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UNIVERSIDADE FEDERAL DE UBERLÂNDIA
ELISSON TERÊNCIO SOUZA
LOCALIZAÇÃO DE ALTERAÇÕES CROMATÍNICAS EM ESPERMATOZOIDES DE
TOURO E SUA RELAÇÃO COM A MARCAÇÃO IMUNOCITOQUÍMICA DE
PROTAMINA
UBERLÂNDIA
2014
UNIVERSIDADE FEDERAL DE UBERLÂNDIA
ELISSON TERÊNCIO SOUZA
LOCALIZAÇÃO DE ALTERAÇÕES CROMATÍNICAS EM ESPERMATOZOIDES DE
TOURO E SUA RELAÇÃO COM A MARCAÇÃO IMUNOCITOQUÍMICA DE
PROTAMINA
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Biologia Celular Estrutural e
Aplicadas da Universidade Federal de
Uberlândia, como requisito parcial a obtenção do
título de Mestre.
Área de concentração: Biologia da Reprodução
Orientador: Prof. Dr. Marcelo Emílio Beletti
UBERLÂNDIA
2014
Dedico esse trabalho à minha mãe Elaine pelo exemplo de
dedicação e esforço, e à minha esposa Rebecca, por todo
acompanhamento e incentivo para conclusão dessa etapa.
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Deus pela graça e alegria de concluir mais essa etapa na minha vida.
À minha esposa Rebecca, por todo amor, carinho e incentivo que ela sempre me oferece.
À minha mãe Elaine, ao meu tio Elias, aos meus irmãos Junior e Pâmella, ao meu sogro
Marquinhos, minha sogra Nane e a meu cunhado Marcos Filho, por vocês terem me
acompanhando e incentivado.
Ao meu orientador prof. Marcelo Emílio Beletti, por sua disponibilidade e investimento de
tempo, recursos e paciência na minha formação e no meu trabalho.
Ao profs. Cláudio Vieira Silva e Bruno Augusto Nassif Travençolo. A ajuda de vocês foi
essencial para conclusão desse trabalho.
Aos alunos e colegas dos laboratórios da UFU de Biologia da Reprodução,
Tripanossomatídeos e Centro de Microscopia Avançada.
Ao prof. Aldo Rogelis Aquiles Rodrigues, e aos alunos e técnicos do laboratório de
microscopia Confocal da UFTM.
Aos técnicos e funcionários dos laboratórios de Histologia e Centro de Microscopia Avançada
da UFU: Juscélia, Fabrício, Ester, Mariani e Rosiane.
Aos amigos, Homero, Gabriel, Hallana, Rombledo Leonardo, Thaisa, Jeverton (Magrão),
Juliana Lane, Luiz Gonzaga, Daniel, Maurício, Ricardo, Raquel, Fábio e Paula. Pelas orações
e pelo encorajamento durante toda essa etapa.
Aos amigos da Aliança Bíblica Universitária e da Igreja Sal da Terra (Centro Oeste).
À Universidade Federal de Uberlândia e ao Programa de Pós Graduação em Biologia Celular
e Estrutural Aplicadas.
À todos os que, de forma direta ou indireta, contribuíram para realização desse trabalho. Meus
sinceros agradecimentos.
"Não conseguimos nada sozinhos neste mundo, e o que quer que
aconteça é o resultado da tapeçaria completa da vida e todos os
nós individuais tecidos de uns nos outros que criam algo."
Sandra Day O’Connor
RESUMO
As alterações na cromatina dos espermatozoides vêm sendo relacionada como causa de
subfertilidade em diversas espécies de mamíferos. Um dos fatores que leva a essas alterações
é a deficiência de protamina. No presente trabalho analisou-se a localização das alterações da
cromatina de espermatozoides de touros e a sua relação com a marcação imunocitoquímica da
protamina. Amostras de sêmen de touros férteis e subférteis foram examinadas pela análise
computacional de imagens de esfregaços corados com azul de toluidina (AT), DAPI e
marcados com anticorpo anti protamina 1 (PR1). Para avaliação das lâminas de AT foram
utilizadas duas análises computacionais distintas: uma convencional, em que se obtêm o valor
da descompactação percentual (DESC%) e heterogeneidade (HET) médias da cromatina dos
espermatozoides e outra alternativa, na qual se classifica as alterações de acordo com a
localização da alteração na cabeça do espermatozoide e se calcula a porcentagem de
espermatozoides com cada tipo de alteração nas amostras. Em ambas se comparavam as
amostras de touros férteis e subférteis. A análise convencional mostrou um aumento
significativo (p=0,01) tanto de DESC% quanto de HET nas amostras subférteis. Já análise
alternativa mostrou um aumento nas amostras subférteis das alterações na metade basal
(AMB) p=0,05 e cabeças totalmente alteradas (CTA) p=0,04. Essa análise computacional
alternativa também foi aplicada à coloração com DAPI onde as amostras subférteis
apresentaram um aumento das alterações na base (AB) p=0,02. Já as alterações dispersas
(AD) foram maiores com o p=0,02 nas amostras férteis. Na marcação com anti-PR1 as
alterações na base (AB) mostraram-se maiores nas amostras subférteis com o p=0,01. A
porcentagem de coincidência das marcações com DAPI e anti-PR1 foi baixo. Com esses
resultados concluímos que, com a técnica alternativa foi possível propor uma classificação das
alterações nas colorações e na imunomarcação, porém essa técnica apresentou uma baixa
eficiência para distinguir touros férteis dos subférteis. A coloração com DAPI avaliada em
microscopia confocal se apresentou como uma possível alternativa para a coloração com AT.
A técnica convencional com AT foi a que mostrou um melhor resultado para diferenciação
entre os grupos férteis e subférteis. A imunomarcação de PR1 mostrou que essa proteína se
distribui por toda cabeça do espermatozóide de touro e que as alterações cromatínicas nessas
células não possuem relação com a quantidade de PR1.
Palavras-chave: análise computacional de imagens, cromatina espermática, protamina
ABSTRACT
Changes in the chromatin of sperm have been linked to subfertility in several species of
mammals. One of the factors that leads to these changes is protamine deficiency. In this study
we analyzed the location of changes of chromatin in the sperm of bulls and the relationship
with the markup of protamine immunocytochemistry. Semen samples of fertile and subfertile
bulls were examined through computational analysis of images of smears stained with
toluidine blue (TB), DAPI and marked with protamine 1 (PR1) antibody. For the evaluation
TB blades were used in two separate analyses: a conventional, where we obtained the value of
decompression percentage (DESC%) and average chromatin heterogeneity (HET) of sperm,
and an alternative, which labels changes according to the location of the change in the head of
the sperm and percentage of sperm with each type of change in the samples. In both was
compared samples from fertile and subfertile bulls. Conventional analysis showed a
significant increase (p = 0.01) both DESC% and HET in subfertile samples. On the other
hand, alternative analysis showed an increase in subfertile samples of changes in basal half
(AMB) p = 0.05 and totally changed heads (CTA) p = 0.04. This alternative computational
analysis was also applied to staining with DAPI, where the subfertile samples showed an
increase in base alterations (AB) p = 0.02. The dispersed changes (AD) were higher with p =
0.02 in the fertile samples. On labeling with anti-PR1, changes in the base (AB) were higher
in subfertile samples with p = 0.01. With these results we conclude that, with the alternative
technique was possible to propose a classification of changes in staining and
immunolabelling, but this technique showed a low efficiency to distinguish fertile from
subfertile bulls. DAPI staining assessed in confocal microscopy is presented as a possible
alternative for staining with AT. The conventional technique with AT showed the best result
for differentiation between fertile and subfertile groups. PR1 Immunostaining showed that
this protein is distributed throughout the bull sperm head, and that chromatin alterations in
these cells have no relation with the amount of PR1.
