (a) controle e (b) fios de cabelo irradiados,

mostrando aumento da rugosidade da superfície, bordas recortadas e esfoliação da cutícula

(FEDORKOVA, 2016).

3.4. Cosméticos

Cosméticos são produtos com componentes naturais ou sintéticos, destinados a

serem aplicados na pele, cabelo, cavidade oral e mucosa com a função de

higienização corporal, proteção, manutenção do bom estado, odorização e

embelezamento. Produtos cosméticos podem ser encontrados em diversas formas,

15

tais como: soluções, géis, óleos, cremes, loções, mousses, suspensões, pós,

bastões, pastas e aerossóis. A Agência Nacional de Vigilância Sanitária (Anvisa)

determina, pela Resolução da Diretoria Colegiada (RDC) nº 7, de 10 de fevereiro de

2015, a classificação destes produtos em dois grupos, de acordo com seu grau de

risco. Produtos com grau de risco 1 são considerados seguros e possuem

propriedades básicas, cuja comprovação não é necessária, como é o caso de

sabonetes, perfumes, hidratantes corporais, desodorantes corporais e enxaguantes

bucais. Os produtos com grau de risco 2 (como protetores solares, repelentes contra

insetos, antitranspirantes e xampus e condicionadores com ação antiqueda ou

anticaspa, por exemplo) possuem potencial risco para a segurança humana e

indicações específicas, sendo, portanto, exigida a comprovação da eficácia e

segurança, além de informações acerca de cuidados, modo e restrições de uso

segundo a RDC 07/2015 da ANVISA (ANVISA, 2015; FREIRE, 2015).

O mercado de cosméticos é um dos setores que mais cresce mundialmente, com

destaque para a cosmética orgânica. Um dos nichos mais promissores é o de

produtos naturais, considerado o alvo da maioria das empresas farmacêuticas e de

cosméticos internacionais. Aliado a isso, um número considerável de consumidores

optam atualmente por produtos naturais e orgânicos em detrimento daqueles que

utilizam substâncias petroquímicas. A fitocosmética é a ciência dedicada ao estudo e

aplicação dos princípios ativos extraídos de espécies vegetais em cosméticos,

buscando-se recursos disponíveis, renováveis e permitindo uma atividade

sustentável (FREIRE, 2015).

3.4.1. Testes de mutagenicidade

Os produtos cosméticos podem ocasionar efeitos adversos ao usuário e,

portanto, antes de sua colocação no mercado, deve ser assegurada sua segurança

nas condições normais ou razoavelmente previsíveis de uso. As reações adversas a

cosméticos podem ser reações irritativas imediatas ou acumulativas, alérgicas ou

sensibilizantes, dermatites por fotossensibilização, reações sistêmicas, físicas, por

oclusão ou carcinogênica (CHORILLI et al., 2007). Fotomutagenicidade ou

fotogenotoxicidade é a habilidade da radiação UV de gerar fotoprodutos capazes de

causar mutações por diferentes mecanismos. Um destes mecanismos é a geração

de produtos com curta meia-vida, como ERO, ou moléculas em um estado excitado

16

de curta duração, que reagem diretamente com o DNA. Outro mecanismo de

fotomutagenicidade se dá pela formação de fotoprodutos mais estáveis sob

irradiação (MÜLLER, GOCKE, 2013; WATANABE-AKANUMA, INABA, OHTA, 2007).

Diferentes classes de substâncias químicas usadas como ingredientes

farmacêuticos e cosméticos, como por exemplo, diuréticos, antibacterianos,

antiinflamatórios não-estereoidais, psoralenos e retinóides, têm se mostrado

capazes de aumentar a sensibilidade da pele à radiação ou induzir efeito fototóxico

por absorver energia da luz solar, gerando intermediários reativos e/ou EROs e

dando início a numerosas reações fototóxicas e fotoalérgicas (STRUWE et al.,

2007). De acordo com a Agência Internacional de Pesquisas em Câncer (IARC -

International Agency of Research on Cancer), alguns pigmentos e aditivos químicos

presentes em certas tinturas de cabelo foram considerados carcinogênicos e

mutagênicos em ensaios in vitro e in vivo (IARC, 2010). Isso é relevante, uma vez

que, segundo estudos realizados pelo Instituto Nacional de Metrologia, Normalização

e Qualidade Industrial (INMETRO), 26% dos adultos no Brasil fazem uso de tinturas

capilares e muitos são os profissionais expostos diariamente a estes produtos

(INMETRO, 2014). Estudos epidemiológicos indicam um risco aumentado de câncer

de bexiga em cabeleireiros expostos à tinturas de cabelo (TAFURT-CARDONA et

al., 2015).

Para a avaliação do potencial mutagênico de uma substância, é geralmente

utilizado o teste de Ames. Este teste analisa a atividade mutagênica da substância,

utilizando o procedimento experimental do ensaio em placa de

Salmonella/Microssoma de Ames para cada um dos cinco estirpes histidino-

dependentes de Salmonella typhimurium com ou sem ativação com microssomas de

mamíferos (fração S9 de fígado de rato), fazendo uso de um controle negativo e um

controle positivo (composto por um mutágeno conhecido) (CHORILLI et al., 2007).

3.4.2. Cosméticos capilares

Cosméticos capilares são preparações destinadas ao uso no cabelo e/ou couro

cabeludo, com o objetivo de limpar, promover atratividade e alterar ou proteger a

aparência. Um dos principais efeitos buscados pelos consumidores é o aumento do

brilho capilar, relacionado a aspectos de beleza e saúde. A luz, ao atingir a

superfície do cabelo, pode ser refletida especularmente, quando o ângulo de

17

reflectância é igual ao ângulo de incidência, ou difusamente, em ângulos diferentes

do ângulo incidente. A razão entre estas reflexões da luz, geralmente é adotada

como medida do brilho das fibras. A suavidade da cutícula é um dos fatores mais

importantes para reduzir a reflexão difusa na superfície do cabelo, proporcionando

um brilho saudável. Sabe-se também que resíduos de xampu, calor seco excessivo

e alguns tratamentos químicos induzem a formação de poros nas fibras ou

rugosidade na superfície. Caso essas deformações sejam maiores que o

comprimento de onda da luz, irão provocar aumento da reflexão difusa, com

opacificação da fibra capilar. O ato de pentear ou escovar o cabelo vigorosamente

pode ocasionar a abrasão das fibras capilares, quebrando as extremidades das

escamas cuticulares e criando outras irregularidades, que contribuem para aumentar

o espalhamento difuso e tornar o cabelo mais opaco (FREIRE, 2015).

Com o intuito de melhorar as propriedades visuais e sensoriais do cabelo, podem

ser incorporados aos cosméticos capilares diversas proteínas, peptídeos e

aminoácidos capazes de ampliar a força e reduzir os danos causados às proteínas

do fio durante repetidas lavagens e tratamentos químicos (CRUZ et al., 2016).

Xampus são os cosméticos capilares mais comumente usados. Devido aos

surfactantes contidos em sua formulação, o xampu pode remover partículas de

sujeira e sebo do cabelo e do couro cabeludo, mas essa ação deve ser suave a fim

de evitar a remoção completa de óleos naturais e sebo da pele. Muitos desses

produtos possuem pH alcalino, o que provoca abertura das cutículas, favorecendo o

dano. Condicionadores são utilizados após o uso do xampu, para diminuir o “frizz” e

aumentar a maciez e o brilho do cabelo. Podem ser usados também afim de reduzir

um trauma químico ou mecânico, como os provocados por tinturas permanentes,

descolorações ou por escovação excessiva. Agentes condicionadores tem cargas

positivas (comumente surfactantes catiônicos) que neutralizam as cargas negativas

da superfície da fibra, além disso são capazes de lubrificar a cutícula e baixar suas

escamas, resultando na redução da hidrofilicidade e aumento da suavidade e do

brilho do cabelo (ALESSANDRINI; PIRACCINI, 2016).

As tinturas capilares modernas tornam possível que homens e mulheres troquem

a cor dos seus cabelos, de acordo com suas preferências ou tendências de moda,

sendo necessários apenas alguns minutos. Estas tinturas podem ser classificadas

18

como temporárias, semi-permanentes ou permanentes, de acordo com seu tempo

de permanência na fibra capilar, que depende da capacidade das moléculas de

pigmentos atingirem o córtex do cabelo e ali permanecerem. A coloração

permanente penetra no córtex capilar, onde sofre reações, gerando corantes de alta

massa molar, que ficam permanentemente presos no interior da fibra capilar

(BOLDUC; SHAPIRO, 2001). A modificação da cor dos cabelos também pode ser

feita através de técnicas de descoloração, usando substâncias como amônia,

peróxido de hidrogênio e sais de persulfato. O pH alcalino da solução levanta as

escamas das cutículas, facilitando a penetração do agente oxidante no córtex onde

irá reagir com grânulos de melanina, dissolvendo-os.

Através de tratamentos químicos também é possível alisar permanentemente o

cabelo usando soluções com pH elevado (9,0 – 14,0), que incham a fibra capilar,

abrindo as escamas cuticulares. O produto reage com a queratina pela quebra e

rearranjo das pontes dissulfeto (ALESSANDRINI; PIRACCINI, 2016).

Os produtos capilares podem ser apresentados em diversas formas, entre elas

estão os géis. Géis hidrossolúveis vêm sendo amplamente usados em produtos

cosméticos e bases dermatológicas, uma vez que apresentam fácil espalhamento,

permitem a veiculação de princípios ativos hidrossolúveis e não são oleosos. Trata-

se de sistemas semissólidos que consistem na dispersão de moléculas, como

polímeros, em meio aquoso, adquirindo uma consistência semelhante à gelatina. O

tipo de polímero empregado pode influenciar no comportamento reológico e,

portanto, na estabilidade física da formulação. O comportamento reológico dos géis

hidrossolúveis, em geral, é do tipo pseudoplástico e tixotrópico, ou seja, durante a

aplicação o produto torna-se mais fluido, devido à redução da viscosidade e

aumento do cisalhamento, facilitando o espalhamento e, ao cessar a aplicação,

recupera sua viscosidade inicial, evitando escorrimento do produto. Géis fixadores

de penteado são muito utilizados para ajudar a modelar os fios sem afetar sua

estrutura. Estes géis são, basicamente, dispersões coloidais com viscosidade alta o

suficiente para fixar as mechas de cabelo. Em geral, apresentam em sua

composição poliuretano, silicones, poli(acetato de vinila) ou poli(vinil pirrolidona).

Existem atualmente diversos géis capilares com variados graus de fixação e

diferentes aditivos, como glitter e pigmentos (VELASCO et al.,2014; OLIVEIRA,

2013; QUEIROZ, 2008).

19

3.4.3. Produtos antienvelhecimento

O envelhecimento capilar compreende a degeneração da fibra por processos

químicos, mecânicos e biológicos, o ressecamento e o decaimento da função dos

melanócitos e da produção de novos fios, devido ao envelhecimento do folículo.

Muitos estudos sugerem que estes efeitos estão relacionados a danos sofridos no

DNA mitocondrial, à produção de espécies reativas de oxigênio (EROs) e ao

decaimento da função antioxidante (GIORGI et al., 2018; DAVALLI et al., 2016;

KAMMEYER, LUITEN, 2015). Em geral, antioxidantes endógenos, como superóxido

dismutase (SOD), catalase, glutationa S-transferase (GST) e glutationa peroxidase

(GPX), são responsáveis pela neutralização dos radicais livres (TRUEB, 2006;

FUJIMOTO, YAMASOBA, 2014).

A perda de cabelo progressiva, relacionada com a idade, é um sintoma bastante

comum na população idosa. O cabelo grisalho, um dos mais visíveis sinais de

envelhecimento, é mais grosso e menos maleável que o cabelo pigmentado, além de

ser mais resistente a incorporação de tinturas. O cabelo seco, ou seja, que não

possui umidade suficiente, apresenta perda do brilho natural e torna-se mais difícil

de ser estilizado. Normalmente, isso ocorre devido a extrema danificação e

porosidade da cutícula, deixando o córtex exposto, o que o impede de manter a

umidade. O tratamento do cabelo seco e danificado é feito normalmente através de

condicionadores contendo moléculas grandes que se depositam nas bordas das

escamas danificadas da cutícula, ajudando a alisar e preencher as fraturas e fissuras

(TRUEB, 2006; FUJIMOTO, YAMASOBA, 2014).

A aplicação de substâncias antioxidantes em produtos cosméticos é uma das

estratégias mais efetivas para combater o envelhecimento capilar, sendo capaz de

interromper a reação em cadeia gerada pelo radical livre, além de ajudar a reparar a

pele e os cabelos e proteger contra danos oxidativos (FERNANDÉZ et al., 2012).

Segundo NASIR & SETAPAR (2018), conhecidos antioxidantes como vitamina E,

fitoesteróis, compostos fenólicos e α-tocoferol, apresentam potencial atividade

fotoprotetora e eficácia antirrugas, além de prevenir o dano capilar e aprimorar o

brilho do cabelo.

20

Um estudo realizado por Fernandéz et al. (2012) avaliou os efeitos do tratamento

de mechas de cabelo com os extratos de arroz (Oryza sativa L.) e de folhas de

alcachofra (Cynara scolymus L.), rico em substâncias antioxidantes, sobre a fibra

capilar. Os principais componentes presentes no extrato de folhas de alcachofra

foram os ácidos hidroxicinamicos e flavonoides enquanto no extrato de arroz foram

encontrados, majoritariamente, peptídeos e aminoácidos bifuncionais,

polissacarídeos e ácido fítico. Os resultados encontrados mostraram que as fibras

tratadas com os extratos contendo antioxidantes levaram ao aumento da resistência

mecânica, redução da oxidação de proteínas e lipídeos e melhor conservação da cor

e do brilho do fio, mesmo após expostos à radiação UV-Vis. Além disso, imagens de

MEV mostram que as cutículas das fibras tratadas com antioxidantes permaneceram

oclusas após exposição à radiação UV-Vis, ao contrário das mechas tratadas com

formulação sem antioxidante.

3.4.4. Fotoprotetores capilares

Em geral, fotoprotetores são preparações cosméticas que podem conter filtros

UV inorgânicos (físicos) e orgânicos (químicos), que são moléculas ou complexos

moleculares capazes de absorver, refletir ou dispersar a radiação UV. Filtros

químicos UVA e UVB, como o metoxicinamato de etilhexilo, salicilato de etilhexilo,

ácido tereftalideno dicânfora sulfônico, drometrizol trisiloxano, 4-etilbenzilideno

cânfora, ácido sulfônico fenilbenzimidazol, triazona de etilhexil,

metoxidibenzoilmetano butílico e algumas benzofenonas, são incorporados em

produtos capilares, como géis, “leave-on”, xampus e condicionadores a fim de

proteger a estrutura do cabelo da luz solar. No entanto, a maioria desses filtros

iônicos não aderem bem à fibra capilar, sendo facilmente removidos, o que reduz

sua capacidade fotoprotetora. Devido ao ponto isoelétrico da queratina, a superfície

do cabelo tende a ter carga negativa. Portanto, moléculas carregadas positivamente

terão maior afinidade com a fibra capilar e, consequentemente, maior capacidade de

proteger o cabelo contra danos foto-oxidativos causados pela radiação solar, uma

vez que não são facilmente removidas durante a lavagem. Alguns exemplos dessas

substâncias são: cloreto de cinamidopropil trimônio, tosilato de dimetilpabamidopropil

21

laurdimônio e tosilato de dodecil dimetilaminobenzamidopropil dimetilamônio

(DARIO, 2015).

Alguns silicones (polímeros de silício, carbono, hidrogênio e oxigênio, podendo

conter nitrogênio e enxofre) também têm sido utilizados com a finalidade de proteger

os cabelos dos efeitos danosos da radiação solar, formando uma película ao redor

da fibra, além de fornecer brilho e facilitar o ato de pentear. Além dos silicones e dos

filtros solares comumente usados para cuidados da pele, moléculas com

propriedades antioxidantes poderiam impedir a formação de radicais livres e

proteger as estruturas do cabelo (pigmentos, proteínas e lipídios) da oxidação,

auxiliando na proteção da cor de cabelos louros e tingidos. Neste sentido, os

polifenóis vêm ganhando grande interesse, por se tratarem de substancias

antioxidantes que podem ser facilmente obtidas de frutas e legumes em altas

concentrações (DARIO, 2015; FERNANDÈZ et al, 2012).

Campo, Zhang e Wakeford (2017) realizaram um estudo onde foi avaliada a

redução da quebra do fio de cabelo após tratamento com óleo de Synsepalum

dulcificum. Os autores atribuíram aos constituintes antioxidantes e antiinflamatórios

do óleo (como o esqualeno e álcoois triterpênicos) a proteção do fio contra

agressões ambientais, como a radiação ultravioleta. Estudos semelhantes foram

realizados por Leite e Campos (2018), onde uma formulação para cabelos contendo

extratos botânicos de Camellia sinensis, Vitis vinífera e Euterpe orleacea foi testada

quanto a seus efeitos fotoprotetores. Os extratos testados apresentaram alta

atividade antioxidante e grande concentração de compostos fenólicos. No fio, a

formulação se mostrou eficaz na prevenção de danos por UV, com melhora da

resistência mecânica, redução na força de penteabilidade e aumento do brilho.

Os resultados publicados na literatura são difíceis de serem comparados, uma

vez que não existem parâmetros regulados para a avaliação da eficácia de produtos

de cuidados com os cabelos, como existem para a fotoproteção da pele. Por essa

razão, é de extrema importância que os pesquisadores se atentem para a aplicação

de condições experimentais semelhantes a um nível real de exposição solar.

22

3.4.5. Utilização de organismos marinhos em cosméticos

Os oceanos abrigam uma enorme biodiversidade de espécies e, dentre elas,

diversos microrganismos. Estas espécies vêm sofrendo, ao longo dos anos, uma

série de adaptações biológicas, levando à produção de um amplo espectro de

moléculas bioativas. Além disso, a demanda dos consumidores por produtos

naturais e ambientalmente sustentáveis tem aumentado, dadas as preocupações

com a saúde individual e do meio ambiente. Nesse sentido, organismos e

microrganismos marinhos, têm atraído grande atenção como produtores de

compostos bioativos que podem ser explorados para fins comerciais, incluindo fins

cosméticos, uma vez que exibem atividade fotoprotetora, antienvelhecimento,

antimicrobiana, antioxidante e hidratante. As bactérias são tipicamente os membros

mais abundantes e diversos da microbiota marinha, englobando as cianobactérias,

microrganismos fotossintéticos cujas atividades benéficas em produtos e alimentos

têm sido amplamente reportadas na literatura (CORINALDESI et al., 2017; WANG,

2015).

Com a crescente conscientização dos riscos advindos da exposição à radiação

UV, deu-se um aumento da produção e do consumo de produtos de proteção solar

em todo o mundo. Com o passar dos anos, um conjunto de mecanismos de proteção

contra os efeitos nocivos da radiação UV foi sendo desenvolvido por diversos

organismos marinhos, através da produção de compostos absorvedores de UV, tais

como carotenoides, micosporinas, aminoácidos semelhantes à micosporina (MAA –

Mycosposrine-like amino acids), citoneminas (que ocorrem em cianobactérias) e

melanina. Dessa forma, estes compostos apresentam um grande potencial para o

desenvolvimento de novos filtros UV naturais. A busca por novos fotoprotetores

alternativos, principalmente de origem natural, tem crescido, uma vez que os filtros

orgânicos e químicos comumente utilizados para este fim podem ter efeitos nocivos,

não só para o consumidor, mas também para a vida marinha (CORINALDESI et al.,

2017).

Micosporinas e MAA são moléculas hidrossolúveis de baixo peso molecular

sintetizadas e acumuladas por uma vasta gama de organismos, tais como

cianobactérias, procariontes e algas. As micosporinas possuem em sua estrutura

uma aminociclohexenona ou um anel aminocicloheximina com substituintes de

nitrogênio ou álcool imino e absorvem na faixa de 310 a 320 nm. MAA são derivados

23

imina de micosporinas que contêm um anel amino-ciclohexenimina ligado a um

aminoácido, amino álcool ou grupo amino com absorção na faixa de 320 a 360 nm,

sendo mais favoráveis a ter ação fotoprotetora devido ao seu amplo espectro de

absorbância e capacidade de dissipar a radiação UV sem produzir ERO. Além disso,

as MAA possuem atividade antioxidante, eliminando ânions superóxidos e inibindo a

peroxidação lipídica (WANG, 2015; CORINALDESI et al., 2017).

Suspeita-se que muitos dos pigmentos sintéticos conhecidos atualmente sejam

carcinogênicos e seu uso contínuo seja capaz de causar danos aos rins e fígado

(SAINI, 2018). Por essa razão, observa-se um crescente interesse do mercado pelos

pigmentos naturais, especialmente pigmentos microbianos. Estes últimos podem

possuir diversas propriedades benéficas como anticancerígeno, antiproliferativo,

imunossupressor e antibiótico, além de apresentar biodegradabilidade, sendo de

ampla aplicação, principalmente nas indústrias alimentícia, farmacêutica e têxtil. Na

indústria farmacêutica, pigmentos de origem microbiana, como a antocianina, a

prodigiosina e a violaceína, vêm sendo amplamente utilizadas no tratamento de

doenças (KUMAR et al., 2015).