Keywords: computational image analysis, sperm chromatin, protamine.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1 - Ligação da protamina no sulco menor da fita de DNA e formação dos toróides
(modificado de BRAUN, 2001). ........................................................................................... 18
Figura 2 - Ligação da protamina no sulco menor da fita de DNA e formação dos toróides
(modificado de BRAUN, 2001)................................................................................................18
Figura 3 - Modelo “donut- alça” de ligação a matriz nuclear (modificado de SHAMAN,
2007). .................................................................................................................................. 19
Figura 4 - Desenho esquemático das alterações cromatínicas em espermatozoides. ............. 23
Figura 5 - Fotomiografias representativas de cabeças de espermatozoides identificadas pela
análise computacional de esfregaços de sêmen de touros férteis e subférteis corados com AT.
Alteração na base (A); alteração na metade basal (B); alteração no eixo central (C); alteração
dispersa (D); cabeça totalmente alterada (E); normal (F); Barra (-) equivalente a 5
micrometros. ........................................................................................................................ 25
Figura 6 - Fotomiografias representativas de cabeças de espermatozoides identificadas pela
análise computacional de esfregaços de sêmen de touros férteis e subférteis com marcação de
DNA e protamina. Normal (A); alteração na base (B); alteração na metade basal (C); alteração
dispersa (D); cabeça totalmente alteradas (E); DNA(1); PR1(2); Barra (-) equivalente a 5
micrometros. ........................................................................................................................ 25
Figura 7 - Marcação nuclear fluorescente em espermatozoides de touro. Marcação DNA -
azul (A); PR1 - verde (B). Setas apontam células com marcação mais intensa total (setas
brancas) ou parcial (setas amarelas) ; Barra (-) equivalente a 20 micrometros. ...................... 26
Tabela 1 - Mediana da porcentagem de espermatozoides portadores de cada uma das
classificações das alterações cromatínicas identificadas por AT em touros férteis e subférteis.
............................................................................................................................................ 26
Tabela 1 - Mediana da porcentagem de espermatozoides portadores de cada uma das
classificações das alterações cromatínicas identificadas por marcação com DAPI em touros
férteis e subférteis. ...................................................................................................................27
Tabela 3 - Mediana da porcentagem de espermatozoides portadores de cada uma das
classificações das alterações cromatínicas identificadas por imunomarcação com anticorpo
anti-PR1 em touros férteis e subférteis. ................................................................................ 27
Tabela 4 - Número de espermatozoides com cada tipo de alteração identificados por
marcação com DAPI e contra PR1 e a porcentagem de espermatozoides caracterizados com o
mesmo tipo de alteração nas duas marcações. ....................................................................... 28
Tabela 2 - Mediana da descompactação percentual e heterogeneidade médias da cromatina.
...................................................................................................................................................28
Tabela 6 - Médias e desvios padrão da porcentagem de espermatozoides portadores de cada
uma das classificações das alterações cromatínicas, identificadas por três diferentes métodos,
independente da fertilidade do touro. .................................................................................... 29
LISTA DE ABREVIATURAS
AA Alaranjado de acridina
AB Alteração na base
AD Alteração dispersa
AEC Alteração no eixo central
AMB Alteração na metade basal
Anti-PR1 Anticorpo anti-protamina 1
AT Azul de toluidina
CTA Cabeça totalmente alterada
Da Daltons
DAPI 4',6-diamino-2-fenilindole
DNA Ácido desoxirribonucléico
DTT Ditiotreitol
FCT Fatores de células tronco
HSP-70-2 Proteínas heat-shock 70-2
ICBIM Instituto de Ciências Biomédicas
Kb Kilo pares de base
MARs Regiões de anexação de matriz
MATLAB Matrix laboratory
PBS Tampão fosfato de sódio
PGNSAPO Tampão de bloqueio
PPD 1,4 Phenylenediamine
PR1 Protamina 1
PTs Proteínas nucleares de transição
PT1 Proteínas nuclear de transição tipo 1
PT2 Proteínas nuclear de transição tipo 2
SCSA Ensaio de estrutura de cromatina espermática
TA Total de alterações
UFU Universidade Federal de Uberlândia
SUMÁRIO
1 - INTRODUÇÃO ............................................................................................................ 12
2 - REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ..................................................................................... 14
2.1 - Características dos espermatozoides ..................................................................... 14
2.2 - Espermatogênese .................................................................................................... 14
2.2.1 - Espermatocitogênese ........................................................................................ 15
2.2.2 -Espermiogênese ................................................................................................. 16
2.4 - Avaliação da cromatina espermática ..................................................................... 20
3 - MATERIAIS E MÉTODOS ......................................................................................... 21
3.1 - Amostras de sêmen ................................................................................................. 21
3.2 - Coloração com azul de toluidina e captura de imagens ........................................ 21
3.2 - Imunocitoquímica e microscopia de fluorescência ................................................ 22
3.3 - Análise computacional das imagens....................................................................... 22
3.4 - Análise Estatística................................................................................................... 24
4 - RESULTADOS ............................................................................................................. 25
5 - DISCUSSÃO ................................................................................................................. 30
6 – CONCLUSÃO .............................................................................................................. 35
7 - REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICA ........................................................................... 36
12
1 - INTRODUÇÃO
A primeira descrição dos espermatozoides ocorreu há mais de 300 anos pelo
naturalista holandês Anton Leeuwenhoek, que os relata como animalículos com uma cabeça e
uma cauda (STECHELL et al., 1982). Apenas em 1830 essas células foram reconhecidas
como parte do sêmen e importantes para a fertilidade. Porém, só a partir da década de oitenta
do século passado é que os pesquisadores têm dado mais atenção às essas células, deixando de
olhar para elas apenas como um vetor do material genético paterno (BRAUN, 2001;
ERENPREISS et al., 2006).
Rotineiramente a qualidade do sêmen é dada segundo a concentração, a motilidade e a
morfologia dos espermatozoides. Porém, esses exames de rotina estão sujeitos à uma
avaliação visual do avaliador, o que confere certo grau de subjetividade nos resultados
(BELETTI, et al., 2005a). Além disso, já foi descrito por Rocha et al. (2002) e Erenpreiss et
al. (2006), que existe uma baixa correlação entre características seminais e a fertilidade,
propondo que as causas de baixa fertilidade possa estar relacionado a alterações das
membranas espermáticas ou da cromatina.
A cromatina dos espermatozoides maduros se difere em sua estrutura e composição da
cromatina das células somáticas. Durante a espermiogênese ocorre a substituição ordenada
das histonas por nucleoproteínas específicas que possuem um caráter básico, são ricas em
arginina e cisteína oxidada. Essas nucleoproteínas são chamadas protaminas e elas têm uma
alta capacidade de compactar o material genético dos espermatozoides. Nem todas as histonas
são substituídas e a quantidade retida de histonas varia de acordo com a espécie. Essa nova
estrutura nuclear influenciará a morfologia da cabeça dos espermatozoides (SAILER et al.,
1996; FERRARI et al., 1998, ROCHA et al, 2002).
Durante esse processo de protaminação pode ocorrer algumas falhas graves
provocadas principalmente por apoptose, presença de espécies reativas de oxigênio e
deficiência de protamina, causando assim, o dano no complexo DNA-proteína. Esses danos
podem levar à má compactação da cromatina e consequentemente a uma subfertilidade do
macho (OLIVA, 2006; BARROSO et al., 2009; SIMON et al., 2011).
A avaliação da integridade da cromatina dos espermatozoides pode ser realizada por
várias técnicas como esfregaços corados com AT, alaranjado de acridina e azul de anilina, o
13
ensaio Cometa, técnica de Tunel e ensaio de estrutura de cromatina espermática (MELO,
1982; TEJADA, et al., 1984; HAMMADEH et al., 2001; GORCYZA, et al., 1993;
MCKELVEY-MARTIN et al., 1997; EVENSON et al., 2002) . A análise computacional de
imagens de esfregaços de sêmen corados com azul de toluidina (AT) vem se mostrando como
uma importante ferramenta para a observação das alterações na cromatina espermática
(BELETTI et al., 2005a). Porém, nesta avaliação computacional até então, não se obtêm o
número total de espermatozoides alterados, apenas a média da descompactação de todas as
cabeças da amostra.
Utilizando marcação com DAPI, com anticorpo anti-protamina 1 (anti-PR1),
coloração com AT e análise computacional de imagem, o presente trabalho tem como
objetivos verificar a distribuição da protamina na cabeça do espermatozóide de touro,
verificar a relação entre a localização das alterações na cromatina de espermatozoide com a
imunomarcação de protamina 1 (PR1), testar métodos alternativos de avaliação de cromatina
e verificar quais das técnicas utilizadas melhor diferencia touros férteis de subférteis.
14
2 - REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 - Características dos espermatozoides
Os gametas masculinos são formados nos túbulos seminíferos, localizados no interior
dos testículos. O processo é conhecido como espermatogênese, no qual as células
germinativas sofrem contínuas divisões celulares e mudanças de desenvolvimento que
originarão células altamente especializadas que são os espermatozoides maduros. A etapa
final de diferenciação é conhecida como espermiogênese (GARDNER; HAFEZ, 2004).
Segundo Gardner e Hafez (2004) morfologicamente os espermatozoides podem ser
divididos em três regiões: cabeça, acrossomo e cauda. O acrossomo é localizado recobrindo a
extremidade do núcleo espermático e possui em seu interior várias enzimas hidrolíticas que
participam no processo de fertilização. A cauda pode ser dividida entre o colo, peça
intermediária, peça principal e peça terminal, ambas envolvidas na motilidade celular.
A maior parte da cabeça da célula espermática é composta pelo núcleo, que é achatado
e de forma oval, e contem uma cromatina altamente condensada devido à associação do DNA
com proteínas nucleares. Na espermiogênese ocorre uma substituição de grande parte das
proteínas histônicas pelas protaminas, resultando numa maior compactação e estabilidade do
núcleo do espermatozoide (BALHORN, 1982; GARDNER; HAFEZ, 2004; GATEWOOD et
al., 1990).
Erros nesse processo de compactação podem acarretar a formação de espermatozoides
anômalos comprometendo seriamente a fertilidade do macho (KRETSER et al., 1998).
2.2 - Espermatogênese
A espermatogênese é o processo pelo qual os espermatozoides são produzidos. Em
bovinos, ela dura aproximadamente 61 dias. Possui duas fases distintas a espermatocitogênese
que é a fase de divisão celular com duração aproximada de 44 dias, e espermiogênese, onde
ocorre a metamorfose celular e dura aproximadamente 17 dias (AMANN, 1983).
Na fase embrionária do macho ocorre a migração das células germinativas primordiais
do saco vitelínico para as gônadas indiferenciadas. Acontece então a associação com células
mesenquimais precursoras da célula de Sertoli, formando-se, dessa maneira, os túbulos
seminíferos. Após várias divisões, as células primordiais, que são chamadas de gonócitos, irão
se diferenciar antes da puberdade, formando as espermatogônias (KRETSER et al., 1998;
GARDNER ; HAFEZ, 2004).
15
Proteínas c-kit são receptores de superfície essenciais para que ocorra a migração das
células germinativas primordiais. Os fatores de célula tronco (FCT) produzidos pelas células
de Sertoli se ligam nas c-kit. Um estudo com camundongos, no qual foi induzido mutações
nos receptores c-kit, mostrou ausência de células germinativas nos testículos pela falha na
ligação dos FCTs (REITH; BERNSTEIN, 1991).
2.2.1 - Espermatocitogênese
A espermatogênese ocorre dentro dos túbulos seminíferos e inicia-se a partir da
puberdade, fase na qual a ação de hormônios específicos induz as espermatogônias a entrarem
em processo de divisão formando os tipos A1, A2, A3 e A4 de espermatogônias. O tipo A4,
após a divisão para uma forma intermediária (tipo In), formará as espermatogônias do tipo B
(GARDNER; HAFEZ, 2004).
As espermatogônias do tipo B, após algumas divisões, formarão os espermatócitos
primários, que, logo após sua formação, duplicam o seu DNA e entram na prófase da primeira
divisão meiótica. Dessa divisão surgirão duas células menores que são os espermatócitos
secundários. Estes, após divisão celular, originarão duas células haplóides conhecidas como
espermátides. Essas células permanecem ligadas às espermátides vizinhas por meio de pontes
citoplasmáticas e a comunicação entre essas células é importante para o crescimento
concomitante de grupos de células germinativas (Figura 1).
Ainda não estão totalmente esclarecidas todas as moléculas que participam dessa fase
da espermatogênese. Porém, já foram identificadas algumas proteínas que se mostraram
essenciais nesse processo. É o caso da proteína heat-shock 70-2 (HSP-70-2). Em um trabalho
com animais geneticamente modificados, sem a HSP-70-2, observou-se que os espermatócitos
falharam em completar a meiose e houve um considerável aumento de apoptose dessas
células. Outro estudo aponta a HSP-70-2 como um integrante essencial do complexo
sinaptonêmico, responsável pelo pareamento dos cromossomos homólogos durante a prófase
da meiose. Embora em camundongos HSP-70-2-/- também ocorra a formação do complexo
sinaptonêmico, o processo de desinapse não ocorre na ausência dessa proteína (KRETSER, et
al., 1998; JUNQUEIRA; CARNEIRO, 2011; GARDNER; HAFEZ, 2004).