Os carotenoides são os pigmentos mais comuns encontrados na natureza,

sendo responsável pela coloração de diversas frutas, vegetais, flores e até alguns

pássaros, insetos e animais marinhos. Estes pigmentos possuem uma ampla gama

de atividades biológica e, por isso, além de seu uso como corante, podem ser

utilizados como suplementos alimentares e para fins médicos, biotecnológicos e

cosméticos. Além disso, os carotenoides marinhos apresentam efeitos antioxidantes

e antiinflamatórios significativos e podem contribuir para a fotoproteção da pele e

inibição de diversos processos induzidos ou mediados pela radiação solar.

Astaxantina, o principal carotenoide encontrado na microalga Haematococcus

pluvialis, é também um excelente agente antioxidante, mais poderoso que as

vitaminas C e E e outros carotenoides. O β-caroteno, conhecido por ser precursor de

vitamina A, é um dos principais corantes alimentares, normalmente extraído de

Dunaliella spp. ou Arthrospira platensis ou obtido por síntese química. β-caroteno

também apresenta alta capacidade antioxidante, ajudando a conter os radicais livres

envolvidos no câncer intestinal, artrite e envelhecimento precoce (CORINALDESI et

al., 2017; WANG, 2015).

24

Em geral, os produtos anti-envelhecimento contêm substâncias hidratantes,

visando manter as funções da pele. Os organismos marinhos produzem várias

moléculas de alto peso molecular, como polissacarídeos, ácidos graxos e proteínas

que são amplamente utilizados nos cuidados da pele pelos seus efeitos suavizantes

e hidratantes. Entre as substâncias bioativas com ação anti-rugas de origem

marinha, os polissacarídeos, principalmente os exopolissacarídeos, são os mais

utilizados. Estes últimos constituem uma classe de produtos com propriedades

espessantes, de formação de gel e emulsificante (CORINALDESI et al., 2017).

Produtos para clareamento da pele vêm ganhando o interesse do público

impulsionados por necessidades dermatológicas, como hiperpigmentação da pele

devido a condições auto-imunes, exposição à radiação UV, fatores genéticos e

alterações hormonais que podem induzir a superprodução de melanina, além de

fatores estéticos. A biossíntese da melanina pode ser reduzida pela inibição da

enzima tirosinase e pela inibição do metabolismo e da proliferação de melanócitos.

Neste sentido, diversos compostos naturais originados de organismos marinhos,

como hidroquinonas, ácido kóijico, ácido azeláico e fenóis já foram empregados

como inibidores de tirosinase. Recentemente, uma patente baseada em crisofanol,

extraído do fungo marinho Microsporum sp., foi desenvolvida para fins de

clareamento da pele (patente dos EUA 0140056834A1). Também foi descoberta a

produção de cloreto de metileno por uma espécie de bactéria marinha

Pseudomonas, que reduz a pigmentação dos melanócitos humanos e inibe a

expressão da tirosinase. Além disso, há evidências de que a astaxantina

cetocarotenóide, produzida por leveduras marinhas e outros táxons, pode reduzir a

produção de melanina em 40% e proteger a pele de manchas da idade

(CORINALDESI et al., 2017).

3.5. Arthrospira platensis

Arthrospira platensis é uma cianobactéria verde-azulada fotossintetizante e

filamentosa, pertencente a ordem Oscillatoriales, família Cyanophyceae. Sob o

microscópio óptico, aparece como filamento verde-azulado, composto por células

cilíndricas não ramificadas ligadas umas às outras formando um filamento helicoidal

(Figura 7). A forma de hélice é mantida apenas em meio líquido (CRUCHOT, 2008;

SHIMAMATSU, 2004; BENELHADJ et al., 2016). Ao contrário de outras microalgas,

25

seu cultivo apresenta baixa susceptibilidade a contaminação por outros

microrganismos devido ao alto pH necessário ao seu desenvolvimento, estando

inicialmente em torno de 8,0 e podendo atingir pH 11,0 (BARROS; SASSI, 2007;

VONSHAK, 1997).

Figura 7: Arthrospira platensis, aumento de 200x e 400x (BARROS, 2010).

Comercialmente, a Arthrospira platensis é denominada Spirulina, assim como

outras espécies de Arthrospira. Esta espécie apresenta potencial produção de

substâncias bioativas para o consumo humano e para o desenvolvimento de

cosméticos (NUHU, 2013).

A Spirulina é utilizada há séculos por diversas populações. Os Astecas e os

Maias usaram A. platensis como parte central de sua dieta. Na África, os povos de

Kanembu, na República do Chade, alimentam-se dessa biomassa até hoje. Além

disso, a NASA – National Aeronautics and Space Administration – já utilizou a

Spirulina como fonte de alimento em missões espaciais (CIFERRI, 1983; SILVA,

2008; HABIB et al., 2008; OLIVEIRA et al., 2013). Apesar de ser utilizada como

alimento há muito tempo, cientistas constataram os benefícios desta cianobactéria

somente no final do século passado, quando começou a ser usada como

suplemento nutricional por conter diversas substâncias benéficas para o ser humano

(BEZERRA, 2006).

Esta cianobactéria têm atraído a atenção de cientistas e da indústria devido a

sua importância nutricional, por conter não apenas uma alta concentração de

proteínas (60-70% no extrato seco), mas também aminoácidos essenciais, algumas

26

vitaminas (principalmente vitamina B12) e diversos minerais, além de antioxidantes

naturais, como pigmentos hidrossolúveis, carotenoides, compostos fenólicos e

enzimas antioxidantes, como superóxido dismutase, catalase e peroxidase (ISMAIEL

el al., 2016). Ademais, vários relatos associam preparações de Arthrospira sp. a

resultados terapêuticos significativos, como efeito hipolipidêmico, protetor contra

diabetes, obesidade e falência dos rins, supressor de hipertensão, estimulador do

sistema imune e inibidor de anemia (WANG, 2015; BENELHADJ et al., 2016;

ISMAIEL et al., 2016). Acredita-se que essas atividades resultem dos compostos

antioxidantes produzidos pela Arthrospira sp. (ISMAIEL el al., 2016).

Mendonça, Druzian e Nunes (2012) verificaram a distribuição de patentes com

utilização desta cianobactéria, de acordo com a área de aplicação no setor industrial,

e concluíram que as principais atividades de utilização envolvem formas de cultivo

de microalga (29,5%), indústria farmacêutica (18,9%), indústria de alimentos (15,5%)

e área médica (14,0%). Apenas 3% destinam-se às atividades voltadas para a

indústria de cosméticos (Figura 8).

Figura 8: Distribuição de patentes de acordo com a área de aplicação de biomassa de

Spirulina (MENDONÇA; DRUZIAN; NUNES, 2012).

Segundo um estudo realizado por Sahin (2018), o extrato bruto de A. platensis

ou seus principais componentes podem ser potenciais candidatos no

27

desenvolvimento de cosméticos seguros e eficazes para o clareamento de pele. Os

resultados deste estudo revelaram efeito inibitório da tirosinase, enzima que

desempenha papel vital na síntese de melanina, pelos extratos aquoso e etanólico

de A. platensis, sendo superior a atividade do extrato etanólico. Este efeito foi

associado aos ácidos vanílico, cafeico e ferúlico, os dois últimos encontrados apenas

na porção etanólica do extrato.

Nas cianobactérias, os pigmentos fotorreceptores são a clorofila, os

carotenoides e as ficobiliproteínas. As ficobiliproteínas englobam um grupo de

proteínas com cor intensa, solúveis em água e que podem ser divididas em três

grupos, de acordo com a sua estrutura: ficocianinas (azul escuro), aloficocianinas

(azul esverdeado) e ficoeritrinas (vermelho) (ANTELO, 2007). Nuhu (2013)

demonstrou as diversas funções dos metabólitos extraídos da A. platensis,

principalmente ficocianina e aloficocianina, como potencial nutricional, antioxidante,

antitumoral, antiviral, antibacteriano e antifúngico, entre outros. O complexo

pigmento-proteína chamado ficobilissoma, é composto por ficobiliproteínas

heterodiméricas unidas por polipeptídeos.

A ficocianina vem despertando interesse devido ao seu uso como biocorante

natural e por suas propriedades antioxidantes, anti-inflamatória e antitumoral, além

de agir como estimulante do sistema imunológico (GANTAR et al., 2012; ICHIMURA

et al., 2013). Essa ficobiliproteína já é utilizada comercialmente no Japão, Tailândia e

China como corante em alimentos (bebidas, chicletes, gelatinas, produtos de

confeitaria e laticínios) e em cosméticos (VONSHAK, 1997; SARADA et al., 1999;

SANTIAGO-SANTOS et al., 2004; PATEL et al., 2005). Grandes indústrias, como a

Dainippon Tintas & Produtos químicos (Sakura) desenvolveram um produto

chamado Lina Blue que é usado na indústria alimentícia em gomas, sorvetes, doces

e bebidas e na indústria de cosméticos naturais em batons e sombras de olho. Além

disso, as ficobiliproteínas são extensamente usadas na indústria e laboratórios

imunológicos, devido aos seus altos coeficientes de absorbância, alta produção de

fluorescência e fotoestabilidade (SPOLAORE et al., 2006; ANTELO, 2007; SILVA,

2008).

A Figura 9 apresenta a estrutura química do grupo cromóforo da ficocianina, a

ficocianobilina, formada por uma cadeia linear tetrapirrólica (MACCOL, 1998).

28

Figura 9: Estrutura química do pigmento ficocianobilina (adaptado de SPOLAORE et al., 2006).

Estudos realizados por Ismaiel et al. (2016) avaliando o efeitos das alterações

de pH sobre a atividade antioxidante e a produtividade da A. platensis, mostraram

uma atividade antioxidante superior à do controle positivo (BHT) em uma faixa de pH

variando de 7,5 a 11,0, tendo sido registrada a maior atividade sequestradora de

radicais em pH 9,0. Zaid, Hammad e Sharaf (2015) determinaram a atividade

antioxidante de extratos aquosos de A platensis e a sua citotoxicidade e concluíram

que a biomassa de A. platensis apresentou considerável conteúdo de compostos

fenólicos totais, explicando a alta capacidade antioxidante de seus extratos aquosos.

Além disso, estes extratos também demonstraram propriedades antiproliferativas em

células de carcinoma de cólon humano (HCT116) e células de carcinoma

hepatocelular (HEPG2), sugerindo a possibilidade da utilização da A. platensis em

novos produtos naturais anticancerígenos promissores.

Outro estudo envolvendo o uso de extrato aquoso obtido de A. platensis em

cosmecêuticos foi realizado por Gunes et al (2017). Neste estudo, a citotoxicidade in

vitro e os efeitos de cicatrização foram investigados para avaliar o potencial de uso

na área biomédica e farmacêutica. Segundo os autores, o extrato contém uma

mistura de proteínas e carotenoides com efeito sinérgico na proliferação de células

da pele, cicatrização de feridas e regeneração de tecidos. Os resultados mostraram

que concentrações de extrato entre 0,1 e 0,05% apresentaram efeito significativo

sobre a proliferação da linhagem celular de fibroblastos L929, e que a proliferação

celular e a migração foram aumentadas pela incorporação dos extratos brutos. Um

creme de uso tópico contendo 1,125% do extrato exibiu o maior efeito proliferativo

nas células da pele, apoiado em resultados de ensaios imuno-histoquímicos,

mostrando potencial valor em aplicações cosmecêuticas e biomédicas.

29

4. METODOLOGIA

4.1. Materias-primas e reagentes

● Ácido cítrico monoidratado – Vetec Química Fina Ltda (Rio de Janeiro, Brasil).

● Ácido Trifluoroacético - Sigma-Aldrich Corporation (São Paulo, Brasil).

● Ágar – Kasvi (São José dos Pinhais, Paraná).

● Álcool etílico absoluto – Labsynth produtos para laboratório Ltda (Diadema,

SP, Brasil).

● Ampicilina - Sigma-Aldrich Corporation (São Paulo, Brasil).

● Benzofenona-3 - Sigma-Aldrich Corporation (São Paulo, Brasil).

● Butil Hidroxitolueno – Comércio e Indústria Farmos Ltda. (Rio de Janeiro,

Brasil).

● Bicarbonato de sódio – Isofar Indústria e comércio de produtos químicos Ltda

(Duque de Caxias, Rj, Brasil).

● Biotina - Sigma-Aldrich Corporation (São Paulo, Brasil).

● Cepas de Salmonella typhimurium das linhagens TA102 e TA104 obtidas do

Laboratório de Mutagênese Ambiental da Universidade do Estado do Rio de

Janeiro.

● Cloreto de cálcio – VETEC química fina Ltda (Duque de Caxias, RJ, Brasil).

● Cloreto de sódio – Isofar Industria e comércio de produtos químicos Ltda.

(Duque de Caxias, Brasil).

● Extrato de levedura – Becton, Dickinson and Company – BD (Sparks, Estados

Unidos da América).

● Fosfato de potássio dibásico – Isofar Industria e comércio de produtos

químicos Ltda. (Duque de Caxias, Brasil).

● Fosfato de sódio dibásico anidro – Sigma-Aldrich Corporation (São Paulo,

Brasil).

● Fosfato de sódio e amônio tetraidratado – Vetec Química Fina Ltda (Rio de

Janeiro, Brasil).

● Fosfato de sódio monobásico monoidratado – Sigma-Aldrich Corporation (São

Paulo, Brasil).

30

● Glicose – Sigma-Aldrich Corporation (São Paulo, Brasil).

● Hidróxido de sódio – Proquimios (Bangu, RJ, Brasil).

● Hidroxietilcelulose - Comércio e Indústria Farmos Ltda. (Rio de Janeiro,

Brasil).

● Histidina - Sigma-Aldrich Corporation (São Paulo, Brasil).

● Lauril sulfato de sódio - Vetec Química Fina Ltda (Rio de Janeiro, Brasil).

● Metilparabeno – Comércio e Indústria Farmos Ltda. (Rio de Janeiro, Brasil).

● Mitomicina C - Sigma-Aldrich Corporation (São Paulo, Brasil).

● Nitrato de sódio – Proquímios (Bangu, RJ, Brasil).

● Óleo de coco – Ferquima (SP, Brasil).

● Óleo de rícino hidrogenado Peg-40 – LaBelle ativos Especialidades químicas

Ltda (Curitiba, PR, Brasil).

● Propilenoglicol – All Chemistry do Brasil Ltda. (São Paulo, SP, Brasil).

● Sorbitano monooleato/Span® 80 – LaBelle ativos Especialidades químicas

Ltda (Curitiba, PR, Brasil).

● Propilparabeno – Isofar Industria e comércio de produtos químicos Ltda.


● Sulfato de magnésio heptahidratado – Vetec Química Fina Ltda (Rio de

Janeiro, Brasil).

● Sulfato de potássio - Isofar Industria e comércio de produtos químicos Ltda.


● Sulfato ferroso heptahidratado) - Isofar Industria e comércio de produtos

químicos Ltda. (Duque de Caxias, Brasil).

● Tetraciclina - Sigma-Aldrich Corporation (São Paulo, Brasil).

● Triptona – Himedia Laboratories (Mumbai, Índia).

● Monooleato de polioxietileno (20) sorbitano, Polissorbato 80 - LaBelle ativos

Especialidades químicas Ltda (Curitiba, PR, Brasil).

4.1.1. Microorganismo

A cianobactéria Arthrospira platensis foi obtida da Coleção de Culturas do

Laboratório de Fisiologia e Cultivo de Algas do Instituto de Biologia da Universidade

Federal Fluminense (UFF).

31

4.1.2. Cabelo

Para o desenvolvimento deste trabalho foram recebidas doações de mechas de

cabelo feminino, preto caucasiano, sem tratamento químico. As mechas de cabelo

humano loiro (descolorido), 50 cm de comprimento, foram adquiridas

comercialmente da empresa Beauty Spread Comércio Eireli ME (Rio de Janeiro,

Brasil).

4.1.3. Protetor solar para cabelos

Nos ensaios de radiação da fibra capilar, utilizou-se como controle positivo um

produto capilar comercial, contendo etilhexil metoxicinamato (EHMC) como filtro

solar. A escolha deste produto foi baseada nas características da formulação, que

além de conter filtro solar, apresenta aminoácidos hidrolisados e antioxidantes em

sua composição.

4.2. Equipamentos e acessórios

● Agitador magnético sem aquecimento 761-5 – Fisatom (São Paulo – Brasil)

● Autoclave Q190.23 série 802668 – Quimis Aparelhos Científicos Ltda

(Diadema, Brasil).

● Balança analítica AG-200 – Gehaka (São Paulo, Brasil).

● Bancada de Fluxo Laminar Vertical Pachane – Pachane Equipamentos para

Laboratório (Piracicaba, Brasil)

● Banho de ultrassom – USC-800 – Unique (São Paulo, Brasil).

● Banho seco Equatherm Temp-Blok Module Heater 137-455 – Curtin Matheson

Scientific, Inc. (Texas, Estados Unidos da América)

● Crosslinkers UV UVP CL-1000 365 nm (UVA) e 302 nm (UVB), modelo CL-

1000 L – Ultraviolet Products Ltd, (Upland, Estados Unidos da América).

● Cubeta de quartzo de 1,0 cm de caminho óptico – Prolab (São Paulo, Brasil).

● Destilador de água NT 425 – Quimis Aparelhos Científicos Ltda (Diadema,

Brasil).

● Espectrofotômetro BYK-Gardner, modelo Colorview 9000 (Arizona, Estados

Unidos da América)

● Espectrofotômetro no infravermelho por Refletância Total Atenuada (ATR) -

Thermo Scientific modelo Nicolet iS50 ATR (Madison, Estados Unidos da

América)

32

● Espectrofotômetro UV-Visível modelo 2600 – Shimadzu (Kioto, Japão).

● Estufa para cultura bacteriológica DeLeo – De Leo Equipamentos

Laboratoriais (Porto Alegre, Brasil)

● Filtro de membrana em nylon, 0,45 µm – Allcrom (São Paulo, Brasil)

● Fita indicadora universal de pH – Merck (Kenilworth, Estados Unidos da

América).

● Microscópio eletrônico de varredura TESCAN VEJA 3LMU (Brno -

Kohoutovice República Tcheca)

● Microscópio estereoscópio binocular Zeiss, modelo Stemi 2000-C com

sistema de luz artificial Zeiss KL 1500LCD e câmara digital AxioCam MRcS

Imagens obtidas tratadas pelo software Axio Vs 40 V4.4 Carl Zeiss Vision

GmbH (Jena, Alemanha)

● pHmetro digital SP 1800 – Sensoglass (São Paulo, Brasil).

4.3. Métodos

4.3.1. Cultivo de Arthrospira platensis

Antes de iniciar os experimentos, foram produzidos inóculos através do cultivo do

microrganismo em meio Zarrouk, cuja composição é descrita na Tabela 1. Os meios

de cultivo foram inoculados com concentração inicial padronizada de inóculo de 50

mg/L.

33

Tabela 1: Composição do meio Zarrouk para cultivo de A. platensis.

Constituinte Concentração (g/L)

NaHCO3 18,0

NaNO3 2,5

K2SO4 1,0

NaCl 1,0

K2HPO4 0,5

MgSO4 ·7 H2O 0,2

Na2EDTA 0,08

CaCl2 0,04

FeSO4∙7 H2O 0,01

H3BO3 2,86 x 10-3

MnCl2 ∙4 H2O 1,8 x 10-3

ZnSO4∙7H2O 0,22 x 10-3

Cu2SO4 0,08 x 10-3

(NH4)6Mo7O24∙4H2O 0,02 x 10-3

Vitamina B12 5 x 10-9

O cultivo da cianobactéria A. platensis foi realizado em frascos erlenmeyer de 2

L contendo 900 mL de cultivo (meio Zarrouk e inóculo). O meio de cultivo e todos os

materiais necessários à inoculação da A. platensis foram previamente esterilizados

em autoclave a 120ºC ± 2 por 30 min., sob pressão de 1 atm.

Os cultivos foram mantidos sob agitação promovida por insuflamento de ar

filtrado, com vazão específica de aeração de 1,5 volume de ar por volume de meio

(vvm), por meio de bombas de aquário (Figura 10). A temperatura foi mantida a 32

ºC ± 2. A iluminação foi fornecida continuamente, através de lâmpadas fluorescentes

frias. A intensidade de luz incidente sobre a superfície dos frascos de cultivo foi

ajustada com medidor de radiação luminosa para 70 µmoles de fótons/m2.s.