BYSKOV et al. (1995) identificou em extrato de testículo de bovinos e no fluído
folicular humano, uma serie de esteróis (4,4-dimethyl-5a-cholest-8,24-diene-3P-ol, o C29
sterol, também chamado de 4,4-dimethyl-zymosterol) que induz a meiose em oócitos
desnudados de camundongos. Outros estudos sobre a ação desses esteróis pode prover
importantes informações sobre o processo de meiose.
16
Durante a meiose ocorre também a modificação da morfologia das mitocôndrias. Esse
fenômeno serve também como um marcador citológico de meiose. Já nos espermatócitos
primários aparece um maior espaço entre as cristas transversais das mitocôndrias, e,
posteriormente, esses espaços irão se tornar vacúolos. Essas alterações ocorrem devido à
secreção pelas células de Sertoli de ativina, que age como um modulador paracrino essencial
(KRETSER, et al., 1998 apud SEITZ, et al., 1995).
2.2.2 -Espermiogênese
Na fase final, conhecida como espermiogênese, as espermátides arredondadas sofrerão
várias e progressivas modificações morfológicas que as transformarão nos espermatozoides.
Essas alterações são a formação do acrossomo, um lisossomo modificado que fica unido à
superfície do núcleo oposto a membrana celular; formação do aparelho flagelar e cauda, que
inclui a constituição do axonema, um conjunto de microtúbulos que se forma à partir dos
centríolos das espermátides; o alongamento do núcleo das espermátides e ao mesmo tempo a
compactação da cromatina, influenciando na morfologia da cabeça dos espermatozoides
(BALHORN, 1989; SAILER et al., 1996; KRETSER, et al., 1998; GARDNER; HAFEZ,
2004).
A condensação da cromatina inicia-se ainda nas espermátides redondas haploides,
onde as histonas dos nucleossomos são substituídas por proteínas nucleares de transição
(PTs), que vão mediar a troca das histonas por protaminas. Essas proteínas foram
identificadas em vários mamíferos como humanos, ratos, camundongos, javali e carneiro. As
principais PTs são as PT1 e PT2, e ambas são codificadas por um único par de genes Tnp1 e
Tnp2. Elas têm a função de mediar a troca das histonas pelas protaminas (AOKI E
CARRELL, 2003; MEISTRICH, et al., 2003).
A PT1 não contêm cisteína, porém possui cerca de 20% de lisina e 20% de arginina
distribuídos uniformemente e massa molecular de 6200 daltons (Da). É uma proteína com a
sequência de aminoácidos bastante conservada entre os mamíferos e muito expressada. PT2
com massa molecular de 13000 Da, possui 5% de cisteína, 10% de lisina e 10% de arginina,
não possui uma sequência bem conservada e sua expressão em abundância varia entre as
espécies. Com experimentos in vitro pode-se observar algumas possíveis funções para as PTs.
PT1 provoca o relaxamento da fita de DNA com o fomento da atividade da topoisomerase I,
relaxa o DNA em partículas nucleossomais e também diminui a temperatura de fusão do
DNA. Sendo assim, acredita-se que sua função seja facilitar as retiradas das histonas. No caso
de PT2, acredita-se que seja uma proteína ligada a condensação do DNA, pois ela provoca
17
uma elevação na temperatura de fusão do DNA e compacta o DNA em núcleos nucleossomais
(MEISTRICH, et al., 2003).
Experimentos in vivo para testar a função de PT1 e PT2, foram realizados em
camundongos knockouts Tnp1-/-
e Tnp2-/-
. Observou-se em ambos anormalidades na
configuração da cauda dos espermatozoides, na motilidade progressiva e na viabilidade.
Houve alterações também em alguns aspectos da cromatina como o processamento
incompleto da protamina 2 (PR2) e processo inacabado de condensação de cromatina
(MEISTRICH, et al., 2003; ZHAO et al., 2001).
Finalmente as PTs são retiradas e substituídas por protaminas, que são proteínas
altamente básicas, ricas em arginina (até 70% de arginina), e podem ser encontradas de duas
formas: protamina 1 (PR1) e protamina 2 (PR2). A família de protaminas PR1 foi encontrada
em todas as espécies de vertebrados estudados, enquanto PR2 estão presentes em apenas
alguns mamíferos como os camundongos e humanos (OLIVA, 2006; BALHORN, 2007;
VRIES, et al., 2012).
As protaminas se ligam no sulco menor da fita do DNA e, os seus grupos de arginina
que são carregados positivamente, neutralizam os grupos fosfato da cadeia de DNA que tem
carga negativa, anulando dessa forma a repulsão entre as fitas. Os grupos carboxiterminal e
aminoterminal das moléculas de protaminas, formam ligações dissulfeto intra e inter
molecular fazendo dessa forma que as fitas de DNA se encaixem lado a lado, formando um
conjunto linear bem compacto e estável de aproximadamente 50Kb, chamados toróides ou
“donuts” (BALHORN, 1982; BALHORN, 1991) (Figuras 1 e 2).
18
Figura 1 - Ligação da protamina no sulco menor da fita de DNA e formação dos toróides (modificado de BRAUN, 2001).
Figura 2 - Intra e intermolecular ligações dissulfeto em protamina bovina (BALHORN, 1991).
O processo de protaminação, além de gerar uma alta compactação da cromatina,
garante a integridade do genoma paterno protegendo a informação genética da ação de
nucleases, potenciais agentes mutagênicos durante o transporte dos espermatozoides no trato
genital masculino e feminino. Ainda, permite que a célula espermática adquira uma forma
pequena e hidrodinâmica, facilitando o seu transporte no trato feminino (OLIVA, 2006;
SHARMA; AGARWAL, 2011).
Os toróides são fixados a uma matriz nuclear proteica em locais específicos chamados
de regiões de anexação da matriz (MARs), através de domínios de DNA em forma de alça
(WARD, 2010; BELETTI, 2013) (Figura 4).
19
Figura 3 - Modelo “donut- alça” de ligação a matriz nuclear (modificado de SHAMAN, 2007).
Estudos recentes têm sugerido que essas alças de DNA, que estão intercaladas entre os
toróides, possuem sequências de nucleossomos, geralmente contendo DNA hipometilado.
Estas histonas distribuídas de forma regular e estratégica são associadas a regiões promotoras
de genes, e acredita-se que desenvolvam um importante papel no desenvolvimento
embrionário inicial e na herança epigenética paterna. Dependendo da espécie e da técnica
utilizada na quantificação, essa porcentagem varia entre 2 a 15% nos espermatozoides dos
mamíferos (SOTOLONGO, et al., 2003; WARD, 2010; BELETTI, 2013).
Alguns erros podem ocorrer durante esse processo de compactação da cromatina,
como alteração na recombinação do DNA, mecanismos apoptóticos, ação anormal das
topoisomerases, reparo anormal do DNA na espermatogênese e protaminação incompleta,
sendo que essa última deixa os espermatozoides mais susceptíveis a ataques de agentes
endógenos e exógenos, radicais livres ou mutagênicos. Esses erros no conjunto DNA-
proteínas vêm sendo apontados como causas de subfertilidades em algumas espécies de
mamíferos como humanos, camundongos e touros (GLEDHILL, et al., 1966; BELETTI et
al., 2005; OLIVA, 2006; SIMON et al., 2011).
Estudos in vitro e in vivo mostraram que essas anormalidades na cromatina não
impedem que as células espermáticas fecundem ovócitos, porém o defeito no DNA pode
persistir durante todo período embrionário, induzindo a apoptose, fragmentação embrionária e
aborto espontâneo no primeiro trimestre de gestação (SILVA, et. al., 2008 apud ELLINGTON
et al., 1998 e TWIGG et al., 1998).
20
2.4 - Avaliação da cromatina espermática
Por meio de um espermograma de rotina não é possível detectarmos com precisão
erros de condensação de cromatina. Por isso faz-se necessário a utilização de outras técnicas
para avaliar a integridade da cromatina e fragmentação do DNA espermático. Em 1966,
Gledhill utilizou a reação de Feulgen, e observou no microscópio de luz variações de
intensidade da reação, que foram identificadas como alterações na compactação da cromatina.
Posteriormente outros testes foram utilizados, tais como esfregaços corados com AT,
alaranjado de acridina e azul de anilina, o ensaio Cometa, técnica de Tunel e ensaio de
estrutura de cromatina espermática (em inglês SCSA) (MELO, 1982; TEJADA, et al., 1984;
HAMMADEH et al., 2001; GORCYZA, et al., 1993; MCKELVEY-MARTIN et al., 1997;
EVENSON et al., 2002).
O método de “metacromasia induzida”, que utiliza o AT, um corante catiônico, é um
método simples e eficaz e foi criado por Mello (1982). As células espermáticas que se
encontram com a cromatina bem compacta, se coram de verde ao azul claro. Já as células com
defeito o corante se liga aos grupos fosfatos ionizados do DNA, levando a ressonância de
elétrons entre as moléculas de AT, resultando em uma coloração de azul escuro a magenta.
Para otimização desse processo, é necessário que as amostras sofram uma hidrólise ácida
antes da coloração com AT.
As lâminas com os esfregaços são geralmente analisadas de forma visual por
microscópio de luz e isso pode dar margens a erros devido à subjetividade dos avaliadores.
Para minimizar esse erro, Beletti et. al., (2005a), desenvolveram um software para análise de
esfregaços corados com AT, capaz de avaliar a descompactação da cromatina dos
espermatozoides, bem como a heterogeneidade na compactação da cromatina dos
espermatozoides. Dessa forma, a análise computacional vem se tornando uma importante
ferramenta para o estudo de alterações de cromatina.
21
3 - MATERIAIS E MÉTODOS
3.1 - Amostras de sêmen
As amostras do sêmen de touros com padrões normais foram adquiridas em Centrais
de processamento de sêmen. As amostras subférteis de toruro foram fornecidos pelo
laboratório de Biologia da Reprodução do Instituto de Ciências Biomédicas (ICBIM) da
Universidade Federal de Uberlândia (UFU). Todas as amostras eram de sêmen congelado e
mantidas em nitrogênio líquido. Foram utilizadas oito amostras de touros férteis e oito
amostras de touros subférteis. Foram considerados touros férteis aqueles que já vinham sendo
comercializados pelas Centrais por pelo menos cinco anos, sem qualquer relato de problemas
por parte dos criadores que adquiriram sêmen destes animais e com pelo menos 65% de não
retorno após a primeira inseminação artificial em propriedades com escrituração confiável. As
amostras de sêmen de touros subférteis foram obtidas em experimentos anteriores do
Laboratório de Biologia da Reprodução do Instituto de Ciências Biomédicas da UFU. Estas
amostras são de animais que sofreram insulação escrotal por dois a três dias e que tiveram seu
sêmen coletado, congelado e posteriormente utilizadas em produção in vitro de embriões,
obtendo-se baixas taxas de clivagem e de blastocistos morfologicamente normais
(MARTINS, 2013).
3.2 - Coloração com azul de toluidina e captura de imagens
Após o descongelamento dos pallets de sêmen em banho-maria a 37º C por um
minuto, 50 microlitros de cada amostra, foi retirado para confecção de esfregaços. Com os
esfregaços já secos, realizou-se uma hidrólise ácida (ácido clorídrico a 4N) por 15 minutos,
lavagem em água destilada corrente e secagem em temperatura ambiente (BELETTI e
MELLO, 2004). As lâminas foram coradas com AT, acrescentando-se uma gota do corante a
0,025% (peso/volume), pH 4,0 em tampão ácido cítrico-fosfato de sódio (tampão McIlvaine),
e logo após cobriu-se a lâmina com uma lamínula. Após 3 minutos as lâminas foram levadas
ao microscópio de luz modelo Leica DM500, com objetiva de 100x (imersão), acoplado a
uma câmera Leica ICC50 para captura de imagens, através do software Leica LAS EZ versão
1.8.1, instalado em um microcomputador (PC).
22
3.2 - Imunocitoquímica e microscopia de fluorescência
O restante de cada amostra foi colocado em um microtubo de 2,0 ml e lavado três
vezes seguidas com tampão fosfato de sódio (PBS) por centrifugação a 100g, por 10 minutos
cada lavagem, à temperatura ambiente.
O pellet formado foi ressuspendido com 1,5 ml de solução de 10mM de ditiotreitol
(DTT) mais 0,5% de Triton X-100 e 100UI de heparina sódica (Hepamax) em tampão Tris 25
mM. Cada amostra foi mantida em solução de DTT por uma hora. Novamente efetuou-se a
lavagem em PBS, conforme descrito anteriormente (LI, et al., 2008).
Posteriormente fez-se a fixação em paraformoldeído a 4% por uma hora, e novamente
a lavagem por mais três vezes em tampão PBS.
As amostras foram aplicadas em laminas para imunofluorescência e deixou-se secar à
temperatura ambiente.
Anticorpo primário que se liga a PR1 (Hup 1 N - Briar Patch Biosciences LLC) foi
adicionado na diluição 1:100 em tampão de bloqueio PGNSAPO (PBS, 0,15% gelatina, 0,1%
azida e 0,1% saponina) em todas as amostras e ficou na geladeira (1-4ºC) overnight.
Posteriormente, lavaram-se as lâminas em PBS, e aplicou-se o anticorpo secundário
(Alexa Fluor® 488 rabbit Anti-Mouse IgG (H+L), A-1159, Life Technologies) na diluição de
1:100, juntamente com 4’,6-diamidino-2-fenilindole (DAPI) na diluição de 1:500 pelo tempo
de uma hora.
Após lavagem foi adicionado glicerina com 1,4 phenylenediamine (PPD) na lâmina e
posteriormente ela foi coberta com uma lamínula e vedada com esmalte.
A captura das imagens de fluorescência foi feita em um microscópio confocal Zeiss,
modelo LSM 710, com os softwares ZEN BLACK 2010 e AXIO VISION SE64, no
laboratório de microscopia confocal da Universidade Federal do Triângulo Mineiro.