34

Figura 10: Cultivo de Arthrospira platensis em meio Zarrouk

4.3.2. Obtenção do pigmento natural Ficocianina (FC)

No 21º dia de cultivo, a biomassa (Figura 11) produzida foi determinada através

da medida do peso seco. Para isso, foram retiradas alíquotas de 10 mL do meio,

que foram centrifugadas a 8.000 rpm por 30 minutos a 5ºC. O sobrenadante (meio

de cultura) foi retirado com auxílio de pipeta Pasteur e o volume foi completado com

água destilada. O conteúdo foi levado novamente à centrífuga, nas mesmas

condições, para lavagem das células e remoção dos sais do meio. Após a lavagem,

a água foi removida com auxilio de pipeta Pasteur e o pellet (biomassa sedimentada)

transferido para balão de 10 mL, para retornar ao volume inicial. A solução resultante

foi filtrada sob vácuo em membrana de 0,22 µm, seguida de secagem em estufa a

105°C ± 2, até peso constante.

A biomassa cultivada foi filtrada sob vácuo em papel de filtro (Figura 11) e

submetida a dois ciclos de congelamento lento, para promover o rompimento da

parede e das membrana celulares e liberar o conteúdo intracelular, rico em

ficobiliproteínas. Após esse processo, a amostra foi descongelada a temperatura

ambiente e 10 mL foram transferidos para cada tubo de centrífuga e diluídos em 20

35

mL de água destilada. As amostras foram centrifugadas a 8.000 rpm por 20 minutos

a 25ºC ± 2. O sobrenadante, que constitui o extrato aquoso, rico em ficobiliproteínas,

foi cuidadosamente retirado com o auxílio de uma pipeta Pasteur e filtrado em papel

de filtro qualitativo de 45 µm para retirada de fragmentos celulares e posterior

quantificação das ficobiliproteínas. O processo de centrifugação foi repetido mais

duas vezes, após nova diluição do conteúdo celular restante no tubo de centrífuga

em água destilada.

Figura 11: Biomassa obtida por filtração a vácuo, após 21 dias de cultivo da cianobactéria

A. platensis (A), e diluída em tubo de centrífuga (B).

O extrato filtrado foi levado ao espectrofotômetro para quantificação das

ficobiliproteínas, através da medida da absorbância nos máximos de absorção de

cada ficobiliproteína avaliada, que ocorrem nos comprimentos de onda de 620

(ficocianina - FC) e 650 nm (aloficocianina - AFC). Foi utilizada água destilada como

branco. As concentrações de FC e AFC foram estimadas através das equações

cromáticas de Bryant, descritas por Chapman e Kremer (1988). Os resultados

obtidos expressam as estimativas das concentrações de cada ficobiliproteína. Nas

equações (1 e 2) abaixo, A620 e A650 representam os valores de absorbância em 620

e 650 nm, respectivamente, e CFC e CAFC representam as concentrações de FC e

AFC, em mg/mL, respectivamente.

A B

36

Equação 1: 𝐹𝑖𝑐𝑜𝑐𝑖𝑎𝑛𝑖𝑛𝑎 (𝑚𝑔/𝑚𝐿) = {𝐴620−(0,72 𝑥 𝐴650)}

6,29

Equação 2: 𝐴𝑙𝑜𝑓𝑖𝑐𝑜𝑐𝑖𝑎𝑛𝑖𝑛𝑎 (𝑚𝑔/𝑚𝐿) = {𝐴650−(0,191 𝑥 𝐴620)}

5,79

Adicionalmente foi obtido o espectro de varredura no UV-vísivel (200 a 750

nm) para caracterização do perfil do extrato de ficobiliproteínas. As leituras pontuais

nas absorbâncias em 620 nm e 650 nm e os espectros de varredura dos extratos

foram determinados em espectrofotômetro. A concentração das ficobiliproteínas na

biomassa foi expressa em mg%. Os resultados foram analisados utilizando o

programa STATISTICA 12.0.

4.3.3. Preparação das microemulsões

Foram desenvolvidas microemulsões pelo método de titulação descrito por

Falcão (2007), a partir da construção de diagramas de fases pseudoternários. A fase

oleosa, contendo o óleo e a quantidade de tensoativos e cotensoativos requeridos

para o preparo de todas as razões dos diagramas de fases, foi pesada em um

béquer e mantida em agitação magnética. Após a homogeneização da fase oleosa,

com obtenção de uma mistura turva, a fase aquosa, composta por água destilada, foi

adicionada por gotejamento sob constante agitação magnética até a obtenção de

uma solução límpida. A quantidade de água utilizada nesse processo foi calculada e,

em seguida, manteve-se a adição de água até a turvação da mistura, calculando-se

novamente a quantidade de água utilizada. Caso a mistura da fase oleosa fosse

límpida, adicionava-se água destilada apenas até a turvação da mesma. A região de

microemulsão foi caracterizada pela variação no aspecto físico do sistema, fazendo-

se atravessar um feixe de laser a fim de determinar a obtenção de um sistema

isotrópico.

A massa total da fase oleosa pesada foi de 20g. Foram construídos cinco

diagramas, conforme mostra a Tabela 2, com dois sistemas tensoativo/cotensoativo

(TA/CoTA), utilizados em diferentes proporções a fim de determinar o melhor

sistema microemulsionado utilizando óleo de coco virgem.

37

Tabela 2: Componentes utilizados nos diferentes diagramas ternários desenvolvidos e seus

respectivos valores de equilíbrio hidrófilo-lipófilo (EHL).

Diagrama Tensoativo Cotensoativo

Razão

Tensoativo:

Cotensoativo

EHL

A

PEG 40 óleo de

rícino

hidrogenado

Monooleato de

sorbitano 1:3 5,5

B

PEG 40 óleo de

rícino

hidrogenado

Monooleato de

sorbitano 1:1 6,6

C Polissorbato 80 Monooleato de

sorbitano 1:3 7,0

D Polissorbato 80 Monooleato de

sorbitano 1:1 9,6

E Polissorbato 80 Monooleato de

sorbitano 3:1 12,3

4.3.4. Preparação do gel de hidroxietilcelulose

Foi preparada uma base galênica gelificante de característica hidrofílica,

utilizando como componente modificador de viscosidade e reologia, a

hidroxietilcelulose. Trata-se de polímero não-iônico derivado de celulose que vem

sendo amplamente estudado como veículo para diversos fármacos (ABBAS et al.,

2018, AMIN et al., 2015). Todos os componentes da formulação foram pesados

separadamente, conforme Tabela 3. Em um béquer, adicionou-se o propilparabeno e

o propilenoglicol, que foram mantidos em agitação magnética até completa

dissolução do conservante. Em um segundo béquer, a hidroxietilcelulose e o

metilparabeno foram dissolvidos em água recém destilada e esta solução foi

38

gotejada sobre o primeiro béquer, sob agitação magnética constante e temperatura

ambiente. À esta mistura foram adicionadas gotas de trietanolamina até atingir pH

igual a 6,5. Após completa dispersão dos componentes, a agitação foi mantida por

mais 5 minutos.

Tabela 3: Componentes e percentuais das concentrações empregadas para a preparação

do hidrogel.

Componentes Concentração (%)

Hidroxietilcelulose 2,0

Propilenoglicol 5,0

Metilparabeno 0,2

Propilparabeno 0,2

Trietanolamina q.s.

Água destilada q.s.p. 100

4.3.5. Desenvolvimento das formulações contendo extrato e avaliação da

estabilidade

A partir dos resultados encontrados com os diferentes diagramas de fase, foram

selecionadas três formulações para a incorporação do extrato liofilizado, obtido a

partir de A. platensis, nas concentrações de 0,25%, 0,5% e 1,0% (p/p). O extrato foi

adicionado à fase aquosa nas emulsões e na solução de hidroxietilcelulose e

metilparabeno do hidrogel. As formulações foram preparadas (25,0 g) conforme

descrito anteriormente, acondicionadas em frascos de vidro, protegidas da luz e

mantidas em geladeira (5ºC ± 2).

As formulações foram avaliadas durante 15 dias segundo os seguintes

parâmetros:

● Características sensoriais (aspecto visual, homogeneidade, cor e odor);

● pH: Realizado em temperatura ambiente, utilizando pHmetro previamente

calibrado com soluções tampão de fosfato (pH 7) e biftalato (pH 4) (TAS et al.,

2003);

39

● Viscosidade: Avaliada com o viscosímetro rotacional de Brookfield, no qual a

viscosidade é medida através da velocidade de rotação de eixos metálicos

(spindle) imersos na amostra (BROCK et al, 2008). O tipo de spindle foi

escolhido de forma que os valores de torque se encontrassem entre 10% e

90% nas velocidades selecionadas (Namburu et al., 2007). Esta avaliação foi

realizada em temperatura ambiente (25ºC ± 1), com leitura em centiPoise

(cP). Para a leitura da viscosidade, a amostra foi colocada em um bécher de

vidro, utilizou-se o spindle R6 com rotação de 20, 30, 50, 60 e 100 rpm e

intervalo de 3 minutos entre as leituras em cada velocidade de rotação.

Com base nos resultados obtidos foi eleita uma formulação contendo o extrato

para o tratamento da fibra capilar e demais análises. Esta formulação foi novamente

preparada (60g, em triplicata) e armazenada conforme descrito anteriormente por 48

horas, tempo necessário para estabilização da formulação, segundo Capucho

(2007). Após esse período, foram realizadas as análises no chamado “tempo zero”

(T0) e as amostras foram mantidas em refrigeração por mais 60 dias, sendo

avaliadas em triplicata, nos intervalos de 1, 15, 30, 45 e 60 dias segundo os

seguintes parâmetros:

● Características sensoriais (aspecto visual, homogeneidade, cor e odor);

● pH utilizando pHmetro conforme descrito anteriormente;

● Viscosidade utilizando viscosímetro de Brookfield conforme descrito

anteriormente. A análise estatística dos resultados foi feita com base nos

valores de viscosidade obtidos com 50 rpm, pois estes apresentaram um

percentual de torque do aparelho mais próximo a 50%, possibilitando maior

precisão na medida.

● Teor de ficobiliproteínas: As formulações foram analisadas por

espectrofotometria nos comprimentos de onda: 620 e 650 nm (RASTOGI,

SONANI, MADAMWAR, 2015), utilizando como branco a formulação isenta do

extrato. As concentrações de ficobiliproteínas foram calculadas utilizando as

equações cromáticas de Bryant (Equações 1, 2 e 3) e comparadas com as

concentrações encontradas em T0.

40

4.3.6. Avaliação da capacidade antioxidante

O extrato aquoso de A. platensis e a formulação contendo o extrato foram

avaliadas quanto ao potencial antioxidante pelo método de captura do radical livre

DPPH (2,2-difenil-1-picrilhidrazila). Este método baseia-se na transferência de

elétrons onde, por ação de um antioxidante ou uma espécie radicalar, o DPPH, que

possui cor púrpura, é reduzido formando difenil-picril-hidrazina, de coloração

amarela, podendo essa reação ser monitorada pelo decréscimo da absorbância

(NASCIMENTO et al, 2011; KUMAR et al., 2018). A absorbância foi medida

utilizando um espectrofotômetro UV-Vis no comprimento de onda 518 nm, tendo

como controles positivos Trolox® e Butilhidroxitolueno (BHT).

A solução de DPPH 0,3 mM foi preparada com metanol em balão volumétrico

âmbar e mantida ao abrigo da luz. Para a realização do teste, foram preparadas 5

diluições, em triplicata, da formulação escolhida em metanol. Em ambiente escuro,

transferiu-se 1,0 mL da solução de DPPH em um tubo contendo 2,5 mL da amostra

diluída. Após homogeneizadas, as amostras foram incubadas por 30 minutos em

temperatura ambiente (25ºC ± 2), ao abrigo da luz e procedeu-se a leitura no

espectrofotômetro a 518 nm. Os controles negativos foram preparados

imediatamente antes da leitura em frasco de vidro e ao abrigo da luz, utilizando 0,5

mL da formulação sem extrato (branco) ou 0,5 mL de água destilada, 2,0 mL de

metanol e 1,0 mL de DPPH.

Após a realização da leitura, a capacidade da amostra de eliminar o radical

DPPH (% de atividade antioxidante) foi calculada segundo a Equação 3 (AKPINAR-

BAYIZIT et al., 2016):

Equação 3: Atividade Antioxidante (%) = (AControle(-) – AAmostra) x 100

AControle(-)

Onde:

AControle(-): valor de absorbância do controle negativo

AAmostra: valor de absorbância da amostra

A curva padrão de DPPH foi construída plotando-se o valor médio da

atividade antioxidante (%) x concentração final do analito (mg/mL) e identificando-se

a região de linearidade. Os dados foram tratados por regressão linear simples e a

41

concentração necessária do analito para reduzir em 50% a concentração inicial do

radical DPPH (CE50) foi determinada a partir das equações das retas obtidas (y = ax

+ b), através da Equação 4 (AKPINAR-BAYIZIT et al., 2016):

Equação 4: CE50 (µg/mL) = (50 − b)

a

4.3.7. Determinação in vitro do fator de proteção solar (FPS)

A formulação contendo extrato foi diluída em álcool etílico absoluto na

concentração final de 0,2 µg/mL para leitura no espectrofotômetro UV-Vis, tendo

como branco a formulação sem extrato. As leituras foram realizadas em triplicatas e

as absorbâncias das soluções das amostras foram medidas na faixa de 290 a 320

nm com intervalos de 5 nm, conforme descrito por Mansur (1984) (Equação 5). Os

resultados foram calculados pelos valores originais e expressos como a média de

todos os valores.

Equação 5: FPS espectrofotométrico = FC . Σ EE (λ) . I (λ) . abs (λ)

Em que:

FC = Fator de correção (=10)

EE (𝛌) = Efeito eritematogênico da radiação de comprimento de onda (𝛌)

I (𝛌) = Intensidade do sol no comprimento de onda (𝛌)

Abs (𝛌) = leitura espectrofotométrica da absorbância da solução do filtro solar no

comprimento de onda (𝛌)

As constantes EE e I foram pré-definidas por Mansur (1984), conforme Tabela 4.

42

Tabela 4: Efeito eritematogênico (EE) versus intensidade do Sol (I) em função do

comprimento de onda (𝛌) pré-definindos por Mansur (1984) para o cálculo do FPS in vitro.

𝛌 (nm) EE (𝛌) x I (𝛌)

290 0,0150

295 0,0817

300 0,2874

305 0,3278

310 0,1864

315 0,0839

320 0,0180

𝚺 1,0000

4.3.8. Ensaios toxicológicos: Testes de mutagenicidade e de

fotomutagenicidade utilizando Salmonella

Este ensaio foi realizado no Laboratório de Mutagênese Ambiental (LABMUT) da

Universidade do Estado do Rio de Janeiro (UERJ). Foram utilizadas duas cepas

padrão preconizadas pela Organização para Cooperação e Desenvolvimento

Econômico (OECD, 1997): TA102 e TA104. Estas cepas apresentam características

genéticas adicionais que lhe conferem maior sensibilidade na detecção de diversos

tipos de agentes mutagênicos (Tabela 5). A cepa TA102 possui um par de bases

extra no locus hisG428, o qual foi inserido com o plasmídeo pAQ1, que lhe confere

resistência à tetraciclina, além da capacidade de detectar mutações por substituição

de pares de base A:T por C:G, enquanto a cepa TA104 apresenta uma mutação no

locus hisG46 e é capaz de reverter combinações de pares de bases, por

substituições/transversões e pares A:T por C:G. O gene uvrB é deletado na cepa

TA104, levando à deficiência no sistema de reparo por excisão de nucleotídeos,

resultando em aumento da sensibilidade na detecção de mutágenos. Além disso, as

cepas possuem uma mutação no gene rfa, importante na síntese dos

43

polissacarídeos que compões a parede celular de bactérias gram negativas,

facilitando a permeação de grande moléculas (OECD, 1997; AIUB et al., 2004.

STANKEVICINS et al., 2008).

Tabela 5: Características genéticas das linhagens de Salmonella typhimurium e controles

positivos (mutágenos ou fotoprotetores) utilizados para cada fenótipo.

Cepa TA102 TA104

Mutação his pAQ1 (hisG428)1 hisG461

Plasmídeo pKm 101, pAQ1 pKM 101

Outras mutações Rfa2 rfa2, Δ(uvrBbio) 3

Tipo de mutação

detectada Substituição A:T por G:C Substituição A:T por G:C

Controle positivo

Sem UV

Mitomicina C (CAS: 50-07-7)

0,5 µg/placa

Metilmetano sulfonato (CAS:

66-27-3)

250 µg/placa

Controle positivo

Com UV

8-Metoxipsoraleno

10 µg/placa

Benzofenona

400 µg/placa

Legenda: 1his = mutação na síntese da histidina; 2rfa = alteração de permeabilidade da

membrana; 3uvrB = Deleção do gene uvrB.

Fonte: Adaptado de MORTELMANS e ZEIGER, 2000.

Para o procedimento de ensaio foi utilizado o protocolo de pré-incubação

desenvolvido por Maron e Ames (1983). As cepas de S. typhimurium foram

incubadas em 10 mL de meio lisogênico (meio LB) (10 g/L triptona; 5,0 g/L extrato de

levedura; 10 g/L NaCl), contendo 8 μg/mL de ampicilina e/ou 2 µg/mL de tetraciclina

(ambas para TA102 e apenas ampicilina para TA104), à 37°C ± 2 sob agitação de

150 a 170 rpm até as suspensões bacterianas alcançarem fase estacionária de

crescimento (1-2 x 109 células/mL). Em tubos previamente esterilizados foram

adicionados 500 μL de tampão fosfato (27,6 g/L NaH2PO4.H2O e 28,4 g/L

Na2HPO4.H2O; 0,2 mol/L, pH 7,4) 100 μL de cultura da linhagem e 100 μL da

44

amostra teste (GFC) em diferentes concentrações, do controle negativo (GB) ou do

controle positivo (de acordo com cada linhagem).

Os tubos foram homogeneizados e incubados a 37°C ± 2 por 20 minutos com

agitação (shaker). Após esse tempo, foram adicionados aos tubos 2,0 mL de ágar de

superfície contendo solução de histidina e biotina (7 g/L ágar; 5 g/L NaCl; 0,0105 g/L

L-histidina; 0,0122 g/L D-biotina, pH 7,4) mantidas a 45ºC ± 2, e a mistura final foi

vertida sobre uma placa de Petri com 20 mL de Meio Mínimo Glicosado (15 g/L ágar,

meio Vogel-Bonner 10X [10 g/L MgSO4.H2O; 100 g/L C6H8O7.H2O; 500 g/L K2HPO4;

175 g/L Na2NH2PO4.4H2O, contendo 40 g/L glicose). Em seguida, as placas foram

incubadas a 37ºC ± 2 por 72 horas e as unidades formadoras de colônia (UFC)

revertentes His+ foram contadas manualmente (Figura 12) (FERNANDES, et al.,

2017; ARAUJO-LIMA, et al., 2018).

Figura 12: Placas incubadas em estufa a 37ºC para teste de Ames.

Para o ensaio de fotomutagenicidade foram seguidos os passos de pré-

incubação, tais como descritos acima e em outros estudos (WANG et al., 2003;

GOCKE et al, 2003; WATANABE-AKANUMA et al., 2007) utilizando-se as cepas

TA102 e TA104. Amostras do gel branco (GB) e de diferentes concentrações (0,031

%, 0,062 %, 0,125 %, 0,25 %, 0,5 % e 1,0 %) da formulação contendo extrato (GFC)

foram utilizadas neste ensaio, obedecendo ao mesmo processo descrito para o

Teste de Ames. Após o endurecimento da mistura vertida em placas de Petri

contendo ágar mínimo, as placas foram submetidas à radiação UVA, utilizando o UV

45

Crosslinker (365nm), nas doses de 1,3 J/cm2/s e 0,04 J/cm2/s, para as cepas TA102

e TA104, respectivamente. Estas doses foram selecionadas com base em ensaios

realizados por Fernandes e colaboradores (2018). Em seguida, as placas foram

incubadas a 37°C ± 0,5 e ausência de luz por 72 horas e o número de colônias

revertentes foi contado manualmente. O teste foi realizado em triplicata, utilizando-se

como controles positivos o mutágeno 8-metoxipsoraleno (8-MOP) (10 µg/placa) para

a linhagem TA102 e o protetor contra radiação UV, benzofenona-3 (BZE) (400

µg/placa) para TA104 (CAMPOS, 2015; FERNANDES, et al., 2017).

A amostra foi considerada mutagênica quando o número de revertentes His+

foi significativo em relação ao controle negativo (p ≤ 0,05) e o índice de

mutagenicidade (razão do número de revertentes da amostra pelo número de

revertentes do controle negativo) foi igual ou superior a dois (I.M. ≥ 2)

(MORTELMANS & ZEIGER, 2000; FERNANDES et al., 2018).

Para cada ensaio foi realizado o teste de viabilidade (titulação), cujo propósito

foi avaliar se o número de bactérias encontrava-se na faixa de 1,0 – 2,0 x 109

células/mL. O teste consistiu na transferência de 10 µL de suspensão para um

microtubo contendo 990 µL de solução de cloreto de sódio (0.9 %, m/v). Foram feitas

mais duas diluições seriadas 10² e do último tubo, 100 µL foram transferidos para

uma placa de ágar nutriente, constituído de extrato de levedura, triptona, cloreto de

sódio, bacto ágar e água destilada. A suspensão foi distribuída de forma uniforme

sobre a placa, com o auxílio de pérolas de vidro em movimentos circulares (diluição

10-7), conforme Figura 13. Este teste foi realizado em triplicata e as placas foram

incubadas a 37°C por 24 horas para posterior contagem das UFCs.

Figura 13: Teste de viabilidade das células bacterianas (FERRAZ, 2015).

46

4.3.9. Tratamento da fibra capilar

Para este estudo, foram seccionadas mechas de cabelo humano da porção mais

próxima à raiz, preto natural e loiro descolorido, com 20 cm de comprimento e 0,5 g,

que foram divididas em 12 grupos (Tabela 6).

Tabela 6: Descrição dos grupos de mechas de cabelo humano.

Mechas Sem

tratamento Formulação sem extrato

Formulação com 0,5% de extrato

Filtro Solar

Não irradiadas

STN GBN GFCN CPN

Radiação UVA

STA GBA GFCA CPA

Radiação UVB

STB GBB GFCB CPB

As mechas selecionadas foram previamente lavadas com solução de lauril sulfato

de sódio (LSS) (2,0% p/p), para a remoção do sebo natural e outros resíduos da

superfície do cabelo, e secas naturalmente em temperatura ambiente (25ºC ± 2). O

procedimento de lavagem seguiu as seguintes etapas propostas por Richena, 2015

(Figura 14):

a) Molhar a mecha com água corrente de torneira à temperatura ambiente;

b) Aplicar 0,5 mL da solução de LSS à mesma;

c) Lavar delicadamente por 1 minuto;

d) Deixar a mecha mergulhada em água corrente por 30s.;

e) Repetir os passos b) e c);

f) Deixar a mecha em água corrente por mais 2 minutos;

g) Pentear a mecha 4 vezes com pente de polietileno comum para

desembaraça-la;

h) Secar a mecha em temperatura ambiente e armazená-la.

47

Figura 14: Esquema de limpeza das mechas de cabelo.

As mechas de cabelo dos grupos GFCA, GFCB e GFCN foram tratadas com a

formulação contendo o extrato de ficobiliproteínas que apresentou maior estabilidade

nos estudos de pré-formulação (GFC). As mechas dos grupos GBA, GBB e GBN,

foram tratadas com a formulação isenta do extrato, também chamada de branco

(GB). Nos grupo CPA, CPB e CPN, as mechas foram tratadas com protetor solar

comercial para cabelos, enquanto nos grupos STA, STB e STN não houve aplicação

de formulações para o tratamento, procedendo-se apenas as sequências de

lavagem.

As formulações, assim como o produto comercial, foram aplicadas manualmente

da raiz para a ponta das mechas na proporção de 0,2 g de produto por grama de

cabelo (NOGUEIRA, 2003) e reaplicadas após o término de cada ciclo de exposição

das mechas à radiação UVA/UVB e nas mechas não irradiadas. No entanto, antes

de cada nova aplicação, foi precedida a limpeza das mechas com solução de LSS

2% (p/p) conforme descrito anteriormente.

(a) (b)

(c)

(d)

(e) (f) (g)

48

4.3.10. Exposição das mechas à radiação UV

As mechas de cabelo dos Grupos STA, GBA, GFCA e CPA foram expostas à

radiação UVA, utilizando o UV Crosslinker. Por sua vez, as dos Grupos STB, GBB,

GFCB e CPB foram submetidas à radiação UVB. As mechas foram distribuídas na

plataforma interna do equipamento e rotacionadas na metade do tempo de

irradiação, de forma que ambos os lados fossem expostos à mesma quantidade de

radiação. Esta etapa foi realizada no Laboratório de Mutagênese Ambiental

(LABMUT) da Universidade do Estado do Rio de Janeiro (UERJ).

As amostras de cabelo foram expostas em condições que simulam o espectro

solar. Para tal simulação, foi calculada a intensidade de radiação necessária para

cada aparelho. Em estudos realizados por Richena (2015), mechas de cabelo foram

irradiadas durante cinco horas (entre 9 h e 14 h, durante o horário de verão, período

em que a intensidade da radiação ultravioleta é maior). A intensidade da luz emitida

pelo sol foi medida com um radiômetro e os valores de intensidade obtidos foram:

UVB = 2,3 ± 0,3 W/m2, UVA = 31 ± 8 W/m2, Vis = 148 ± 14 W/m2 e IV = 557 ± 19

W/m2, com temperatura média de 33 ± 4 °C e umidade relativa média do ar (UR) de

44 ± 13%. A dose de radiação em J/m2 é igual à intensidade (W/m2) x tempo de

exposição (s). Desta forma, 5 horas de exposição das mechas ao sol correspondem

a 1 dia ou 1 ciclo, cuja dose de radiação UVA equivale a 55,8 J/cm2 e radiação UVB

a 4,14 J/cm2. Portanto, as mechas foram irradiadas no equipamento durante 23

ciclos, correspondendo à 115 h de exposição solar. Ao término de cada ciclo, todas

as mechas foram lavadas com solução de LSS 2% (p/p), inclusive as pertencentes

aos Grupos STN, GBN, GFCN e CPN.

4.3.11. Caracterização capilar

Após o término dos 23 ciclos de tratamento e irradiação, as mechas de cabelo

foram caracterizadas quanto a diferentes parâmetros físicos e químicos e

comparadas com amostras sem tratamento.

A composição química do cabelo foi avaliada por espectroscopia de

reflectância total atenuada na região do infravermelho com transformada de Fourier

(ATR-FTIR). Esta técnica é capaz de fornecer uma rápida identificação qualitativa e

quantitativa de constituintes orgânicos e inorgânicos em biomateriais (MOHAMMED,

JALEELI, AHMAD, 2017). Os espectros das amostras foram obtidos na faixa de 500

49

a 4000 cm-1 com resolução de 0,01 cm-1, utilizando o espectrômetro Thermo

Scientific modelo Nicolet iS50 ATR. As medidas foram realizadas após os 23 ciclos

de lavagem e exposição à radiação UV. Antes de qualquer medição foi coletado um

espectro de fundo e subtraído pra zerar o equipamento (BOLL et al. 2017). A Tabela

7 apresenta os valores das principais bandas encontradas na fibra capilar através

desta técnica.

Tabela 7: Valores das principais bandas encontradas na fibra capilar obtidos por FTIR

(MONTEIRO, 2003).

BANDAS (cm-1) ATRIBUIÇÃO DOS GRUPOS

1650 – 1630 C = O Amida primária

1520 – 1510 C – H e N – H Amida secundária

1453 – 1443 CH2 e CH3 Amida terciária

1384 – 1350 CH3 Amida secundária

1235 – 1230 C – N e N – H Amida terciária

1180 – 1170 S = O monóxido de cistina

1042 – 1038 S = O Ácido sulfônico

Para o método, pesou-se em triplicata, em um papel de seda isento de

nitrogênio, 0,050 g de amostra de cabelo misturada com 0,5 g de catalisador

formado pela mistura de sulfatos de cobre e de potássio. Esta mistura foi depositada

em um tubo de digestão contendo 2,0 mL de ácido sulfúrico concentrado e digerida,

em bloco digestor, a 420ºC por cerca de 6 horas ou até a solução tornar-se límpida

no tubo digestor. Depois de arrefecer, foram adicionados ao tubo 5,0 mL de água

recém destilada e o mesmo foi acoplado a um aparelho de destilação por arraste de

vapor (semi-microKjeldahl). Durante a destilação, gotejou-se no tubo uma solução de

hidróxido de sódio 40% (p/v) até alcalinização da solução, que reage com o sulfato

de amônio formado na etapa anterior para formar amônia (substância volátil). A

amônia foi recolhida em um erlernmeyer contendo 5,0 mL de ácido bórico e duas

gotas de solução indicadora de pH (vermelho de metila / verde de bromocresol) e

50

quantificada através de titulação volumétrica, utilizando ácido sulfúrico de título

conhecido até a viragem do indicador de pH de verde para vermelho, anotando-se o

volume de ácido utilizado. A concentração de nitrogênio determinada foi convertida

em proteína, considerando-se que cada 1,0 g de nitrogênio corresponde a 6,25 g de

proteína (BAKER, WARD, 2018). Esta análise foi realizada no Laboratório de

Bromatologia da Faculdade de Farmácia da Universidade Federal Fluminense

(UFF).

A morfologia do fio capilar foi analisada por microscopia eletrônica de varredura

com captação de imagem (NOGUEIRA, 2008). Para tal, após os 23 ciclos de

lavagem e/ou exposição à radiação UV, um fio de cabelo de cada grupo de mechas

foi seccionado em região próxima à raiz e fixado em um stub metálico com fita de

carbono. Estas amostras foram revestidas por uma fina película de ouro e

analisadas em Microscópico Eletrônico de Varredura (MEV) para avaliação das

cuticulas. As imagens foram geradas com aumentos de 2.000 e 5.000 vezes e barra

de escala de 50 µm e 20 µm, respectivamente. Esta análise foi realizada no

Laboratório de Biotecnologia da Universidade Federal do Rio de Janeiro (UFRJ) –

Polo Xerém.

Adicionalmente, foi avaliada a variação de cor das mechas de cabelo após os

ciclos de irradiação, utilizando o Espectrofotômetro BYK-Gardner, modelo Colorview

9000 com o sistema CIE-Lab. Este sistema permite a representação gráfica dos

parâmetros de cor em diagramas cromáticos Yxy no espaço colorimétrico L* a* b*

através do tratamento matemático das intensidades das radiações correspondentes

às cores vermelho, verde e azul, onde L* indica o grau de luminosidade, que varia de

0 (preto) a 100 (branco), e a* e b* são coordenadas cromáticas que indicam

vermelho/verde e amarelo/azul, respectivamente (Figura 15).

51

Figura 15: Coordenadas do espaço de cor L*, a*, b* do sistema CIE-Lab de cores

oponentes onde L* é a coordenada de luminosidade, a* é a coordenada vermelho-verde e

b*, a coordenada amarelo-azul (Adaptado de U.S. Department of Transportation, 2013).

A partir da medição dos parâmetros L*, a* e b* pelo espectrofotômetro,

calculam-se as diferenças de cor:

DL* - parâmetro de diferença de luminosidade, sendo positivo se mais claro e

negativo se mais escuro

Da* - parâmetro de diferença de cor na coordenada vermelho-verde, sendo positivo

se mais vermelho e negativo se mais verde

Db* - parâmetro de diferença de cor na coordenada amarelo-azul, sendo positivo se

mais amarelo e negativo se mais azul.

Os valores dos parâmetros de diferença correspondem à subtração entre os

valores obtidos para uma amostra e uma referência, onde DE é o parâmetro de

diferença de cor total (Equação 6). Como referência, foi usada a própria mecha

antes de passar por qualquer tratamento, sendo considerada como padrão para a

obtenção da diferença de cor após o tratamento (WAGNER, 2006).

Equação 6: DE = (DL*2 + Da*2 + Db*2)1/2

Foram obtidas triplicatas de medidas, alterando a posição dos fios no porta-

amostras do equipamento. Os ensaios foram realizados utilizando-se as mechas de

L* = 100

(Branco) Amarelado

Avermelhado

- b*

Azulado

L* = 0

(Preto)

Esverdeado a*

- a*

b*

52

cabelo após 23 ciclos de lavagem e/ou irradiação. Os resultados foram considerados

significativos quando os valores de DE* > 1,2; DL* > 1,1; Da* > 0,3 e Db* > 0,3, pois

valores menores que estes podem ser obtidos devido à variabilidade intrínseca

(Tabela 8) de cor da própria mecha de cabelo (RICHENA, 2011).

Tabela 8: Resultados da variação intrínseca de cor obtida para as mechas utilizadas neste

trabalho.

Tipo de Mecha DL* Da* Db* DE*

Cabelo caucasiano

preto natural 0,12 ± 0,10 0,05 ± 0,15 0,12 ± 0,17 0,43 ± 0,01

Cabelo loiro

descolorido 0,37 ± 0,06 0,10 ± 0,26 0,04 ± 0,10 0,38 ± 0,16

4.3.12. Análise Estatística

As análises foram realizadas em triplicata e os dados foram avaliados

estatisticamente com o auxílio do programa GraphPad Prism 5.01 (GraphPad

Software Inc., San Diego, USA), analisados por one-way ANOVA, seguido do pós-

teste correlativo de Tukey. Em todas as análises, as diferenças foram consideradas

significativas quando p < 0,05.

53

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1. Determinação da biomassa e do conteúdo de ficobiliproteínas (FB)

O peso seco calculado para a biomassa foi de 2,25 g/L, rendimento superior

aos obtidos por Barros (2010) e Pelizer et al. (2003), onde os pesos secos

encontrados foram de 1,41 g/L e 1,3 g/L, respectivamente. Estima-se, portanto, que

com o cultivo de 12,0 L da cianobactéria Arthrospira platensis em meio Zarrouk,

foram obtidas 27,0 g de biomassa. Esta foi filtrada sob vácuo em papel de filtro e

congelada para posterior processo de extração (PEPE; RIZZO, 2011). As

concentrações de ficobiliproteínas estimadas através da equação cromática de

Bryant estão dispostas na Tabela 9.

Tabela 9: Estimativa da concentração (mg/mL) de cada ficobiliproteína presente no extrato

aquoso de A. platensis.

Pigmento Concentração (mg/mL)

Ficocianina (FC) 2,24

Aloficocianina (AFC) 1,00

Adicionalmente, foi obtido o espectro de varredura no UV-visível (200 a 750

nm) do extrato aquoso a fim de verificar a presença de pigmentos fotossintéticos

(Figura 16). Dessa forma, foi possível confirmar a ocorrência do pigmento azul da

ficocianina (FC) pela presença do pico característico em 620 nm. Também foram

observados picos entre 300 e 400 nm decorrentes da fluorescência, causada nesta

região pelo triptofano e por resíduos de tirosina e fenilalanina. O pico com

comprimento de onda de emissão de 450 nm, presente no espectro, é atribuído à

Nicotinamida Adenina Dinucleotídeo Fosfato (NADPH), um produto primário da

fotossíntese. Além disso, o espectro exibiu dois picos de proteína característicos, o

primeiro localizado em 228 nm reflete as cadeias laterais de aminoácidos

(particularmente tirosina, triptofano, fenilalanina, histidina e metionina) que absorvem

luz fortemente nesta região do espectro. O segundo pico de absorção, mais fraco

que o primeiro, entre 240-300 nm, é atribuído aos resíduos de aminoácidos

aromáticos (triptofano, tirosina e fenilalanina) e à ligação dissulfeto, que constituem

54

os cromóforos que absorvem nessa região (BENELHADJ et al., 2016). Espectros

semelhantes foram obtidos por Benelhadj et al. (2016) em estudos que avaliaram o

efeito do pH nas propriedades funcionais de um isolado proteico obtido da A.

platensis.

Figura 16: Espectro de varredura no UV-visível (200 – 750 nm) do extrato de

ficobiliproteínas obtido da Arthrospira platensis, em destaque o pico característico

da ficocianina (FC) em 620 nm.

5.2. Desenvolvimento das formulações microemulsionadas

As microemulsões foram preparadas utilizando-se diferentes proporções de

agentes emulsionantes, óleo e água a partir da construção dos diagramas de fases

pseudoternário. As zonas de microemulsão encontradas para os diferentes

diagramas de fase construídos com óleo de coco estão apresentadas na Figura 17.

FC

55

Figura 17: Zona de microemulsão delimitada nos diagramas de fase pseudoternários A

(PEG 40 óleo de rícino hidrogenado / Monooleato de sorbitano (1:3), B (PEG 40 óleo de

rícino hidrogenado / Monooleato de sorbitano 1:1), C (Polissorbato 80 / Monooleato de

sorbitano 1:3), D (Polissorbato 80 / Monooleato de sorbitano 1:1) e E (Polissorbato 80 /

Monooleato de sorbitano 3:1).

Entre os sistemas testados, o diagrama E apresenta maior proporção do

agente polar (polissorbato 80) em relação ao apolar (monooleato de sorbitano)

B A

C D

E

56

representando, portanto, o sistema com maior EHL (EHL = 12,3) conforme mostra a

Tabela 2. A maior zona de microemulsão foi identificada para esse sistema, sendo

por isso, selecionados pontos deste diagrama para a incorporação do extrato em

diferentes concentrações. As formulações contendo PEG 40 óleo de rícino

hidrogenado apresentaram dificuldades durante a etapa de homogeneização da fase

oleosa, por esse motivo, não foram desenvolvidas emulsões com PEG 40 óleo de

rícino hidrogenado / monooleato de sorbitano na razão de 3:1.

Em estudos realizados por Rukmini et al. (2012), visando o desenvolvimento

de microemulsões com óleo de coco virgem e tensoativos não iônicos ternários, foi

formulada com sucesso uma microemulsão contendo 75% de óleo e uma proporção

de surfactante e água de 4,5:1 ou superior. Os tensoativos utilizados nesse estudo

foram monooleato de sorbitano, monolaurato de sorbitano e polissorbato 20, com

variação do EHL de 6,0 a 8,0. No presente estudo, foram obtidos resultados

semelhantes para o mesmo intervalo de EHL, no entanto, foi observado aumento da

zona de microemulsão com o aumento do EHL.

5.3. Incorporação do pigmento nas formulações microemulsionadas

Do diagrama E (Figura 17), foram selecionados três pontos (Tabela 10 e

Figura 17), que continham maior proporção da fase aquosa, com o intuito de

solubilizar maior quantidade do extrato hidrofílico, e baixo percentual do sistema

TA/CoTA, a fim de evitar possíveis irritações dérmicas que podem ser causadas por

estes agentes.

Tabela 10: Microemulsões desenvolvidas com óleo de coco e Polissorbato 80 / Monooleato

de sorbitano (3:1).

Formulação Água (%) Óleo (%) TA/CoTA (%)

M1 14,0 34,5 51,5

M2 15,0 42,5 42,5

M3 10,0 36,0 54,0

57

As formulações microemulsionadas apresentaram estabilidade visual durante o

tempo analisado, no entanto, a incorporação do extrato levou à instabilidade visível

após 48 horas em temperatura ambiente (Figura 18). Apesar de serem consideradas

termodinamicamentes estáveis, microemulsões podem tornar-se instáveis sob

determinadas condições, como quando algum de seus componentes sofre

alterações químicas ou se as condições ambientais, a que está exposta, são

alteradas (McClements, 2012). Portanto, acredita-se que a adição do extrato tenha

resultado em alterações químicas na composição, o que também é evidenciado pela

mudança de coloração do produto, com visível alteração da cor característica do

extrato de A. platensis, rico no pigmento azul ficocianina.

Figura 18: Microemulsões M1, M2 e M3 contendo 0,5% (p/p) de extrato, após 48 horas

em temperatura ambiente.

5.4. Incorporação do pigmento no gel

O gel hidrofílico contendo 0,25% e 0,5% (p/p) do extrato aquoso de A. platensis

apresentou estabilidade visual durante o estudo. No entato, as formulações

contendo 1,0% (p/p) de extrato apresentaram precipitação dentro dos primeiros 15

dias, em temperatura de geladeira. O gel hidrofílico com concentração de 0,5% (p/p)

(Figura 19) foi selecionado para a continuação do estudo, por se tratar do maior teor

de ficocianina que se mostrou estável na formulação testada.

M1 M2 M3

58

A estabilidade do gel foi avaliada durante um período de 60 dias, quanto às

características sensoriais, pH, viscosidade e teor de ficocianina. Todas as

formulações apresentaram aspecto homogêneo e odor característico do gel durante

os 60 dias. As formulações branco se mantiveram incolores durante todo o período

avaliado, enquanto as formulações contendo 0,5% (p/p) de extrato mantiveram

coloração azul, sem alteração visual perceptível do tom. As amostras não

apresentaram variação de pH, mantendo-se 6,5 ± 0,1, conforme ajustado com a

trietanolamina durante a etapa de preparação. É importante que as características

sensorias do produto, como cor e odor, por exemplo, se mantenham sem alterações

durante o período de estocagem, uma vez que essas características podem

influenciar na eficácia e qualidade do produto e ainda na aceitação pelo consumidor.

Figura 19: (A) Gel branco de hidroxietilcelulose (GB) e (B) gel de

hidroxietilcelulose contendo 0,5% (p/p) de extrato de A. platensis (GFC).

5.5. Avaliação da estabilidade

As formulações branco e contendo o extrato, foram analisadas quanto à

viscosidade, entre 20 e 100 rpm, em viscosímetro do tipo Brookfield. A viscosidade

A B

59

de uma formulação é definida como a resistência de um determinado material a um

fluxo e, desta forma, a resistência é proporcional à viscosidade (MANÇO et al.,

2015). Os resultados obtidos estão apresentados nas Figuras 20 e 21.

Figura 20: Gráfico de viscosidade x velocidade do gel branco (GB) após 2, 15, 30 e 60

dias de preparo.