3.3 - Análise computacional das imagens
As imagens obtidas por microscopia foram processadas e avaliadas por um software
desenvolvido em linguagem MATLAB e executado no programa Octave (gratuito).
O software executa a segmentação das cabeças dos espermatozoides e delimita a
região onde está localizada a alteração da cromatina, quando existente. Tal região é
identificada pela coloração mais intensa nas lâminas avaliadas em microscopia de luz
transmitida e por maior intensidade de fluorescência nas lâminas avaliadas em microscopia
confocal. Esse processo foi realizado nas células espermáticas coradas com AT, na marcação
do DNA com DAPI e na marcação de PR1 com o anticorpo.
23
A classificação das alterações cromatínicas (figura 5) foi baseada no trabalho realizado
por Beletti et. al., (2005a), porém com algumas adaptações.
- N: normal, sem alteração;
- AB: alteração na base (atinge no máximo o terço basal da cabeça);
- AMB: alteração na metade basal (além do terço basal, atinge também até dois terços
da cabeça);
- AEC: alteração no eixo central (ocorre em todo o eixo central sem atingir as laterais
da cabeça);
- AD: alteração dispersa (atinge pontos dispersos e não contínuos da cabeça);
- CTA: cabeça totalmente alterada (a cabeça como um todo está alterada).
Figura 4 - Desenho esquemático das alterações cromatínicas em espermatozoides.
A mesma imagem utilizada para avaliar a marcação com DAPI, também foi utilizada
para avaliar a marcação de protamina.
As imagens coradas com AT e já segmentadas também foram avaliadas por algoritmo
desenvolvido em ambiente de programação Scilab. Este algoritmo selecionou
automaticamente as seis cabeças mais compactadas e homogêneas de cada amostra, sendo
estas tidas como cabeças referência ou padrão. A média dos valores de pixel destas cabeças foi
considerada como o valor de referência da coloração normal dos espermatozoides (cabeças-
padrão). Depois, para cada imagem, a diferença entre o valor médio das cabeças-padrão e o valor
médio de cada cabeça analisada foi determinada. Esta diferença foi transformada em porcentagem
(DESC%) do valor médio das cabeças padronizadas. O coeficiente de variação dos níveis de
cinza (HET) de cada cabeça foi calculado, o qual representa quantitativamente a heterogeneidade
da compactação de cada cabeça (SILVA et al., 2008).
24
3.4 - Análise Estatística
Para a comparação entre os métodos, foi utilizado o teste de “t” pareado, pois as
mesmas amostras foram avaliadas pelas três marcações (AT, DAPI e PR1)
concomitantemente. Foram considerados estatisticamente significantes, os casos onde o valor
de “p” foi ≤0,05. Não foi realizado teste estatístico comparando DESC% e HET com os
demais métodos.
Para verificar a existência de diferença estatística entre amostras de animais férteis e
subférteis, considerando que neste caso os dados não possuíam distribuição normal (teste de
Kolmogorov-Smirnov), optou-se pelo teste não paramétrico de Wilcoxon.
25
4 - RESULTADOS
Exemplos de alterações cromatínicas dos espermatozoides de touros por meio da
análise computacional dos esfregaços corados com AT e marcados com DAPI e anticorpo
anti-PR1 estão demonstrados nas figuras 4 e 5.
Figura 5 - Fotomiografias representativas de cabeças de espermatozoides identificadas pela análise
computacional de esfregaços de sêmen de touros férteis e subférteis corados com AT. Alteração na base (A); alteração na metade basal (B); alteração no eixo central (C); alteração dispersa (D); cabeça
totalmente alterada (E); normal (F); Barra (-) equivalente a 5 micrometros.
Figura 6 - Fotomiografias representativas de cabeças de espermatozoides identificadas pela análise
computacional de esfregaços de sêmen de touros férteis e subférteis com marcação de DNA e
protamina. Normal (A); alteração na base (B); alteração na metade basal (C); alteração dispersa (D); cabeça totalmente alteradas (E); DNA(1); PR1(2); Barra (-) equivalente a 5 micrometros.
26
A figura 8 apresenta as mesmas células, porém com marcações distintas de DAPI e
anticorpo contra PR1.
As medianas da porcentagem dos espermatozoides portadores de cada uma das
alterações identificadas por AT, DAPI e anticorpo anti-PR1, estão descritas respectivamente
nas tabelas 1, 2 e 3.
Tabela 3 - Mediana da porcentagem de espermatozoides portadores de cada uma das
classificações das alterações cromatínicas identificadas por AT em touros férteis e subférteis.
Touros Férteis Touros Subférteis P
AB 31,12 15,51 0,51
AMB 1,35 5,03 0,05
AEC 0 0,46 0,08
AD 4,02 2,20 0,53
CTA 1,77 2,97 0,04
TA 40,17 33,89 0,88
p≤0,05 (em vermelho) indica diferença estatística entre touros férteis e subférteis.
Legenda: AB – alteração na base; AMB – alteração na metade basal; AEC –
alteração no eixo central; AD – alteração dispersas; CTA – cabeça totalmente
alterada; TA – total de alterações.
Figura 7 - Marcação nuclear fluorescente em espermatozoides de touro. Marcação DNA - azul (A);
PR1 - verde (B). Setas apontam células com marcação mais intensa total (setas brancas) ou parcial
(setas amarelas) ; Barra (-) equivalente a 20 micrometros.
27
Tabela 4 - Mediana da porcentagem de espermatozoides portadores de cada uma das
classificações das alterações cromatínicas identificadas por marcação com DAPI em touros
férteis e subférteis.
Touros Férteis Touros Subférteis P
AB 6,54 55,49 0,02
AMB 3,24 9,14 0,07
AEC 0 0 -
AD 33,29 9,82 0,02
CTA 2,79 2,30 0,32
TA 49,16 76,34 0,08
p≤0,05 (em vermelho) indica diferença estatística entre touros férteis e subférteis. Legenda: AB – alteração na base; AMB – alteração na metade basal; AEC –
alteração no eixo central; AD – alteração dispersas; CTA – cabeça totalmente
alterada; TA – total de alterações.
Tabela 5 - Mediana da porcentagem de espermatozoides portadores de cada uma das
classificações das alterações cromatínicas identificadas por imunomarcação com anticorpo
anti-PR1 em touros férteis e subférteis.
Touros Férteis Touros Subférteis P
AB 1,67 15,74 0,01
AMB 10,70 14,09 0,27
AEC 0 0 -
AD 26,18 20,58 0,44
CTA 1,24 1,12 0,64
TA 42,32 59,44 0,13
p≤0,05 (em vermelho) indica diferença estatística entre touros férteis e subférteis.
Legenda: AB – alteração na base; AMB – alteração na metade basal; AEC –
alteração no eixo central; AD – alteração dispersas; CTA – cabeça totalmente alterada; TA – total de alterações.
28
A tabela 4 apresenta as médias e desvios padrão da porcentagem de cada uma das
alterações encontradas, comparando as três marcações independente das amostras serem de
touros férteis ou subférteis.