Figura 21: Gráfico de viscosidade x velocidade do gel contendo 0,5% (p/p) de extrato de

A. platensis (GFC) após 2, 15, 30 e 60 dias de preparo.

Como visto nas Figuras 20 e 21, todos os géis apresentaram comportamento

pseudoplástico (não-Newtoniano), onde a viscosidade aparente não é constante,

pois observa-se um decréscimo de viscosidade gradualmente, à medida que

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

0 20 40 60 80 100 120

Vis

cosi

da

de

(m

Pa

.s)

Velocidade (rpm)

Viscosidade GB

Dia 2

Dia 15

Dia 30

Dia 60

0

500

1000

1500

2000

2500

3000

3500

4000

4500

5000

0 20 40 60 80 100 120

Vis

cosi

da

de

(m

Pa

.s)

Velocidade (rpm)

Viscosidade GFC

Dia 2

Dia 15

Dia 30

Dia 60

60

aumenta a velocidade de cisalhamento. Portanto, eles atendem ao comportamento

mais comum e desejável para uma formulação semissólida de uso externo,

facilitando o espalhamento do produto sem que ocorra escorrimento (AULTON,

2005). O comportamento pseudoplástico ocorre porque no repouso, a partículas e/ou

cadeias poliméricas que compõem o liquido encontram-se desorientadas,

entrelaçadas ou enoveladas, mantendo uma ordem irregular que gera uma alta

viscosidade. Com o aumento da taxa de cisalhamento as partículas se orientam e se

alinham, facilitando o escoamento e, diminuindo assim a sua viscosidade

(SCHRAMM, 2006).

Não foi possível observar diferença significativa (p > 0,05, ANOVA e Tukey’s) entre

os valores de viscosidade dos géis em relação ao tempo, na velocidade de 50 rpm.

No entanto, é possível observar que as formulações contendo o extrato de A.

platensis (GFC) apresentaram viscosidades menores em relação ao gel branco

(GB), o que pode vir a influenciar na espalhabilidade do produto, uma vez que a

redução da viscosidade aumenta a facilidade de aplicação (MELO et al., 2013). Este

decréscimo da viscosidade pode ter sido causado por um aumento no alinhamento

das cadeias poliméricas do gel, devido à presença do extrato de A. platensis, ou

ainda pela degradação dos polissacarídeos de alta massa molecular, produzindo

polissacarídeos de menor massa ou monossocarídeos (Wu et al., 2010).

Resultados semelhantes foram obtidos em estudos realizados por Coelho et al.

(2016), onde foi desenvolvida uma formulação em gel de hidroxietilcelulose contendo

o extrato hidroetanólico das folhas de goiabeira (Psidium guajava L.) para posterior

avaliação da estabilidade e da capacidade antioxidante. Neste estudo, as amostras

também foram classificadas como pseudoplásticas e observou-se um decréscimo da

viscosidade nas formulações contendo o extrato, quando comparadas ao gel puro.

A análise de viscosidade aparente foi realizada a fim de avaliar o sistema quanto

à estabilidade nas condições de armazenamento e pelo tempo proposto. Dessa

forma, outras avaliações de reologia seriam importantes para caracterizar o

comportamento da formulação em diferentes condições.

A fim de avaliar o teor de ficocianina presente na formulação, ao longo do tempo,

foram realizadas medidas da absorbância (λ = 620 nm e 650 nm) nos tempos 2, 15,

30 e 60 dias após o preparo. As médias da concentração de ficocianina foram

calculadas utilizando a equação cromática de Bryant. O teor de FC da formulação

em gel GFC não apresentou alteração significativa (p > 0,05, ANOVA e Tukey’s) após

61

60 dias (Tabela 11). Adicionalmente, foi realizado o espectro de varredura das

formulações (Figura 22) que corrobora com os resultados encontrados, mostrando

manutenção do perfil, com discreta redução do pico referente à FC (seta)

proporcional ao tempo decorrido.

Tabela 11: Concentração de Ficocianina (FC) (mg/L) nas formulações em gel contendo

0,5% (p/p) de extrato de A. platensis, após 2, 15, 30 e 60 dias de preparo.

Tempo (dias) Concentração de FC (mg/L)

2 0,13 ± 0,0

15 0,13 ±0,1

30 0,12 ± 0,1

60 0,11 ± 0,1

Figura 22: Comparação entre as varreduras, obtidas por espectrofotometria no UV-vis

(200-800 nm), para os géis de hidroxietilcelulose contendo 0,5% (p/p) de extrato de A.

platensis nos dias 2 (azul escuro), 15 (rosa), 30 (roxo) e 60 (azul claro) após o preparo.

62

5.6. Determinação da capacidade antioxidante

O método fotocolorimétrico do DPPH foi utilizado para avaliar a propriedade

sequestrante de radicais livres do extrato de A. platensis e da formulação

desenvolvida. Como controles positivos utilizou-se o Trolox® e o BHT. Os gráficos

que relacionam a porcentagem da atividade antioxidante com a concentração final

do analito de Trolox®, BHT, extrato aquoso obtido de A. platensis e formulação

contendo o extrato na concentração de 0,5% encontram-se nas Figuras 23, 24, 25 e

26, respectivamente.

Figura 23: Inibição do radical DPPH pelo Trolox® (controle).

Figura 24: Inibição do radical DPPH pelo BHT (controle).

y = 8,4118x + 20,53R² = 0,988

0,0

20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

0 2 4 6 8 10Ati

vid

ade

anti

oxi

dan

te (

%)

Concentração (µg/mL)

Atividade antioxidante de Trolox

y = 5,7374x + 23,007R² = 0,9853

0,0

20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

0 2 4 6 8 10Ati

vid

ade

anti

oxi

dan

te (

%)


Atividade antioxidante de BHT

63

Figura 25: Inibição do radical DPPH pelo extrato aquoso rico em FC, obtido de A. platensis.

.

Figura 26: Inibição do radical DPPH pelo gel 0,5% (p/p) de extrato aquoso de A. platensis.

O CE50 obtido para o extrato, após liofilizado, foi de 2,35 µg de extrato por mL.

Tendo o gel hidrofílico como veículo, a formulação contendo 0,5% (p/p) do extrato

liofilizado apresentou CE50 igual a 0,75 mg/mL, ou seja, 3,75 µg expressos em

extrato liofilizado por mL. Os controles positivos, Trolox® e BHT, apresentaram CE50

superiores aos do extrato, 3,50 µg/mL e 4,70 µg/mL, respectivamente. Esses

resultados sugerem que o extrato apresenta atividade sequestradora do DPPH

superior aos antioxidantes sintéticos utilizados como controle positivo.

y = 0,5359x + 51,259R² = 0,9809

0,0

20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

0 10 20 30 40 50 60 70 80Ati

vid

ade

anti

oxi

dan

te (

%)


Atividade antioxidante do Extrato de FB

y = 34,138x + 24,5R² = 0,9721

0,0

20,0

40,0

60,0

80,0

100,0

0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4 1,6Ati

vid

ade

anti

oxi

dan

te (

%)


Atividade antioxidante de Gel 0,5%

64

Em estudo realizado por Shalaby & Shanab (2013) para determinar o

potencial antioxidante de extratos aquosos e metanolicos de A. platensis, o extrato

aquoso demonstrou atividade antioxidante superior pelo método do DPPH. Este

comportamento foi atribuído pelos autores à alta concentração de pigmentos de

ficobiliproteínas (8,23 mg/g) e fenóis no extrato, devido aos altos níveis de

substâncias biologicamente ativas, tais como, esteróis, flavonoides, açúcares

redutores, taninos e antraquinonas.

Os resultados obtidos no presente estudo para a atividade antioxidante do

extrato de A. platensis foram superiores aos encontrados por Golkamani et al.

(2018). Em estudo com o objetivo de aprimorar a estabilidade oxidativa do óleo de

Clupeonella cultrientris caspia através do uso do extrato de Arthrospira platensis

como um antioxidante natural, os autores concluíram que o extrato reduziu

significativamente o radical DPPH (CE50 = 0,78 ± 0,09 mg/mL). Este resultado foi

relacionado ao teor fenólico total, que foi de 38,04 ± 3,07 mg equivalente ao ácido

gálico/g. Estudo semelhante foi realizado por Omidi, Sarhadi e Shahdadi (2018),

visando a melhora da estabilidade oxidativa do óleo de gergelim pelo uso do extrato

metanólico de A. platensis, onde foi observado menor (40 ppm) CE50 para o BHT e

maior (100 ppm) para o extrato metanólico de A. platensis. Neste mesmo estudo, o

conteúdo fenólico total encontrado na cianobactéria foi de cerca de 68,72 mg/g de

ácido gálico por grama da cianobactéria.

5.7. Determinação do FPS in vitro

O fator de proteção solar é um indicador universal, usado para representar o

nível de proteção provido pelo filtro solar contra queimaduras que podem ser

causadas por energia solar UV (STERVANATO; BERTELLE; FABRIS, 2014). No

presente trabalho, o método espectrofotométrico desenvolvido por Mansur (1986) foi

usado para mensurar o FPS da formulação contendo 0,5% de extrato de A.

platensis. Este método foi escolhido por se tratar de um teste rápido e facilmente

reprodutível.

O valor de FPS calculado para o gel desenvolvido foi de 0,15 ± 0,02. A

formulação não demonstrou ação fotoprotetora significativa (p < 0,05, ANOVA e

Tukey’s) em relação ao gel branco.

65

Resultados semelhantes foram obtidos por Mansur et al. (2016), visando avaliar a

eficácia in vitro e in vivo de formulações fotoprotetoras contendo extratos

antioxidantes de Bauhinia microstachya var. massambabensis Vaz. O estudo

mostrou que formulações contendo filtros solares sintéticos associadas ao extrato

não apresentaram diferença significativa no FPS quando comparadas à formulações

contendo apenas filtro solar (16,9 ± 0,62 e 17,0 ± 0,25, respectivamente). Ao passo

que as formulações contendo apenas extrato apresentaram valor de FPS muito

baixo (0,70 ± 0,06) e não foram consideradas formulações fotoprotetoras. No

entanto, em estudos in vivo, os produtos associados ao extrato apresentaram maior

FPS em relação aos que continham exclusivamente filtro solar (17,90 ± 3,35 e 13,48

± 1,99, respectivamente). O maior FPS in vivo das formulações contendo extrato,

quando comparado com a formulação sem extrato, poderia ser atribuído à atividade

sequestradora das moléculas antioxidantes presentes nos extratos vegetais que

atuam capturando as ERO. No presente estudo, apesar de identificada a atividade

antioxidante pelo método do DPPH do extrato de A. platensis, sua concentração na

formulação é baixa, reduzindo assim não só essa atividade, como também o FPS.

5.8. Ensaios toxicológicos de mutagenicidade e fotomutagenicidade

O ensaio de Salmonella/microssoma (ou teste de Ames) é reconhecido

mundialmente por comunidades científicas e agências governamentais e

amplamente utilizado como uma triagem inicial para determinar o potencial

mutagênico de novos produtos e fármacos, uma vez que há um alto valor preditivo

para a carcinogenicidade de roedores (FERNANDES et al., 2018). Trata-se de um

ensaio de curta duração que emprega cepas de Salmonella typhimurium derivadas

da parental LT2, tais como TA97, TA98, TA100, TA102 e TA104, cada um dos quais

carrega uma mutação diferente em um dos vários genes do operon que codifica a

biossíntese de histidina, levando à deficiência na síntese desse aminoácido e

inviabilizando seu crescimento em meio pobre em histidina. Entretanto, essas

mutações podem ser revertidas quando as cepas entram em contato com

mutágenos, levando ao crescimento dessas linhagens, mesmo em meio pobre em

histidina (FERRAZ, 2011; THORNE et al., 2016; FERNANDES et al., 2017).

As linhagens usadas nesse trabalho podem reverter espontaneamente a

auxotrofia para histidina (His-) e assim crescer em um meio pobre no referido

aminoácido, o que pode ser observado no controle negativo dos ensaios. Esta é uma

66

reversão espontânea relativamente fraca que pode ser aumentada através de

mutações. Cada linhagem tem uma faixa característica de reversão espontânea e o

aumento desta taxa permite a avaliação da mutagenicidade das substâncias

analisadas (MARON; AMES, 1983; FERRAZ, 2011). A Tabela 12 mostra a faixa de

reversão espontânea para as linhagens TA102 e TA104.

Tabela 12: Taxa de reversão espontânea, em número de colônias revertentes/placa,

esperada para as cepas de S. typhimurium (TA102 e TA104) utilizadas neste trabalho

(MORTELMNS, ZEIGER, 2000).

Linhagens Taxa de reversão esperada

TA102 100 – 300

TA104 200 - 300

Este ensaio é uma ferramenta útil para identificar substâncias capazes de

produzir danos genéticos, resultando em mutações (FERRAZ, 2011). As Figuras 27

e 28 apresentam os resultados obtidos (números de revertentes) para diferentes

concentrações do gel contendo extrato aquoso de A. platensis, avaliado pelo ensaio

de Salmonella/microssoma na ausência de metabolização exógena, seguindo o

protocolo de pré-incubação e utilizando cepas TA102 e TA104, que detectam

mutações de substituição de pares de bases. O gel isento de extrato foi utilizado

como branco. Os respectivos índices de mutagenicidade (I.M.) estão apresentados

acima das barras verticais, sendo que valores superiories a 2,0 indicam

mutagenicidade positiva.

67

TA 102

Branco MTC 0,062 0,125 0,25 0,5 1,00

1000

2000

3000

Concentração (%)

Nú

mer

o d

e re

vert

ente

s




Mitomicina C (0,5 µg/placa).

TA 104

Branco MMS 0,062%0,125% 0,25% 0,5% 1%0

100

200

300

400

Concentração (%)

Nú

mer

o d

e re

vert

ente

s



thyphimurium. *p < 0,05 relativo ao controle negativo por ANOVA e Tukey’s HSD; MMS =

Metilmetano sulfonato (250 µg/placa).

* 0,8

* 0,9

* 0,8

* 0,6

* 0,7

* 1,4

* 0,8

0,9

* 0,8

* 0,7

* 0,6

* 10,72

Concentração da amostra (%)


68

De acordo com as Figuras 27 e 28, a formulação contendo o extrato de A.

platensis apresentou resultados estatisticamente significativos na redução do

número de colônias revertentes das amostras analisadas tanto para a cepa TA102

(com exceção da concentração de 0,125%) quanto para TA104, quando comparado

ao controle negativo (gel branco).

O sistema de teste de fotomutagenicidade (FotoAmes) tem ajudado na

detecção precoce de substâncias potencialmente fotocancerígenas. No entanto,

ainda não existem requisitos regulamentares para o ensaio de fotomutagenicidade,

exceto uma diretriz emitida pelo Comitê Científico de Cosmetologia (SSC) sobre o

teste de protetores solares para a genotoxicidade fotoquímica, na qual este ensaio

foi baseado. Para determinar a fotomutagenicidade do extrato, foram utilizadas

estrategicamente as cepas TA102 e TA104. Ambas as cepas são geneticamente

semelhantes, contendo pares de bases AT na mutação hisG428 e uma mutação

ocre, TAA. O hisG428 pode ser revertido por transições e transversões ou por

agentes causadores de dano oxidativo. No entanto, a cepa TA102 é proeficiente em

reparo de excisão e isso aumenta o potencial de detecção de reticulação

(FERNANDES et al., 2017).

As Figuras 29 e 30 apresentam a relação dose-resposta do extrato de A.

platensis associado à formulação em gel no ensaio de fotomutagenicidade utilizando

as cepas TA102 e TA104, irradiadas na dose de 1,3 J/cm² e 0,04 J/cm²,

respectivamente.

69

TA 102 UV

Sem UV Branco 8-MOP 0,062% 0,125% 0,25% 0,5% 1%0

1000

2000

Concentração (%)

Nú

mero

de r

evert

en

tes




Tukey’s HSD; 8-MOP = 8-metoxipsoraleno (10 µg/placa).

TA 104 UV

Sem UV Branco Benzofenona0,031% 0,062% 0,125% 0,25% 0,5%0

1000

2000

Concentração (%)

Nú

mero

de r

evert

en

tes




Tukey’s HSD; BZE = Benzofenona-3 (400 µg/placa).

BZE

0,9

0,9

0,8 0,9

0,9 0,9

* 0,8 0,9

* 0,4


* 6,1 0,9

* 0,7 0,9

* 0,5 0,9

* 0,8 0,9

* 0,7 0,9

* 0,6 0,9


70

Na dose de radiação UVA utilizada para a linhagem TA102 de S. thyphimurium,

as amostras analisadas não induziram aumento das colônias revertentes (Figura 28),

diferentemente do controle positivo. Ao invés disso, foi observada redução

estatisticamente significativa (p < 0,5) no número de revertentes em relação ao

controle negativo, sugerindo um grau de proteção contra mutações do tipo

substituições/transversões, sob condições de exposição à radiação UVA.

Para as cepas TA104 (Figura 29), não foi constatada redução significativa no

número de colônias revertentes em baixas concentrações da amostra. Porém, a

maior concentração testada (0,5 ug/placa), demonstrou reduzir significativamente (p

< 0,5) o número de colônias revertentes quando comparada ao controle negativo.

Este número, no entanto, foi superior ao encontrado com o controle positivo,

Benzofenona-3 (BZE). A BZE é um filtro solar químico presente nos principais

produtos fotoprotetores comercializados no Brasil, cujo uso e concentração são

definidos pela ANVISA através da RDC nº 69 de 23 de março de 2016 (BRASIL,

2016) e foi utilizado neste estudo para fins comparativos em relação ao efeito

fotoprotetor. De acordo com os resultados apresentados, a formulação demostrou

potencial atividade fotoprotetora, porém esta atividade foi menor que a oferecida

pelo filtro químico, BZE.

5.9. Morfologia das fibras capilares

A radiação UV representa uma potente fonte de dano à fibra capilar, gerando

modificações em sua estrutura, principalmente na cutícula, e que resultam em

redução do brilho, ressecamento, textura áspera, alteração da cor e fragilidade.

Neste estudo, foi utilizada a microscopia eletrônica de varredura com captura de

imagem para investigar alterações na morfologia da cutícula capilar por

fotodegradação. Essa técnica é muito conveniente para o mapeamento de amostras,

uma vez que é capaz de produzir imagens de alta resolução e amplificação da

superfície, permitindo avaliar a aparência geral da fibra capilar, suas alterações

morfológicas e estruturais, além da ocorrência de depósitos de partículas na

superfície do fio (ARAÚJO, 2015; RICHENA, 2015).

As imagens de microscopia eletrônica de varredura da fibra capilar sem

tratamento e não irradiada (STN) submetida a 23 ciclos de lavagem, demonstraram

cutículas predominantemente inteiras para o cabelo virgem (Figura 30 (I)), porém

uma área de descamação cuticular severa (retângulo), provavelmente decorrente de

71

agressões durante a lavagem do cabelo ou no ato de pentear. As cutículas

analisadas nesse trabalho são da região central do fio capilar e, por esse motivo, é

esperado que apresentem algumas partes danificadas, uma vez que a região central

do fio deve ter sido submetida a cuidados diários anteriores. Os cuidados diários

com os cabelos, tais como o ato de pentear de maneira repetida ou lavagens

sucessivas, são fatores que contribuem para a fragmentação, quebra e perda de

células cuticulares (REICH et al., 2009). No cabelo descolorido foi possível observar

cutículas com bordas irregulares (setas) e levantadas, conforme exibido na Figura 31

(II).


(II) não tratada e não irradiada, submetida a 23 ciclos de lavagem com LSS (2%). O

retângulo em (I) destaca uma área de extensa descamação cuticular; as setas em (II)

indicam cutículas com bordas irregulares.

As amostras sem tratamento e submetidas à radiação UVA (STA) por 115h,

simulando 23 ciclos de exposição solar, foram apresentadas na Figura 32. Em

ambos os tipos de mechas, foi observado um maior número de cutículas irregulares,

fragmentadas ou parcialmente retiradas (seta). Além disso, a superfície cuticular do

cabelo descolorido (Figura 32 (II)) encontra-se mais levantada, em comparação com

a fibra que não recebeu radiação. Resultados semelhantes foram encontrados por

Richena (2015), onde foi observada, em cabelo castanho comum, remoção de

camadas e formação de rachaduras nas cutículas e aparecimento de cavidades na

endocutícula, como efeito da fotodegradação.

I II

72


(II) não tratada (ST) e submetida a 23 ciclos de radiação UVA. A seta em (II) indica cutícula

parcialmente retirada.

As amostras sem tratamento e submetidas à radiação UVB (STB) por 115h

estão apresentadas na Figura 33. Tanto o cabelo natural quanto o descolorido

apresentaram cutículas quebradas, levantadas (setas) e com bordas com formato

irregular. A extensa remoção das células cuticulares leva, consequentemente, à

exposição das camadas subjacentes, deixando o córtex menos protegido contra

fatores externos prejudiciais e contra a perda de água do fio. Esses efeitos foram

mais pronunciados na fibra capilar descolorida (Figura 33 (II)), onde foi observada

extensa descamação da cutícula, com exposição da endocutícula e do córtex

capilar. Segundo estudos realizados por Richena (2015), quando a endocutícula é

exposta, ela tende a ser a região mais danificada pela radiação. O estudo observou

que, quando irradiada por 230 horas com lâmpada de mercúrio, essa camada se

torna mais desigual e apresenta formação de cavidades. Os resultados também

mostraram que, sob estas condições, ocorrem alterações nas características da

endocutícula, que apresenta aspecto bem mais liso e ausência de cavidades no

cabelo que foi danificado por processo de lavagem sem exposição à radiação,

enquanto nos fios irradiados, apresenta-se porosa e de superfície irregular.

II I

73


(II) não tratada (ST) e submetida a 23 ciclos de radiação UVB. As setas indicam cutículas

levantadas; C indica o córtex e E a endocutícula.

Avaliando-se a fibra capilar tratada com a formulação GFC, não irradiada e

submetida a 23 ciclos de lavagem (GFCN) foi possível identificar uma película

formada na superfície dos fios. Esta película foi mantida mesmo após a lavagem das

mechas com solução de LSS 2% (p/p). As células da cutícula mantiveram-se

sobrepostas, indicando preservação da integridade cuticular, mesmo após

sucessivas lavagens, conforme apresentado na Figura 34.


(II) tratadas com a formulação GFC e não irradiadas, submetidas a 23 ciclos de lavagem.

I II

II I

C

E

74

As amostras tratadas com a formulação GFC e submetidas à radiação UVA

(GFCA) e UVB (GFCB) por 115h, simulando 23 ciclos de exposição solar, estão

apresentadas nas Figuras 35 e 36, respectivamente. Em ambas as amostras foi

observada sobreposição das células cuticulares e formação de uma película que se

manteve mesmo após lavagem. Os cabelos apresentaram cutículas fechadas em

geral, embora seja possível encontrar algumas cutículas não uniformes, que

parecem ter sido quebradas (setas). No entanto, não foi observada remoção de

cutículas ou levantamento das mesmas. A manutenção das características

cuticulares é fundamental, uma vez que influencia diretamente na percepção de

brilho superficial e maciez do cabelo (REICH et al., 2009).


(II) tratadas com a formulação GFC e submetidas a 23 ciclos de radiação UVA. As setas

indicam cutículas com bordas irregulares

I II

75


(II) tratadas com a formulação GFC e submetidas a 23 ciclos de radiação UVB. As setas

indicam cutículas com bordas irregulares.

As micrografias eletrônicas das amostras não irradiadas e tratadas com a

formulação em gel isenta do extrato (GBN), indicam que também ocorreu formação

de película envolvendo a fibra capilar mesmo após lavagem (Figura 37), o que pode

vir a contribuir para a proteção do fio e redução da perda de água por oclusão.


(II) tratadas com a formulação GB e não irradiadas, submetidas a 23 ciclos de lavagem.

Quando expostas à radiação UVA (GBA) e UVB (GBB), as fibras naturais

tratadas com o veículo em gel sem extrato, mostraram preservação das células

I II

II I

76

cuticulares e do filme formado ao redor do fio, porém os cabelos descoloridos

apresentaram intensa remoção da camada cuticular com exposição da endocutícula

(setas) e do córtex (C) como podemos observar nas Figuras 38 e 39, principalmente

na fibra descolorida irradiada por UVB.


(II) tratadas com a formulação GB e submetidas a 23 ciclos de radiação UVA. As setas

indicam áreas de exposição da endocutícula e C do córtex.


(II) tratadas com a formulação GB e submetidas a 23 ciclos de radiação UVB. As setas

indicam áreas de exposição da endocutícula e C do córtex.

II I

II

C

C

C

I

C

C

77

As fibras capilares não irradiadas, tratadas com o produto contendo filtro solar

e submetidas a 23 ciclos de lavagem (CPN) encontram-se na Figura 40. Conforme

observado na imagem, a cutícula se manteve preservada, com células sobrepostas

ao longo de todo o fio. Esses efeitos podem ser atribuídos aos agentes

condicionadores presentes no produto com filtro solar, tais como silicone, ácidos

graxos e extratos vegetais, que atuam formando um filme de revestimento superficial

mantendo as células cuticulares mais unidas e sobrepostas (ARAÚJO, 2015).


(II) tratadas com a formulação CP e não irradiadas, submetidas a 23 ciclos de lavagem. As

setas indicam cutículas lentadas.

As amostras tratadas com o produto contendo filtro solar e submetidas a

radiação UVA (CPA) e UVB (CPB), simulando 23 ciclos de exposição à radiação

solar, encontram-se nas Figuras 41 e 42, respectivamente. As imagens obtidas das

fibras descoloridas submetidas à radiação UVA demonstraram extensos danos

cuticulares, com remoção de células da cutícula e exposição das camadas

subjacentes. Sob radiação UVB, no entanto, o cabelo descolorido demonstrou

poucos danos, com manutenção da sobreposição das camadas cuticulares e poucos

pontos de remoção e levantamento (seta) dessas células. Contudo, para o cabelo

natural, não foram observados danos pela exposição à radiação UVA, enquanto que

após exposição à radiação UVB, foi observado um maior número de cutículas

irregulares, levantadas (seta), e retiradas, além de exposição da endocutícula (E).

II I

78


(II) tratadas com a formulação CP e submetidas a 23 ciclos de radiação UVA. A seta indica a

endocutícula e C o córtex.


(II) tratadas com a formulação CP e submetidas a 23 ciclos de radiação UVB. As setas

indicam cutículas levantadas; E indica a endocutícula.

É importante ressaltar que as imagens obtidas por microscopia eletrônica de

varredura são realizadas a partir da observação de um fio de cabelo único,

representativo da mecha em análise. Desta forma, a avaliação da eficácia da

II I

II I

C

E

E

79

formulação GFC para proteção e/ou reparação das fibras capilares após exposição à

radiação UV foi baseada no conjunto das análises desenvolvidas neste estudo.

Nos estudos realizados por Richena (2015), concluiu-se que o efeito de remoção

de camadas e formação de rachaduras nas cutículas é causado pelas lavagens, mas

o aparecimento de cavidades na endocuticula é um efeito da fotodegradação. Com

base nisso, pode-se inferir que a formulação contendo o extrato demonstrou

fotoproteção do fio capilar descolorido, uma vez que em todos os demais

tratamentos foi observada a exposição do córtex neste tipo de cabelo, exceto nas

mechas tratadas com o gel contendo 0,5% (p/p) do extrato de A. platensis.

O cabelo natural, em geral, não demonstrou tantos danos decorrentes da

irradiação. Os resultados observados podem ser explicados pela presença de

pigmentos, muito mais abundantes na fibra natural, e que são capazes de absorver a

radiação UV e agir como fotoprotetor, ajudando a preservar as demais estruturas

capilares. No tratamento com a formulação desenvolvida a cutícula mostrou-se

predominantemente inteira e com células sobrepostas. Além disso, ocorreu

formação de uma película ao redor dos fios tratados com a formulação em gel, o que

pode contribuir para a manutenção da hidratação por mecanismo de oclusão.

Sabe-se que alguns dos mecanismos induzidos pela luz UV capazes de danificar

a fibra capilar envolvem a formação de ERO, a lipoperoxidação e a redução de

antioxidantes presentes naturalmente na estrutura capilar. Dessa forma, a

manutenção do aspecto do fio, observada nas mechas tratadas com GFC, pode ser

relacionada aos resultados da atividade antioxidante obtidos para o gel, sugerindo

que a ação fotoprotetora do produto seja resultado do efeito antioxidante exercido

pelo extrato na formulação, apesar de não ser identificado FPS pelo método de

Mansur.

5.10. Avaliação da composição química dos fios após tratamento e

irradiação UV

A composição dos aminoácidos no cabelo humano pode sofrer variações entre

indivíduos por influência de diversos fatores, tais como, genética, raça, tratamentos

químicos e radiação solar (COLENCI, 2007). Uma técnica utilizada para a rápida

avaliação sobre a natureza da fibra e sua composição é a espectroscopia de

80

reflectância total atenuada na região do infravermelho com transformada de Fourier

(ATR-FTIR). No entanto, esta técnica deve ser realizada em paralelo a métodos

visuais, como a microscopia eletrônica de varredura, para a interpretação dos dados,

a fim de contribuir para uma melhor definição dos resultados (COLENCI, 2007).

Os componentes de oxidação da cistina podem ser observados na banda

característica em 1040 cm-1 referente à vibração de estiramento assimétrico da

ligação S = O. A banda em 1076 cm-1 é referente às vibrações do esqueleto C – C,

enquanto a amida terciária aparece em 1237 cm-1. Os picos em 1395 cm-1 e 1451

cm-1 são inerentes às vibrações de curvatura C – H de grupos CH3 e CH2, ambos

encontrados em proteínas e lipídios. As amidas primárias e secundárias apresentam

pico característico em 1633 cm-1 e 1518 cm-1, respectivamente. Os picos em 2853

cm-1 e 2926 cm-1 são atribuídos ao alongamento das vibrações C – H dos grupos

CH2 e em 2877 cm-1 e 2958 cm-1 para os grupos CH3. A banda encontrada em 3287

cm-1 é característica do alongamento das ligações O – H, indicando a presença de

água na amostra. As bandas encontradas em 2350 cm-1 referem-se ao forte

estiramento assimétrico C = O do dióxido de carbono presente no ambiente

(RICHENA, REZENDE, 2015).

Dessa forma, cabelos expostos à radiação solar intensa terão índices de ácido

cisteico mais elevados do que os cabelos não expostos, uma vez que a radiação

promove a clivagem oxidativa das pontes dissulfídicas na queratina para grupos

sulfônicos (FERNÁNDEZ, 2012). Para entender as mudanças químicas na superfície

do cabelo em consequência da fotodegradação, as bandas em 1041 cm-1 (devido ao

estiramento S = O) e 2926 cm-1 (devido ao estiramento CH2) foram analisadas.

Essas bandas foram usadas como indicadoras de mudanças no grau de oxidação da

cistina e na quantidade de lipídeos presentes, respectivamente.

As Figuras 43, 44 e 45 apresentam os espectros ATR-FTIR das mechas naturais

não tratadas (ST) e tratadas (GFC, GB e CP), após 23 ciclos de lavagem com LSS

2,0% (Figura 43) e/ou exposição à radiação UVA (Figura 44) ou UVB (Figura 45). Os

espectros apresentaram perfis semelhantes, não sendo encontradas diferenças

significativas entre eles.

81

Figura 43: Espectro ATR-FTIR das mechas de cabelo preto natural não irradiadas sem


extrato de A. platensis (GFCN – verde) e com filtro solar (CPN – azul) após 23 ciclos.




ciclos.

82




ciclos.

As Figuras 46, 47 e 48 apresentam os espectros ATR-FTIR das mechas

descoloridas não irradiadas (Figura 46) ou expostas à radiação UVA (Figura 47) ou

UVB (Figura 48), após 23 ciclos de tratamento.

Figura 46: Espectro ATR-FTIR das mechas de cabelo descolorido não irradiadas sem


extrato de A. platensis (GFCN – verde) e com filtro solar (CPN – azul) após 23 ciclos.

83


UVA sem tratamento (STA - cinza), tratada com gel branco (GBA – rosa), com gel com 0,5%

(p/p) de extrato de A. platensis (GFCA – verde) e com filtro solar (CPA – azul) após 23 ciclos




ciclos.

Os resultados de ATR-FTIR mostraram um aumento significativo na quantidade

de cistina oxidada nas mechas de cabelo descolorido, quando comparadas ao

cabelo natural, o que é evidenciado pelo aumento de intensidade do pico em 1040

cm-1 (ácido cisteico, -SO3H). Esse resultado era esperado, uma vez que o processo

de descoloração por oxidação química do cabelo é, conhecidamente, responsável

pela quebra de ligações dissulfeto presentes na queratina. A oxidação da cistina

84

pode estar relacionada à degradação da endocutícula e da epicutícula (camada mais

externa da cutícula, rica em cistina), cuja oxidação pode causar protuberâncias na

superfície do fio (RICHENA, REZENDE, 2015). Nos espectros referentes às mechas

tratadas com a formulação comercial contendo filtro solar (CP) é possível observar

um pico em 2850 cm-1, devido ao conteúdo lipídico presente na formulação

comercial com filtro solar que permanece no cabelo mesmo após lavagem com LSS

2%.

5.11. Determinação do teor de proteínas nas fibras capilares

A quantidade de cabelo a ser pesada foi calculada com base na sensibilidade do

método, cuja detecção é de 0,7 a 1,4 mg de nitrogênio. Desta forma, considerando-

se que a porcentagem de nitrogênio no cabelo é de 15%, a quantidade mínima a ser

pesada deverá ser de 4,6 mg e a quantidade máxima de 9,3 mg. Portanto, cerca de

5 mg de cabelo foram utilizados para a realização dos ensaios. Os resultados da

análise referentes a 23 ciclos de lavagem e/ou exposição à radiação UV foram

apresentados nas Tabelas 13 e 14.

Tabela 13: Determinação de proteína total em mechas de cabelo preto natural, após 23

ciclos de lavagem e/ou exposição à radiação UV.

Mechas de cabelo preto

natural

Não irradiadas

(% p/p)

UVA

(% p/p)

UVB

(% p/p)

Sem tratamento 86,63 ± 0,2 84,00 ± 1,3 82,69 ± 0,4 *

Produto comercial 84,24 ± 0,5 84,13 ± 0,7 83,23 ± 0,5 *

Gel Branco 85,31 ± 0,3 77,25 ± 0,5 * 83,50 ± 0,5 *

GFC 86,50 ± 0,2 84,87 ± 0,3 84,32 ± 0,4

* Diferença significativa em relação às amostras sem tratamento e não submetidas à radiação UV

(p>0,05, ANOVA e Tukey’s).

Após 23 ciclos de lavagem e/ou exposição à radiação UV, não foram

observadas diferenças significativas (ANOVA e Tukey’s, p > 0,05) quanto ao teor

proteico entre o branco (sem tratamento e não irradiado – STN) e as amostras

85

tratadas com o gel contendo 5,0% (p/p) do extrato de A. platensis (GFC) na fibra de

cabelo natural. No entanto, as demais mechas apresentaram redução significativa no

teor de proteínas quando expostas à radiação UVB, incluindo a amostra tratada com

a formulação comercial contendo filtro solar. Sob radiação UVA, apenas as mechas

tratadas com o gel branco (GB) apresentaram redução estatisticamente significativa

(p < 0,05) no teor de proteínas.

Tabela 14: Determinação de proteína total em mechas de cabelo descolorido, após 23 ciclos

de lavagem e/ou exposição à radiação UV.

Mechas de cabelo

descolorido

Não irradiadas

(% p/p)

UVA

(% p/p)

UVB

(% p/p)

Sem tratamento 85,25 ± 0,2 81,25 ± 0,2 * 79,94 ± 0,4 *

Produto comercial 84,70 ± 0,5 84,81 ± 0,2 82,44 ± 0,4 *

Gel Branco 85,38 ± 0,2 82,31 ± 0,3 * 82,43 ± 0,4 *

GFC 85,50 ± 0,5 86,88 ± 0,2 84,13 ± 0,3



De acordo com os resultados apresentados utilizando o cabelo descolorido, não

foram observadas diferenças significativas (ANOVA e Tukey’s, p > 0,05) após 23

ciclos de lavagem e/ou exposição à radiação UV, entre o branco (STN) e as

amostras tratadas com o gel contendo o extrato (GFC). As amostras sem tratamento

apresentaram redução significativa do seu teor proteico quando expostas a ambas

as radiações, UVA e UVB, assim como as mechas tratadas com a formulação sem

extrato (GB). O produto contendo filtro solar (controle positivo) não apresentou

proteção quanto à perda de proteínas causada pela radiação UVB sob a fibra

capilar, no entanto, quando exposta a radiação UVA, não foi observada diferença

significativa em comparação com o cabelo tratado com a formulação branco.

5.12. Variação de cor das mechas capilares

A cor e o brilho são propriedades importantes relacionadas à aparência do

cabelo, sendo a espectrofotometria de reflectância difusa (ERD) um dos métodos

86

mais utilizados para a sua medição. A ERD aplica o sistema de cor CIELab

(Commision International de L’éclairg) que fornece os parâmetros de cor pela

reflexão difusa, simulando as condições de percepção de cor do olho humano

(WAGNER, 2006). Assim, as medidas de reflectância difusa foram obtidas para

verificar, quantitativamente, se a cor do cabelo tratado com a formulação GFC sofre

alteração quando as mechas são expostas à radiação ultravioleta. O objetivo foi

verificar se o tratamento com esta formulação cosmética poderia ser eficaz na

manutenção da cor dos fios durante exposição solar. Desta forma, nas Tabelas 15 e

16 estão descritos os valores obtidos a partir da diferença entre os dados de análise

das mechas de cabelo após 23 ciclos de lavagem e/ou exposição à radiação UV,

comparadas com as mechas não tratadas e não irradiadas (STN), cujos valores de

referência são L* = 18,92; a* = 0,9, b* = 7,8 para o cabelo natural (Tabela 15) e L* =

78,5, a* = 0,7 e b* = 7,8 para o cabelo descolorido (Tabela 16).

Tabela 15: Valores dos parâmetros de diferença de cor (CIELab) obtidos para as mechas de

cabelo preto natural após 23 ciclos de tratamento e/ou exposição à radiação UV.

Grupo DL Da Db DE

GFCN -0,42 ± 0,0 -0,12 ± 0,2 -0,25 ± 0,2 0,50 ± 0,1

GBN 0,63 ± 0,3 0,21 ± 0,1 -0,38 ± 0,3* 0,76 ± 0,2

CPN -1,2 ± 0,4* -1,04 ± 0,1* -0,13 ± 0,3 1,59 ± 0,3*

GFCA -0,64 ± 0,3 0,07 ± 0,2 -0,15 ± 0,1 0,66 ± 0,2

GBA -0,05 ± 0,8 0,17 ± 0,1 -0,21 ± 0,1 0,27 ± 0,3

CPA -1,17 ± 0,3* -0,71 ± 0,2 * -0,38 ± 0,3* 1,42 ± 0,3*

STA -0,16 ± 0,6 -0,22 ± 0,3 0,14 ± 0,3 0,30 ± 0,4

GFCB 0,32 ± 0,7 0,09 ± 0,1 0,05 ± 0,2 0,34 ± 0,3

GBB -0,53 ± 0,1 -0,09 ± 0,1 -0,20 ± 0,0 0,57 ± 0,1

CPB -1,29 ± 0,3 * -0,44 ± 0,4* -0,30 ± 0,3* 1,39 ± 0,3*

STB -0,43 ± 0,0 -0,29 ± 0,3 -0,37 ± 0,9* 0,64 ± 0,4



87

Tabela 16: Valores dos parâmetros de diferença de cor (CIELab) obtidos para as mechas de

cabelo descolorido após 23 ciclos de tratamento e/ou exposição à radiação UV.

Grupo DL Da Db DE

GFCN - 0,36 ± 0,7 -0,09 ± 0,1 -0,16 ± 0,2 0,40 ± 0,3

GBN 0,48 ± 1,1 -0,06 ± 0,1 -0,24 ± 0,4 0,54 ± 0,5

CPN -1,75 ± 0,1* -0,06 ± 0,0 0,34 ± 0,6* 1,78 ± 0,2*

GFCA -0,35 ± 0,8 0,01 ± 0,0 -0,07 ± 0,2 0,35 ± 0,3

GBA 0,10 ± 0,1 -0,46 ± 0,4* 0,19 ± 0,3 0,51 ± 0,3

CPA 0,73 ± 0,7 -0,11 ± 0,1 0,04 ± 0,2 0,74 ± 0,3

STA 0,16 ± 0,2 -0,26 ± 0,0 -0,26 ± 0,1 0,40 ± 0,1

GFCB -0,48 ± 0,5 -0,13 ± 0,1 -0,09 ± 0,3 0,50 ± 0,3

GBB -0,91 ± 0,1 0,02 ± 0,1 -0,09 ± 0,2 0,91 ± 0,1

CPB 0,14 ± 0,0 -0,06 ± 0,0 0,04 ± 0,2 0,16 ± 0,1

STB -0,17 ± 0,6 -0,36 ± 0,2* 0,00 ± 0,1 0,40 ± 0,3



De acordo com os resultados apresentados na Tabela 15 é possível observar

que o produto comercial contendo filtro solar é responsável por uma alteração

significativa (p < 0,05, ANOVA, Tukey’s) na cor dos cabelos naturais em todas as

situações testadas, mesmo quando não expostos à radiação UV. O cabelo

descolorido mostrou menor variação nos parâmetros L* a* b*, como mostrado na

Tabela 16, de forma que só foi observada mudança significativa (DE* > 1,2) na cor

das mechas tratadas com a formulação contendo filtro solar e não expostas à

radiação UV. O parâmetro DL* foi o que mais contribuiu para esta alteração na cor.