Tabela 6 - Número de espermatozoides com cada tipo de alteração identificados por
marcação com DAPI e contra PR1 e a porcentagem de espermatozoides caracterizados com o
mesmo tipo de alteração nas duas marcações.
AB AMB AEC AD CTA TA
DAPI 665 142 0 482 52 1341
Anti-PR1 256 272 0 481 30 1039
Coincidentes
DAPI:anti-PR1 130 30 0 124 4 288
Porcentagens de
coincidência 16,43% 3,79% 0,00% 15,68% 0,51% 13,77%
Legenda: AB – alteração na base; AMB – alteração na metade basal; AEC – alteração
no eixo central; AD – alterações dispersas; CTA – cabeça totalmente alterada; TA –
total de alterações
A tabela 5 apresenta a mediana da descompactação percentual e heterogeneidade
médias da cromatina dos espermatozoides das amostras de sêmen de touros férteis e
subférteis.
Tabela 7 - Mediana da descompactação percentual e heterogeneidade médias da cromatina.
Touros Férteis Touros Subférteis P
DESC% 3,47 4,59 0,01
HET 3,93 5,74 0,01
p≤0,05 (em vermelho) indica diferença estatística entre touros férteis e subférteis.
Legenda: DESC% - porcentagem de descompactação percentual da cromatina; HET – heterogeneidade da cromatina
29
A tabela 6 apresenta a coincidência da localização da alteração cromatínica, nas
mesmas células, quando marcadas com DAPI e anticorpo contra PR1.
Tabela 8 - Médias e desvios padrão da porcentagem de espermatozoides portadores de cada
uma das classificações das alterações cromatínicas, identificadas por três diferentes métodos,
independente da fertilidade do touro.
AT DAPI ANTI-PR1
AB 31,77±26,45A 29,20±26,07
A 11,60±11,51
B
AMB 3,87±4,12A 6,59±4,55
A 12,60±8,62
B
AEC 0,53±0,98A 0,00±0,00
B 0,00±0,00
B
AD 3,79±5,17A 23,33±16,79
B 22,24±10,12
B
CTA 2,81±1,68A 2,64±1,81
A 1,50±1,00
B
TA 43,14±30,59A,B
60,79±20,07A 46,41±16,20
B
Letras distintas na mesma linha indicam diferença estatística entre as médias.
Legenda: AB – alteração na base; AMB – alteração na metade basal; AEC – alteração no eixo central; AD – alterações dispersas; CTA – cabeça totalmente
alterada; TA – total de alterações.
30
5 - DISCUSSÃO
As alterações de cromatina em espermatozoides têm sido consideradas importante
causa de subfertilidade em diversas espécies de animais domésticos e no humano
(BELETTI, 2013). Estas alterações vêm sendo estudadas ao decorrer dos anos através de
várias técnicas. Apesar do SCSA ser considerado o método padrão para avaliação de
alterações cromatínicas de espermatozoides, esse método possui problemas de
repetibilidade. O método SCSA se caracteriza pela desnaturação ácida seguida por
neutralização do meio por solução contendo o corante alaranjado de acridina (AA). Assim,
espermatozoides com cromatina mal compactada terão seu DNA desnaturado e fluorescerão
em vermelho. Já os espermatozoides com cromatina normal, não terão seu DNA
desnaturado, fluorescendo em verde. Para obtenção de resultados confiáveis é necessário
rigoroso cumprimento dos tempos determinados em protocolo, pois o fenômeno da
fluorescência do AA é alterado ao longo do tempo quando este é exposto a luz (fenômeno
de “photobleaching”). Além disso, após a neutralização do meio, existe uma tendência
natural da fita de DNA desnaturada (fita simples) retornar a forma dupla fita, fazendo com
que espermatozoides antes com fluorescência vermelha passem a fluorescer em verde.
Assim, é importantíssimo que a leitura em citometria de fluxo, seja rigorosamente feita
sempre três minutos após a adição da solução neutralizante contendo o corante (TEJADA et
al., 1984; BELETTI; MELLO, 1995; EVENSON et al., 2002; BELETTI, 2013).
Na tentativa de obter-se métodos objetivos e de melhor repetibilidade, vem sendo
proposta como alternativa, a análise computacional de imagem obtidas em microscopia.
Contudo, é importante que se utilize marcadores e métodos estáveis, que pouco ou nada
sejam influenciados pelo tempo que se demora para realizar a avaliação (BELETTI et al.,
2004a; BELETTI et al, 2005a).
Beletti et al. (2004a), utilizando análise computacional de imagens obtidas de
esfregaços de sêmen corados com AT, observaram que as alterações de descompactação de
cromatina de espermatozoides de touro possuíam diversos padrões de localização. Baseado
nesta informação, o presente trabalho propõe uma classificação destas alterações conforme
sua localização (figura 5 ). Desta forma passou a ser possível determinar-se a porcentagem de
espermatozoides com cada tipo de alteração nas amostras de sêmen, diferente de trabalhos até
agora realizados com análise computacional de imagens de esfregaços de sêmen corados com
31
AT (BELETTI et al., 2004a; BELETTI et al, 2005a). Nestes trabalhos são obtidos valores
referentes à compactação e heterogeneidade de cada espermatozoide analisado. Porém, ainda
não se definiu a partir de que valor pode-se considerar o espermatozoide como portador de
anomalia cromatínica. Assim, geralmente utiliza-se a média de todos os espermatozoides
avaliados, obtendo-se um valor único para a amostra.
Quando os espermatozoides marcados com DAPI e com anticorpo anti-PR1 foram
observados, percebeu-se que existiam espermatozoides marcados totalmente ou parcialmente
de forma mais intensa quando se comparava com a maioria dos espermatozoides da amostra.
(figura 7). Assim, decidiu-se aproveitar o algoritmo utilizado para identificar as regiões
descompactadas nos espermatozoides corados com AT, para marcar as regiões com maior
intensidade de fluorescência, quando utilizada marcação com DAPI e anticorpo anti-PR1
(figura 6).
No presente trabalho além de ser proposta a identificação do número de
espermatozoides alterados em cada amostra e uma classificação dessas alterações conforme a
localização da área alterada, também se comparou os resultados obtidos em amostras de
touros férteis e subférteis (BELETTI et al., 2004a; BELETTI et al, 2005a).
Na avaliação das amostras realizadas quanto à porcentagem de espermatozoides
alterados identificados com AT (tabela 1), somente houve diferença estatística entre os touros
férteis e subférteis quanto às alterações na metade basal da cabeça (AMB) e em toda a cabeça
(CTA). Como era esperado (BELETTI et al, 2005a), o número de espermatozoides com CTAs
em touros subférteis foi maior do que em touros férteis. Essa alteração atinge toda a cromatina
espermática e por isso ela é a que mais intensamente contribui para a subfertilidade das
amostras. (BELETTI; MELLO, 1995; BELETTI et al., 2004a; ERENPREISS et al., 2006).