Não foram observadas mudanças significativas (DE* < 1,2) na cor das mechas

submetidas ao tratamento com GFC após 23 ciclos de lavagem e/ou exposição à

radiação UVA e UVB, tanto no cabelo natural quanto no descolorido (Tabelas 15 e

16). De acordo com Nogueira (2003), a variação na cor é observada em todos os

88

tipos de cabelo após 91 horas de exposição à radiação solar, sendo a variação de

luminosidade das mechas o parâmetro que mais contribui para a variação na cor, no

entanto, os resultados encontrados nesse estudo não identificaram alteração de cor

significativa advinda da exposição à radiação UV.

Os sinais captados pelo olho são decodificados pelo cérebro como impressões

claro-escuro, vermelho-verde e amarelo-azul (ROWE, 2018). Os valores dos

parâmetros de diferença de cor das mechas testadas, nas coordenadas amarelo-

azul e vermelho-verde (Db* e Da* < -0,3) refletem uma tendência à uma coloração

mais azulada e esverdeada, principalmente nos cabelos naturais tratados com a

formulação contendo filtro solar. Os cabelos descoloridos tratados com filtro solar

apresentaram uma tendência ao amarelamento do fio (Db* > 0,3) após 23 ciclos de

lavagem e tratamento, sem exposição à radiação solar.

6. CONCLUSÕES

Neste estudo foi possível a produção do extrato aquoso de Arthrospira

platensis com rendimento de 2,25 g/L, contendo concentrações de pigmentos

naturais estimadas em 2,24 mg/mL de ficocianina e 1,00 mg/mL de

aloficocianina.

Foi desenvolvida uma formulação contendo 0,5% (p/p) de extrato, composta

por 2,0% (p/p) de hidroxietilcelulose, 5,0% (p/p) de propilenoglicol e 0,2 %

(p/p) de metilparabeno e propilparabeno, que se mostrou estável durante 60

dias em temperatura de geladeira (5ºC ± 2). Durante este período, o gel

apresentou comportamento pseudoplástico, o que é desejável para uma

formulação semissólida de uso externo, por facilitar o espalhamento e evitar

que o produto escorra. Além disso, não foi observada alteração significativa

no teor de ficocianina na formulação no período estudado.

Tanto o extrato liofilizado de A. platensis como o gel contendo 0,5% (p/p) de

extrato apresentaram maior atividade antioxidante que os controles positivos

(Trolox® e BHT), com valores de CE50 de 2,35 µg/mL e 0,75 µg/mL,

respectivamente, sugerindo que o extrato tem uma atividade sequestradora

do radical DPPH superior aos antioxidantes sintéticos testados.

89

O extrato avaliado não absorve na região UV do espectro, não apresentando,

portanto, FPS in vitro. No entanto, a atividade antioxidante desempenhada

pelo mesmo tende a aumentar a atividade fotoprotetora, pela inativação das

ERO produzidas pela radiação UV, que são responsáveis por causar danos à

fibra capilar, tornando-a mais porosa e ressecada, alterando o brilho, cor e

flexibilidade.

Nos testes de mutagenicidade e fotomutagenicidade, a formulação contendo

extrato não induziu aumento das colônias revertentes das cepas TA102 e

TA104 de S. typhimurium. Ao invés disso, observaram-se resultados

estatisticamente significativos em comparação com o gel branco. Tais

resultados sugerem o efeito protetor, com ou sem exposição à radiação UVA,

contra mutações do tipo substituições/transversões de pares de bases A:T por

C:G.

Pela análise da morfologia capilar, foi possível observar que a formulação gel

contendo extrato apresentou atividade fotoprotetora para os cabelos

descoloridos, uma vez que não foi observada exposição do córtex,

diferentemente dos outros tratamentos. O cabelo preto natural teve poucos

danos morfológicos quando comparado ao cabelo descolorido, o que pode ser

explicado pela maior quantidade de pigmentos de melanina encontrados

nesse fio e que são capazes de agir como protetor solar, ajudando a

preservar as estruturas capilares remanescentes. O cabelo tratado com o gel

apresentou cutículas predominantemente inteiras e com células sobrepostas.

Além disso, observou-se que um filme foi formado ao redor do fio, o que pode

contribuir para a proteção do cabelo contra a entrada e saída de substâncias

e para a manutenção da hidratação pelo mecanismo de oclusão.

Quanto à composição química, não foram observadas diferenças

significativas entre os grupos. Entretanto, os cabelos descoloridos

apresentaram maiores sinais de oxidação da cistina quando comparados aos

cabelos naturais, o que é esperado devido ao processo de clareamento, que

leva à degradação dessas estruturas.

Nenhuma das mechas de cabelo não irradiadas mostrou redução no teor de

proteína, sugerindo que este fator é influenciado pela exposição à radiação

UV, mas não pela lavagem.

90

Não houve perda significativa de proteína ou variação de cor em nenhuma

das mechas tratadas com a formulação desenvolvida.

Os resultados encontrados demonstram-se promissores, viabilizando a obtenção

de um gel estável contendo 0,5 % (p/p) de extrato de A. platensis, com elevada

atividade antioxidante e potencial de proteção da fibra capilar contra os efeitos

provocados pela radiação UV, podendo vir a ser uma alternativa viável na redução

da concentração de filtros solares sintéticos em formulações fotopretoras capilares.

Como perspectivas futuras, almeja-se a realização de outros estudos reológicos

do gel desenvolvido, a fim de avaliar o comportamento da formulação em diferentes

condições. Além disso, a avaliação da estabilidade a longo prazo e testes in vivo

devem ser realizados para garantir a qualidade e segurança da formulação

cosmética.

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ABBAS, K.; HUSSAIN, M. A.; BUKHARI, S. N. A.; AMIN, M.; TAHIR, M. N.; BHOSALE, S. V.

Flurbiprofen conjugates based on hydroxyethylcellulose: Synthesis, charactherization,

pharmaceutical and pharmacological applications, Arabian Journal of Chemistry, 2018.

AIUB, C.A.F et al. Genotoxic evaluation of a vinífera skin extract that present

pharmacological activities. Food Chem Toxicol. 42, p. 969-973, 2004.

AKPINAR-BAYIZI, A.; OZCAN, T.; ERSAN, Y.; YILDIZ, E. Evaluation of antioxidante activity

of pomegranate molasses by 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) method. International

Journal of Chemical Engineering and Applications, v. 7, n. 1, 2016.

ALESSANDRINI, A.; PIRACCINI, B. M. Essential of hair care cosmetics, Cosmetics, vol.3,

n. 34, 2016.

ALVES, S. D. F. Efeito de tensoativos e radiação ultravioleta na solidez da cor de cabelos

tingidos. Dissertação de mestrado – UNICAMP, 2013.

AMIN, M.; ABBAS, N.S.; HUSSAIN, M.A.; EDGAR, K.J.; TAHIR, M.N.; TREMEL, W.; SHER,

M. Cellulose ether derivatives: a new platform for prodrug formation of fluoroquinolone

antibiotics. Cellulose, 22 (2015), pp. 2011-2022

ANDRADE, S.R.; GONÇALVES, E.A.L. Auto-estima, cabelos e nutrição. Coordenação do

Programa de Desenvolvimento Educacional – PDE. Umuarama, 2009.

ANTELO, F. Purificação de ficocianina de Spirulina platensis através de sistema aquoso

bifásico e caracterização cinética da desnaturação térmica. Dissertação de mestrado –

FURG, Rio Grande, 2007.

91

ANVISA. Guia para avaliação de segurança de produtos cosméticos. 2ª Edição. Brasília:

ANVISA, 2012.

ARAÚJO, L.A. Desenvolvimento de formulações cosméticas contendo óleos vegetais para

a proteção e reparação capilar. Dissertação (Mestrado). Faculdade de Ciências

Farmacêuticas de Ribeirão Preto/USP. Ribeirão Preto, 2015.

ARAUJO-LIMA, C.F.; FERNANDES, A.S.; GOMES, E.M.; OLIVEIRA, L.L.; MACEDO, A.F.;

AULTON, E.M. Delineamento de Formas Farmacêuticas. 2. Ed. Porto Alegre: Artmed, 2005.

BAKER, J.A.; WARD, N.I. Determination of minor elements of human scalp hair from

Karbala, Iraq. Journal of Physics: Conference Series. n. 1032, 2018.

BARATA, E. Cosméticos - Arte e Ciência. Lisboa, Lidel, 2002.

BARROS, K.K. da S. Produção de biomassa de Arthrospira platensis (Spirulina platensis)

para alimentação humana. Dissertação - UFPB. João Pessoa, 2010.

BARROS, K.K. da S.; SASSI, R. Uso de microalgas na alimentação humana e animal:

tecnologia de produção e valor nutricional de concentrados algáceos obtidos em cultivo em

massa. In: Encontro de Iniciação Científica, 15º, 2007, João Pessoa. Disponível em:

http://www.prpg.ufpb.br/prpg/cgpq/enic/arquivos/anais/EnicXV_2007/livro_enic_2007_vida.p

df acesso em: 05 de março de 2017.

BENELHADJ, S.; GHARSALLAOUI, A.; DEGRAEVE, P.; ATTIA, H.; GHORBEL, D. Effect of

pH on the functional properties of Arthrospira (Spirulina) platensis protein isolate, Food

Chemistry, n. 134, pp. 1056 – 1063, 2016.

BERNARD, B.A. Hair biology: an update. International Journal of Cosmetic Science, v. 21,

n.1, p. 13-16, 2002.

BEZERRA, R.P. Influência do tempo de alimentação e da intensidade luminosa no cultivo

de Spirulina platensis sob alimentação com cloreto de amônio. 153p.

Dissertação USP, São Paulo, 2006.

BHUSHAN, B. Biophysics of Human Hair: Structural, Nanomechanical, and Nanotribological

Studies 1a ed. Berlin: Springer, pp. 1-19, 2010.

BOLDUC, C.; SHAPIRO, J. Hair care product: waving, straightening, conditioning and

coloring. Clinics in Dermatology, v. 19, n. 4, p. 431-436, 2001.

BOLL, M.S.; DOTY, K.C.; WICKENHEISER, R.; LEDNEV, I.K. Differentiation of hair using

ATR FT-IR spectroscopy: A statistical classification of dyed and non-dyed hairs. Forensic

Chemistry. v. 6, p. 1-9, 2017.

BRASIL. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. RDC nº 07 de 10 de fevereiro de 2015.

Dispõe sobre os requisitos técnicos para a regularização de produtos de higiene pessoal,

cosméticos e perfumes e dá outras providências. 2015.

http://www.prpg.ufpb.br/prpg/cgpq/enic/arquivos/anais/EnicXV_2007/livro_enic_2007_vida.pdf



92

BRASIL. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. RDC nº 69, de 10 de março de 2016.

Dispõe sobre o regulamento técnico MERCOSUL sobre a lista de filtroa ultravioletas

permitidos para produtos de higiene pessoal, cosméticos e perfumes, 2016.

BROCK, J.; NOGUEIRA, M.R.; ZAKRZEVSKI, C.; CORAZZA, F. C.; CORAZZA, M. L.;

OLIVEIRA, J. V. Determinação experimental da viscosidade e condutividade térmica de

óleos vegetais, 2008.

CAMPO, R.; ZHANG, Y.; WAKEFORD, C. Effect of miracle fruit (Synsepalum dulficificum)

seed oil (MFSO®) on the measurable improvement of hair breakage in women with

damaged hair, The Journal of Clinical and Aesthetic Dermatology, v. 10 (11), p. 39-48,

2017.

CAMPOS, A.S.F. Avaliação do potencial fotoprotetor de extratos de musgos e investigação

de seus riscos toxicológicos. Rio de Janeiro, 2015. Tese (Doutorado) - Universidade do

Estado do Rio de Janeiro, Instituto de Biologia Roberto Alcântara Gomes. Pós-graduação

em Biociências, Rio de Janeiro, 2015.

CAPUCHO, H.C. Desenvolvimento de formulações tópicas contendo papaína para o

tratamento de feridas. Dissertação (Mestrado) – Universidade de São Paulo, Faculdade de

Ciencias Farmacêuticas de Ribeirão Preto. Pós-Graduação em Ciências farmacêuticas,

Ribeirão Preto, 2007.

CHANDRASHEKARA, M.N.; RANGANATHAIAH, C. Chemical and photochemical

degradation of human hair: a free-volume microprobe study. Journal of photochemistry and

Biology, B: Biology, 2010.

CHAPMAN, D. J.; KREMER, B. P. Experimental phycology – A laboratory manual.

Cambridge: Cambridge University Press. p. 134-140, 1988.

CHORILLI, M.; SCARPA, M.V.; LEONARDI, G.R.; FRANCO, Y.O. Toxicologia dos

cosméticos, Latin American Journal of Pharmacy, v. 26 (1), p. 144-154, 2007.

CHUA, S.L.; LEVELL, N. The art of hair coloring – a history. Journal of the American

Academy of Dermatology, v.52, n.3, supl.1, p.35, 2005.

CIFERRI, O. Spirulina, the Edible Microorganism. Microbiological Reviews, v. 47, n. 4, p.

551-578, 1983.

COELHO, K.D. PAIM, C.S.; DEUSCHLE, A.N.; BORTOLOTTO, J.W.; DEUSCHLE, V.C.K.N.

Desenvolvimento e avaliação da estabilidade e capacidade antioxidante de uma formulação

em gel contendo o extrato das folhas de goiabeira (Psidium guajava L.). Revista Biomotriz, v.

10, n. 1, 2016.

COLENCI, A.V.P. Efeito de uma formulação contendo o biopolímero quitosana sobre a fibra

capilar caucasiana. Dissertação de mestrado, USP, 2007.

93

CORINALDESI, C.; BARONE, G.; MARCELLINI, F.; DELL’ANNO, A.; DANOVARO, R.

Marine microbial-derived molecules and their potential use in cosmeceutical and cosmetic

products. Marine drugs, n. 15, vol. 118, 2017.

CORRAL, R. C. Análise do comportamento de consumo da industria de produtos

cosméticos: um estudo sobre o público masculino, Trabalho de conclusão de curso de

Administração, UNIFOR, 2017.

CRUCHOT, H. La Spiruline Bilan et Perspectives. Tese - Faculte de Medecine et de

Pharmacie de Besançon. Besançon, France, p. 353, 2008.

CRUZ, C. F.; AZOIA, N. G.; MATAMÁ, T.; CAVACO-PAULO, A. Peptide-protein interactions

within human hair keratins, International Journal of Biological Macromolecules, 101, n. 805 –

814, 2017.

DARIO. M. F.; BABY, A. R.; VELASCO, M. V. R. Effects of solar radiation on hair and

photoprotection, Journal of Photochemistry & Photobiology, B: Biology, 153, p. 240-246,

2015.

DAVALLI, P.; MITIC, T.; CAPORALI, A.; LAURIOLA, A.; D’ARCA, D. ROS, Cell senescence

and novel molecular mechanisms in aging and age-related diseases. Oxidative Medicine

and Cellular Logevity, 2016.

DIAS, T.C.S.; BABY, A.R.; KANEKO, T.M.; VELASCO, M.V.R. Relaxing/straightening of

afro-ethnic hair: historical overview. Journal of Cosmetic Dermatology, v. 6, n. 1, p. 2-5,

2007.

DOLIJAL, A. Um pouco de tricologia. Ossegredosdacolorimetria.blogspot.com.br. 2016.

Disponível em: <http://ossegredosdacolorimetria.blogspot.com.br/2016/05/um-pouco-de-

tricologia_4.html>. Acesso em: 15 de abril de 2017.

FALCÃO, D. Q. Estudo da composição química de Calceolaria chelidonioides Humb, Bonpl.

& Kunth: da etnofarmacologia à elaboração de formulações galênicas tópicas contra Herpes

simplex. Tese (Doutorado) – UFRJ/NPPN/ Programa de Pós-graduação em Química de

Produtos Naturais, 2007.

FEDORKOVA, M.V.; BRANDT, N.N.; CHIKISHEV, A.Y.; SMOLINA, N.V.;

BALABUSHEVICH, N.G.; GUSEV, S.A.; LIPATOVA, V.A.; BOTCHEY, V.M.; DOBRETSOV,

G.E.; MIKHALCHIK, E.V. Photoinduced formation of thiols in human hair. Journal of

Photochemistry and Photobiology B: Biology, v. 164, p. 43-48, 2016.

FERNANDES, A.S.; MAZZEI, J.L.; EVANGELISTA, H. MARQUES, M.R.C.; FERRAZ,

E.R.A; FELZENSZWALB, I. Protection against UV-induced oxidative stress and DNA

damage by Amazon moss extracts. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology.

v. 183, p. 331-341, 2018.

94

FERNANDES, A.S.; MAZZEI, J.L.; OLIVEIRA, C.G.; EVANGELISTA, H.; MARQUES,

M.R.C.; FERRAZ, E.R.A.; FELZENSZWALB, I. Protection against UV-induced toxicity and

lack of mutagenicity of Antiontic Sanionia uncinata. Toxicology. v. 376, p. 126 – 136, 2017.

FERNANDÉZ, E.; MARTÍNEZ-TEIPEL, B.; ARMENGOL, R.; BARBA, C.; CODERCH, L.

Efficacy of antioxidants in human hair. Journal of Photochemistry and Photobiology B:

Biology, v. 117, p. 146-156, 2012.

FERRAZ, E.R.A. Ensaio Salmonella/microssoma – Teste de Ames: protocolo de pré-

incubação. Apostila, Rio de Janeiro, 2015.

FERRAZ, E.R.A. Avaliação da eficiência do tratamento com fotoeletrocatálise e cloração

convencional na remoção dos azo corantes Disperse Orange 1, Disperse Red 1 e Disperse

Red 13 de amostras aquosas. Tese (Doutorado). Ribeirão Preto, 2011.

FEUGHELMAN, M. Morphology and properties of hair. In: JOHNSON, D.H. (Ed.) Hair and

Hair care. New York: Marcel Dekker. cap. 1, p. 1-12, 1997.

FITZPATRIK, T.B.; WOLFF, K. Fitzpatrick's dermatology in general medicine. 7a Ed. New

York: McGraw-Hill Medical, 2008.

FREIRE, S. O. M. Benefícios da pesquisa biotecnológica cosmética com ênfase na área de

terapia capilar, Revista UNINGÁ Review, vol. 23, n. 3, pp. 13-19, 2015.

FUJIMOTO, C.; YAMASOBA, T. Oxidative stresses and mitochondrial dysfunction in age-

related hearing loss, Oxidative Medicine and Cellular Longevity, 2014.

GANTAR, M.; SIMOVI-Ç, D.; DJILAS, S.; GONZALEZ, W. W.; MIKSOVSKA, J. Isolation,

characterization and antioxidative activity of C-phycocyanin from Limnothrix sp. strain 37-2-

1. Journal of Biotechnology, v. 159, p. 21-26, 2012.

GARGANO, E.M.; MANGIATORDI, G.F.; WEBER, I.; GOEBEL, C.; ALBERGA, D.;

NICOLOTTI, O.; RUESS, W.; WIERLACHER, S. Persulfate reaction in a hair-bleaching

formula: Unveiling the uconventional reactivity of 1,13-diamino-4,7,10-Trioxatridacane.

ChemistryOpen. v. 7 (5), 2018.

GIMIER, L.P.; JUEZ, J.L.P. Ciência Cosmética: bases fisiológicas y criterios prácticos.

Madrid: Consejo General de Colegios Oficiales Farmaceuticos, 2005.

GIORGI, C.; MARCHI, S.; SIMOES, I.C.M.; REN, Z.; MORCIANO, G.; PERRONE, M.;

PATALAS-KRAWCZYK, P.; BORCHARD, S.; JEDRAK, P.; PIERZYNOWSKA, K.;

WEGRZYN, G.; ZISCHKA, H.; DOBRZYN, P.; BONORA, M.; DUSZYNSKI, J.; RIMESSI, A.;

WIECKOWSKA, A.K.; DOBRZYN, A.; SZABADKAI, G.; ZAVAN, B.; OLIVEIRA, P.J.;

SARDAO, V.A.; PINTON, P.; WIECKOWSKI, M.R. Chapter six – Mitochondria and Reactive

Oxygen Species in Aging and Age-Related Diseases, International Review of Cell and

Molecular Biology, v. 340, 209-344, 2018.

95

GOCKE, E.; CHÉTELAT, A.A.; CSATO, M.; MCGARVEY, D.J.; JAKOB-ROETNE, R.;

KIRCHNER, S.; MUSTER, W.; POTTHAST, M.; WIDMER, U. Phototoxicity and

photogenotoxicity of nine pyridone derivatives. Mutat. Res., 535, p. 43-54, 2003.

GOLKAMANI, M.T.; NASAB, M.M.; KERAMAT, M.; MOHAMMADI, M.A. Arthrospira platensis

extract as a natural antioxidant for improving oxidative stability of common Kilka (Clupeonella

cultriventris caspia) oil. Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, v. 18, p. 1315-

1322, 2018.

GRAY, J. Human Hair. In: Mcmichael, A. J. e Hordinsky, M. K. (Eds.) Hair and scalp

diseases: medical, surgical, and cosmetic treatments. New York: Informa Healthcare, p. 1-

17, 2008.