Também em relação as alterações AMB, foi identificada maior quantidade nas amostras de
touros subférteis, no entanto, a porcentagem destas alterações foi muito baixa (5,03%). O
resultado da soma das alterações AMB às alterações CTAs, deixa mais consistente o quadro
de subfertilidade dessas amostras. Inesperadamente, não houve diferença estatística entre os
grupos, quando considerado o total de espermatozoides alterados, independente do tipo de
alteração.
32
Com a intenção de se verificar se existe alguma relação entre a distribuição de PR1 no
núcleo espermático e as áreas de descompactação cromatínica, realizou-se a marcação
imunocitoquímica da PR1, sendo utilizado como sonda Alexa Fluor 488. Como marcador do
DNA utilizou-se o DAPI. Apesar do uso do DAPI não ser comum para identificar alterações
cromatínicas, segundo Nagamori et al. (2006), o DAPI também poderia ser utilizado para
identificar regiões menos compactadas. Surpreendentemente, no presente trabalho obtiveram-
se imagens em microscopia confocal onde facilmente se identificou cabeças com intensidade
de fluorescência maior que a maioria das cabeças da amostra e cabeças com regiões mais
intensamente fluorescentes. Utilizando-se o algoritmo para marcação das regiões mais
intensamente florescentes, foi verificada diferença estatística entre touros subférteis e férteis
quanto às alterações AB e AD, sendo AB em maior quantidade nos touros subférteis e AD em
maior quantidade nos touros férteis (tabela 2). A grande diferença entre as porcentagens de
espermatozoides portadores de AB nos dois grupos avaliados poderia justificar a
subfertilidade das amostras analisadas. Já o grande número de alterações AD, aparentemente
são artefatos de técnica ou não interferem na fertilidade. Quanto ao total de alterações, a
diferença entre os grupos não chegou a ser estatisticamente significante (p=0,08). No entanto,
se as alterações AD fossem desconsideradas, provavelmente o total restante seria diferente
estatisticamente. Portanto, a marcação com DAPI, provavelmente seria mais adequada para a
identificação dos diferentes tipos de localização de alterações cromatínicas, do que o AT,
descartando-se as denominadas alterações dispersas (AD).
A maior intensidade de marcação com DAPI, provavelmente não seja por maior
quantidade de DNA, mas por uma maior acessibilidade da molécula do fluoróforo aos sítios
de ligação no DNA. Assim, regiões menos compactadas reteriam maior quantidade de
corante, ou seja, de forma semelhante ao AT (BELETTI; MELLO, 1995).
O núcleo do espermatozoide de touro é fortemente compactado devido ao processo de
protaminação (OLIVA, 2006). A marcação com anticorpo anti-PR1 só foi possível após um
leve afrouxamento da cromatina utilizando DTT mais heparina. Com isso foi possível
observar que geralmente há uma distribuição homogênea da PR1 por todo núcleo da célula
espermática (figura 8). Esse resultado está de acordo com os encontrados por Zalensky et
al.(1993) e por Li et al. (2008) em espermatozoides humanos e por Pittoggi et al. (1999), em
núcleos espermáticos de camundongos.
As imagens com marcação contra PR1 também foram analisadas com o algoritmo que
marca as regiões mais fluorescentes (tabela 3). Somente as porcentagens de espermatozoides
33
portadores de AB foram diferentes nos dois grupos, sendo maior no grupo subfértil. Como
esta marcação destaca onde existiria PR1, as regiões de maior marcação deveriam ser as mais
compactadas. No entanto, a maior intensidade de fluorescência também poderia ser devido a
uma maior acessibilidade dos anticorpos aos antígenos da PR1. Na tentativa de esclarecer o
que de fato levou a diferentes intensidades de marcação, avaliou-se o índice de coincidência
entre as marcações com DAPI e anticorpo anti-PR1 (tabela 4). Com a baixa coincidência entre
estas marcações em todos os tipos de alterações, fica claro que as regiões com fluorescência
do DAPI mais intensa ocorrem em áreas diferentes das marcadas contra PR1. Ou seja, a
marcação mais intensa contra PR1 não é devido à maior acessibilidade dos anticorpos, mas,
provavelmente é devido à maior quantidade de PR1, o que geralmente leva a uma maior
compactação. A figura 6 mostra claramente que as regiões marcadas mais intensamente com
DAPI são diferentes das com marcação mais intensa contra PR1.
O método que utiliza AT e calcula a descompactação e a heterogeneidade da
cromatina foi o que teve maior diferença entre o grupo de animais férteis e subférteis (tabela
5). Apesar deste método gerar resultados quantitativos de descompactação e heterogeneidade
de cromatina para cada espermatozoide analisado, ainda não foi definido os valores para
ambas variáveis que indicaria que o espermatozoide possui anomalia de cromatina. Por isso,
os trabalhos realizados com este método (BELETTI et al., 2004a; BELETTI et al, 2005ª;
RODRIGUES et al., 2009; KANAYAMA; BELETTI, 2011.) não utilizam a porcentagem de
espermatozoides anômalos, mas a média dos valores dos espermatozoides de toda a amostra,
independente se os espermatozoides são ou não anômalos. Mesmo com essa limitação, esse
método foi o que melhor caracterizou as amostras subférteis.
Para avaliar se as marcações pelos métodos utilizados geram resultados diferentes, foi
aplicado o teste “t” pareado (tabela 6). Observando esta tabela, percebe-se que não existe
diferença entre os resultados de AT e DAPI para as alterações AB, AMB e CTA. Já as
alterações AD são diferentes entre AT e DAPI e não são diferentes entre DAPI e anti-PR1.
Esses resultados corroboram com a teoria de funcionamento semelhante da marcação com AT
e DAPI. Já a não existência de diferença entre DAPI e anti-PR1 para as alterações ADs
corroboram com a teoria de que este tipo de alteração são possíveis artefatos de técnica
frequentes em marcadores fluorescentes.
Como o método que utiliza AT e calcula quantitativamente a descompactação e a
heterogeneidade da cromatina de cada cabeça não define se o espermatozoide possui ou não
34
alteração de cromatina, não é possível calcular a porcentagem de espermatozoides alterados
em cada amostra (BELETTI et al., 2004a; BELETTI et al, 2005ª; RODRIGUES et al., 2009;
KANAYAMA; BELETTI, 2011). Assim, não se pode comparar os resultados deste método
com os demais.
35
6 – CONCLUSÃO
Com esse trabalho concluímos que a PR1 geralmente se distribui por toda a cabeça do
espermatozoide de touro, e que as alterações cromatínicas de espermatozoide de touro não
possuem relação com a quantidade de PR1.
Dentre os métodos testados, o método de análise de imagem computacional de
esfregaços de sêmen corados com AT quantificando a descompactação e a heterogeneidade da
cromatina espermática de touro é o que melhor diferencia touros subférteis e férteis.
O método alternativo de análise de imagem computacional de esfregaços de sêmen
corados com AT e que identificam a localização das alterações cromatínicas possibilitou
classificar estas alterações, no entanto, pouco diferenciou touros subférteis e férteis.
A marcação com DAPI e avaliação em microscopia confocal pode ser um método
alternativo para identificação de alterações na cromatina de espermatozoide de touro.
36
7 - REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICA
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