GROSVENOR, A.J.; CHOUDHURY,S.D.; MIDDLEWOOD, P.G.; THOMAS, A.; LEE, E.;

VERNON, J.A.; WOODS, J.L.; TAYLOR, C.; BELL, F.I.; CLERENS, S. The physical and

chemical disruption of human hair after bleaching – studies by transmission eléctron

microscopy and redox proteomics. International Journal of Cosmetic Science, v. 40 (6),

2018.

GUNES, S.; TAMBURACI, S.; DALAY, M. C.; GURHAN, I.D. In vitro Evaluation of Spirulina

platensis extract incorporated skin cream with its wound healing and antioxidante activities.

Pharmaceutical Biology, v. 55, p. 1824-1832, 2017.

HA, T.; REES, J. L. Red hair - a desirable mutation?. Journal of Cosmetic Dermatology, v. 1,

n. 2, p. 62-5, 2002.

HABIB. M.A.B.; PARVIN, M.; HUNTINGTON, T.C.; HASAN, M.R. A review on culture,

production and use of spirulina as food for humans and feeds for domestic animals and fish.

FAO Fisheries and Aquaculture Circular. n. 1034. Rome: FAO. p. 33, 2008.

HARRISON, S.; SINCLAIR, R. Hair colouring, permanent styling and hair structure. Journal

of Cosmetic Dermatology, v. 2, n. 3-4, p. 180-5, 2003.

ICHIMURA, M.; KATO, S.; TSUNEYAMA, K.; MATSUTAKE, S.; KAMOGAWA, M.; HIRAO,

E.; MIYATA, A.; MORI, S.; YAMAGUCHI, N.; SURUGA, K.; OMAGARI, K. Phycocyanin

prevents hypertension and low serum adiponectin level in a rat model of metabolic

syndrome. Nutrition Research, v. 33, p. 397-405, 2013.

IARC. Monographs Working Group on the Evaluation of Carcinogenic Risks to Humans:

Some Aromatic Amine, Organic Dyes and Related Exposures. Monographs on the

evaluaton of carcinogenic risks to humans, 99, 2010.

INMETRO, Instituto Nacional de Metrologia, Normalização e Qualidade Industrial.

Informações ao consumidor: Tinturas para cabelo, 2014.

ISMAIEL, M.M.S.; EL-AYOUTY, Y.M.; PIERCEY-NORMORE, M. Role of pH on antioxidants

production by spirulina (Arthrospira) platensis. Brazilian Journal of Microbiology, v. 47, n. 2,

2016.

96

JONES, L.N. Studies on microfibrils from α-keratin. Biochimica et Biophysica Acta, v. 446, n.

2, p. 515-524, 1976.

KAMMEYER, A.; LUITEN, R.M. Oxidation events and skin aging. Ageing Research

Reviews, v. 21, 16-29, 2015.

KHOURY, K. Com a corda toda - auto-estima e qualidade de vida. 4a ed. SP: Editora

Senac, 2004.

KUMAR, A.; VISHWAKARMA, H.S.; SINGH, J.; DWIVEDI, S.; KUMAR, M. Microbial

pigments: Production and theis applications in various industries. International Journal of

Pharmaceutical, Chemical and Biological Sciences, v. 5, 203-212, 2015.

KUMAR, D.; GUPTA, S. K.; GUTTI, G.; KRISHNAMURTY, S.; MODI, G.; SINGH, S. K.

Development of piperazinediones as dual inhibitor for treatment of alzheimer’s disease.

European Journal of Medicinal Chemistry, v. 150, p. 87-101, 2018.

LEITE, M.G.A.; CAMPOS, P.M.B.G. Photoprotective effects of a multifunctional hair care

formulation containing botanical extracts, vitamins and UV filters. Photochemistry and

Photobiology, v. 94 (5), 2018.

LITTRELL, K. C.; GALLAS, J. M.; ZAJAC, G. W.; THIYAGARAJAN, P. Structura studies of

bleached melanin by synchrotron small-angle x-ray scattering, Photochemistry and

photobiology, 77 (2), 225-120, 2003.

MACCOL, R. Cyanobacterial phycobilisomes. Journal of Structural Biology, v. 124, p. 311-

334, 1998.

MANÇO, L.M.; MERCURIO, D.G.; MELO, M.O., CAMPOS, P.M.B.G.M. Development of

cosmetic formulations containing glucan polymer of Cassava (Manihot esculenta): stability

and sensory analysis. Biomedical and Biopharmaceutical Research, v. 12, n. 1, p. 91-98,

2015.

MANSUR, J.S. Determinação do fator de proteção solar dos bronzeadores e filtros solares

brasileiros em seres humanos e por espectrofotometria. Tese (Doutorado) – Faculdade de

Medicina, Universidade Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro, 1984.

MANSUR, J.S.; BREDER, M.N.R.; MANSUR, M.C.A.; AZULAY, R.D. Correlação entre a

determinação do fator de proteção solar em seres humanos e por espectrofotometria. Anais

Brasileiros de Dermatologia, v. 61, p. 121-124, 1986.

MANSUR, M.C.P.; LEITÃO, S.G.; COUTINHO, C.C.; VERMELHO, A.B. SILVA, R.S.;

PRESGRAVE, O.A.F.; LEITÃO, A.A.C.; LEITÃO, G.G.; RICCI-JÚNIOR, E.; SANTOS, E.P. In

vitro and in vivo evaluation of efficacy and safety of photoprotective formulations containing

antioxidant extracts. Revista Brasileira de Farmacognosia, v. 26 (2), 2016.

MARIEB, E.N.; HOEHN, K. Human anatomy & physiology. San Francisco: Pearson

Benjamin Cummings, 2007.

97

MARON, D. M; AMES, B. N. Revised methods for the Salmonella mutagenicity test.

Mutation Research, Amsterdam, v.113, p.173-214, 1983.

MCCLEMENTS, D.J. Nanoemulsions versus microemulsios: terminology, diferences and

similarities. Soft Matter, v. 8, p. 1719-1729, 2012.

MELO, E.K.S.; CARVALHO, A.L.M.; BORBA, V.F.C.; SOUSA, G.D.; TABOSA, M.A.M.;

LEAL, L.B. Análise e estudo viscosimétrico de diferentes géis de cetoprofeno 2,5%. Revista

de Ciências Farmacêuticas Básica e Aplicada, v. 34, n. 1, p. 95-99, 2013.

MENDONÇA, T.A.; DRUZIAN, J.I.; NUNES, I.L. Prospecção tecnológica da utilização da

Spirulina platensis. Congresso Brasileiro de Prospecção Tecnológica, v. 5, n. 1, p. 44-52,

2012.

MOHAMMED, A.M.E.; JALEELI, K.A.; AHMAD, A. FTIR Spectroscopic analysis of

keratinized tissue – The hair. International Journal of Scientific Engineering and Technology.

v. 6, n. 3, 105-107, 2017.

MORTELMANS, K.; ZEIGER, E. The Ames Salmonella/microssome mutagenicity assay.

Mutation Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis. V. 455, p. 29-

60, 2000.

MULLER, L.; GOCKE, E. The rise and fall of photomutagenesis, Mutation Research, v. 752,

p. 67-71, 2013.

NAMBURU, P.K.; KULKARNI, D.P.; MISRA, D.; DAS, D. K. Viscosity of copper oxide

nanoparticles dispersed in ethylene glycol and water mixture. Experimental Thermal and

Fluid Science, V. 32 (2), p. 397-402, 2007.

NASCIMENTO, J. C.; LAGE, L. F. O.; CAMARGOS, C. R. D.; AMARAL, J. C.; COSTA, L.

M.; SOUSA, A. N.; OLIVEIRA, F. Q. Determinação da Atividade Antioxidante pelo Método

DPPH e doseamento de flavonoides totais em extratos de folhas da BauhiniavariegataL.

RevistaBrasileira de Farmácia (RBF), v. 92 (4), p. 327-332, 2011.

NASIR, H.M.; SETAPAR, S.H.M. Natural ingredientes in cosmetics from Malaysian Plants:

A review.Sains Malaysiana, v. 47 (5), 2018.

NOGUEIRA, A.C.S. Efeito da radiação ultravioleta na cor, na perda protéica e nas

propriedades mecânicas do cabelo. Dissertação (Mestrado) – Instituto de Química/

Universidade Estadual de Campinas, 2003.

NOGUEIRA, A.C.S. Foto-degradação do cabelo: Influência da pigmentação da fibra. Tese

(Doutorado) – Instituto de Química/ Universidade Estadual de Campinas, 2008.

NOGUEIRA, A.C.S.; JOEKES, I. Hair color changes damage caused by ultravioleta

radiation. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, v. 74, n.1, p. 109-117,

2004.

NUHU, A. A. Spirulina (Arthrospira): An Important Source of Nutritional and Medicinal

Compounds. Journal of Marine Biology, v. 2013, p. 8, 2013.

98

OECD. Guideline 471 for testing chemicals by Bacterial Reverse Mutation Test, 1997.

OLIVEIRA, C.A.; CAMPOS, A.A.O.; RIBEIRO, S.M.R.; OLIVEIRA, W.C.; NASCIMENTO,

A.G. Potencial nutricional, funcional e terapêutico da cianobactéria Spirulina. Revista da

Associação Brasileira de Nutrição, n. 1, p. 52-59, 2013.

OLIVEIRA, R.A.G.; ZANONI, T.B.; BESSEGATO, G.G.; OLIVEIRA, D.P.; UMBUZEIRO,

G.A.; ZANONI, M.V.B. A química e toxicidade de corantes de cabelo. Química Nova, v. 37,

n. 6, p. 1037-1046, 2014.

OMIDI, S.; SARHADI, H.; SHAHDADI, F. Improvement of the oxidative stability of sesame oil

using Spirulina as a natural antioxidante. Journal of Nutritional and Foof Security, v. 3 (4), p.

209-217, 2018.

PASINI, W. A auto-estima: descubra o que afeta a sua imagem e viva melhor. Rio de

Janeiro: Rocco, 2007.

PATEL, A.; MISHRA, S.; PAWAR, R.; GHOSH, P. K. Purification and characterization of

Cphycocyanin from cyanobacterial species of marine and freshwater habitat. Protein

Expression & Purification, v. 40, p. 248-255, 2005.

PELIZER, L. H.; DANESI, E. D. G. A.; RANGEL, C. O. A.; SASSANO, C. E. N.;

CARVALHO, J. C. M.; SATO, S.; MORAES, I. O. Influence of inoculum age and

concentration in Spirulina platensis cultivation. Journal of Food Engineering, v. 56, n. 4, p.

371-375, 2003.

PEPE, G.F.P.; RIZZO, R.F. Efeito de diferentes metodologias de recuperação de biomassa

e extração sobre a recuperação e estabilidade de ficobiliproteínas de Nostoc PCC9205.

Trabalho de Conclusão de Curso de Nutrição. Universidade Federal Fluminense, 2011.

PÜNTENER, A.G.; SCHKESINGER, U. Em Colorants for Non-Textile Applications, Peters,

H.S.F. (Ed.). Elsevier Science: Amsterdam, Cap. 9, 2000.

QUEIROZ, M. B. R. Desenvolvimento e estudo da estabilidade de gel com extrato de

Matricaria recutita (L.) e avaliação da atividade antiinflamatória tópica comparada com gel

de diclofenaco sódico, Dissertação de mestrado UNB faculdade de ciencias médicas, 2008.

RASTOGI, R. P.; SONANI R. R.; MADAMWAR, D. Effects of PAR and UV radiation on the

structural and functional integrity of phycocyanin, phycoerythrin and allophycocyanin

isolated from the marine cyanobaterium Lyngbya sp. A09DM. Photochemistry and

Photobiology, v. 91 (4), 2015.

REICH, C. et al., Hair Conditioners. In: BAREL, A.O.; PAYE, M.; MAIBACH, H.I. (Eds.)

Handbook of Cosmetic Science and Technology. 3a ed. Nova York: Informa Healthcare

USA, p. 687-703, 2009.

RICHENA, M.; REZENDE, C.A. Effect of photodamage on the outermost cuticle layer of

human hair. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, v. 153, p. 296-304,

2015.

99

RICHENA, Marina. Alterações nos cabelos não pigmentados causadas por radiação

ultravioleta, visível e infravermelha. Campinas, 2011. Dissertação (Mestrado) –

Universidade Estadual de Campinas, Instituto de Química, Campinas, 2011.

RICHENA, Marina. Efeitos da radiação na morfologia e estrutura do cabelo. Campinas,

2015. Tese (Doutorado). Universidade Estadual de Campinas, Instituto de Química,

Campinas, 2015.

ROBBINS, C.R. Chemical and physical behavior of human hair. New York: Editora Springer-

Verlag. 4a edição, 2002.

ROSEN, J.; LANDRISCINA, A.; FRIEDMAN, A. J. Nanotechnology-based cosmetics for hair

care, Cosmetics, 2, p. 211 – 224, 2015.

ROWE, M.H. Trichromatic Color Vision in Primates. American Physiological Society, 2018.

RUKMINI, A.; RAHARJO, S.; HASTUTI, P.; SUPRIYADI, S. Formulation and stability of

water-in-virgin coconut oil microemulsion using ternary food grade nonionic surfactants.

International Food Research Journal, v. 19, 9. 259-264, 2012.

RYU, S.R.; JANG, W.; YU,S.; LEE, B.; KWON, O.; SHIN, K. FT-IR Microspectroscopic

imaging of cross-sectioned human hair during a bleaching process. Journal of cosmetics,

Dermatological Sciences and Applications. v.6, p. 181-190, 2016.

SAHIN, S.C. The potential of Artrhospira platensis extract as a tyrosinase inhibitor for

pharmaceutical or cosmetic applications. South African Journal of Botany, v. 119, p. 236-

243, 2018.

SAINI, R.D. Synthetic Textile Dyes: Constitution, Dying process and Environmental Impacts.

Asian J. Research Chem., v. 11 (1), 206-214, 2018.

SANTIAGO-SANTOS, M. C.; PONCE-NOYOLA, T.; OLVERA-RAMIREZ, R.;

ORTEGALÓPEZ, J.; CAÑIZARES-VILLANUEVA, R. O. Extraction and purification of

phycocyanin from Calothrix sp. Process Biochemistry, v. 39, p. 2047-2052, 2004.

SARADA, R.; PILLAI, M. G.; RAVISHANKAR, G. A. Phycocyanin from Spirulina sp:

influence of processing of biomass on phycocyanin yield, analysis of efficacy of extraction

methods and stability studies on phycocyanin. Process Biochemistry, India, v. 34, p. 795-

801, 1999.

SCANAVEZ, C.; Alterações na ultra-estrutura do cabelo induzidas por cuidados diários e

seus efeitos nas propriedades de cor. Tese de Doutorado, Instituto de Química, Unicamp,

2001.

SCHRAMM, G. Reologia e Reometria – Fundamentos Teóricos e Práticos. São Paulo:

Editora Artliber, Ltda., 2006.

SCHUELLER, R.; ROMANOWKI, P. Inside the hair: in advanced hair biology model.

Cosmetics & Toiletries, v.120, n.11, p.53-56, 2005.

100

SHALABY, E.A.; SHANAB, S.M.M. Comparison of DPPH and ABTS assays for determining

antioxidante potential of water and methanol extracts of Spirulina platensis. Indian Journal of

Geo-Marine Sciences, v. 42 (5), p. 556-564, 2013.

SHIMAMATSU, H. Mass production of Spirulina, an edible microalga. Hydrobiologia, v.512,

p.39–44, 2004.

SILVA, L.A. Estudo do processo biotecnológico de produção, extração e recuperação do

pigmento ficocianina da Spirulina platensis. Dissertação de mestrado – UFPR, Curitiba,

2008.

SINCLAIR, R.D. Healthy hair: what is it? Journal of Investigative Dermatology Symposium

Proceedings., v. 12, n. 2, p. 2-5, 2007.

SPOLAORE, P.; CASSAN, C. J.; DURAN, E.; ISAMBERT, A. Commercial applications of

microalgae. J. Bioscience and Bioengineering, v. 101, n. 2, p. 87-96, 2006.

STANKEVICINS, L. et al. Genotoxic and antigenotoxic evaluation of extracts from

Arenosclera brasiliensis, a Brazilian marine sponge. Toxicol. In Vitro. 22, p. 1869-1877,

2008.

STERVANATO, R.; BERTELLE, M.; FABRIS, S. Photoprotective characteristics of natural

antioxidant polyphenols. Regul Toxicol Pharmacol, 69 (1), p. 71-77, 2014.

STRUWE, M.; GREULICH, K.; SUTER, W.; HELBIG, U.P. The photo comet assay – a fast

screening assay for the determination of photogenotoxicity in vitro. Mutation Research, v.

632, p. 44-57, 2007.

TAS, Ç.; ÖZKAN, Y.; SAVASER, A.; BAYKARA, T. In vitro release studies of

chlorpheniramine maleate from gels prepared by diferente celulose derivates. II Farmaco, n.

58, p. 605-611, 2003.

TAFURT-CARDONA, Y.; SUARES-ROCHA, P.; FERNANDES, T.C.C.; MARIN-MORALES,

M.A. Cytotoxic and genotoxic effect of two hair dyes used in the formulation of black color.

Food and Chemical Toxicology, v.86, p. 9-15, 2015.

THIBOUTOT, D., JABARA, S., MCALLISTER, J.M., SIVARAJAH, A.; GILLIAND, K.; CONG,

Z.; CLAWSON, G. Human skin is a steroidogenic tissue: steroidogenic enzymes and

cofactors are expressed in epidermis, normal sebocytes, and an immortalized sebocyte cell

line (SEB-1). Journal of Investigative Dermatology, v. 120, n. 6, p. 905-14, 2003.

THORNE, D. et al. The mutagenic assessment of an electronic-cigarette and reference

cigarette smoke using the Ames assay in strains TA98 and TA100, Mutat. Res.: Genet.

Toxicol. Environ. Mutagen. (2016), In Press, 2016.

TOLEDO, Anna Maria Farias. Pele e anexos. In: MAIO, Maurício (editor). Tratado de

Medicina Estética. 1. ed. São Paulo: Editora Roca,, cap 2, p. 19-35, 2004.

TRUEB, R.M. Pharmacologic interventions in aging hair. Clinical Interventions in Aging, v. 1,

n. 2, p. 121-9, 2006.

101

U.S. Department of Transportation - Federal Highway Administration. Daytime Color

Appearance of Retroflective Traffic Control Sign Materials. Research, Development and

Technology. McLean, VA, 2013

VELASCO, M. V. R.; BABY, A. R.; INOUE, S. N. N.; AKTAGAWA, S.; DARIO, M. F.

Formulações de Fixadores / Estilizantes capilares, Cosmetics & Toiletries, v. 26, pp. 38 - 43,

2014.

VONSHAK, A. Spirulina platensis (Arthrospira): Physiology, Cell Biology and

Biotechnology. Londres: Taylor & Francis. p. 241, 1997.

WAGNER, Rita de Cássia Comis. A estrutura da medula e sua influência nas propriedades

mecânicas e de cor do cabelo. Campinas, 2006, 84f. Tese (Doutorado) – Instituto de

Química, Universidade Estadual de Campinas, Campinas, 2006.

WANG, H. D.; CHEN, C.; HUYNH, P.; CHANG, J. Exploring the potential of using algae in

cosmetics, Bioresource Technology, n. 184, pp. 355-362, 2015.

WANG, L.; YAN, J.; FU, P.P.; PAREKH, K.A.; YU, H. Photomutagenicity of cosmetic

ingrediente chemicals azulene and guaiazulene. Mutat. Res., 530, p. 19-26, 2003.

WATANABE-AKANUMA, M.; INABA, Y.; OHTA, T. Mutagenicity of UV-irradiated maltol in

Salmonella typhimurium. Mutagenesis, 22, p. 43-47, 2007.

WU, M.; LI, D.; WANG, L.J.; ZHOU, Y.G.; MAO, Z.H. Rheological property of extruded and

enzyme treated flaxseed mucilage. Carbohydrate Polymers, v. 80, p. 460-466, 2010.

XIA, L.; ZHANG, C.; XU, W.; ZHU, K.; WANG, A.; TIAN, Y.; WANG, Y.; XU, W. Protective

bleaching of camel hair in a neutral ethanol-water system. Polymers. v.10, (7), 2018.

ZAID, A.A.A.; HAMMAD, D.M.; SHARAF, E.M. Antioxidant and Anticancer activity of

Spirulina platensis water extracts. International Journal of Pharmacology, v. 11 (7), p. 846-

851, 2015.

ZOUBOULIS, C.C. Sebaceous gland in human skin - the fantastic future of a skin

appendage. Journal of Investigative Dermatology, v. 120, n. 6, p. xiv-xv, 2003.

Documents

DESENVOLVIMENTO DE FORMULAÇÕES COSMÉTICAS … · 2020. 6. 24. · universidade federal fluminense faculdade de farmÁcia programa de pÓs-graduaÇÃo em ciÊncias aplicadas a produtos