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INSTITUTO DE ZOOTECNIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PRODUÇÃO ANIMAL SUSTENTÁVEL
ADITIVOS FUNCIONAIS EM SUBSTITUIÇÃO A
ANTIMICROBIANOS NA RAÇÃO DE POEDEIRAS SEMIPESADAS
EM FASE DE RECRIA
Sadala Mehesen Cruz Tfaile
Nova Odessa
Fevereiro – 2016
GOVERNO DO ESTADO DE SÃO PAULO
SECRETARIA DE AGRICULTURA E ABASTECIMENTO
AGÊNCIA PAULISTA DE TECNOLOGIA DOS AGRONEGÓCIOS
INSTITUTO DE ZOOTECNIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PRODUÇÃO ANIMAL SUSTENTÁVEL
Aditivos funcionais em substituição a antimicrobianos na ração de
poedeiras semipesadas em fase de recria
Sadala Mehesen Cruz Tfaile
Orientadora: Profa. Dra. Carla Cachoni Pizzolante
Co-orientador: Prof. Dr. Fábio Enrique Lemos Budiño
Nova Odessa
Fevereiro – 2016
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-graduação do Instituto de Zootecnia,
APTA/SAA, como parte dos requisitos
para obtenção do título de Mestre em
Produção Animal Sustentável.
Ficha Catalográfica elaborada pelo
Núcleo de Documentação e Informação do Instituto de Zootecnia
Bibliotecária: Tatiane Helena Borges de Salles – CRB 8/8946
T356a Tfaile, Sadala Mehesen Cruz.
Aditivos funcionais em substituição a antimicrobianos na ração de
poedeiras em fase de recria / Sadala Mehensen Cruz Tfaile
Nova Odessa, SP: [s.n.], 2016.
80p.; il.
Dissertação (mestrado) – Instituto de Zootecnia. APTA/SAA,
Nova Odessa.
Orientadora: Dra. Carla Cachioni Pizzolante
Co-orientadora: Fábio Enrique Lemos Budinõ
1. Absorção intestinal. 2. Contaminação 3. Probíoticos. 4. Saúde Animal. I.
Pizzolante, Carla Cachioni. II. Budinõ, Fábio Enrique Lemos. III. Título.
CDD – 636.5084
GOVERNO DO ESTADO DE SÃO PAULO
SECRETARIA DA AGRICULTURA E ABASTECIMENTO
AGÊNCIA PAULISTA DE TECNOLOGIA DOS AGRONEGÓCIOS
INSTITUTO DE ZOOTECNIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PRODUÇÃO ANIMAL SUSTENTÁVEL
CERTIFICADO DE APROVAÇÃO
TÍTULO: ADITIVOS FUNCIONAIS EM SUBSTITUIÇÃO A
ANTIMICROBIANOS NA RAÇÃO DE POEDEIRAS SEMIPESADAS EM
FASE DE RECRIA
AUTOR: SADALA MEHESEN CRUZ TFAILE
Orientador: Profa. Dra. Carla Cachoni Pizzolante
Co-orientador: Prof. Dr. Fábio Enrique Lemos Budiño
Aprovado como parte das exigências para obtenção de título de MESTRE em Produção
Animal Sustentável, pela Comissão Examinadora:
Profa. Dra. Carla Cachoni Pizzolante
(IZ/APTA – SAA)
Dra. Rosana Aparecida Possenti
(IZ/APTA – SAA)
Dra. Hirasilva Borba
(UNESP/Jaboticabal)
Data da realização: 01 de fevereiro de 2016
Presidente da Comissão Examinadora
Prof. Dra. Carla Cachoni Pizzolante
Dedico este trabalho
a minha esposa Silvia Helena Longhini Tfaile,
ao meu filho Rafael Longhini Tfaile,
e aos meus pais
Maria Cruz Tfaile (in memoriam) e Sadala Mehesen Tfaile (in memoriam).
AGRADECIMENTOS
À minha família, minha esposa e meu filho, que compreenderam e me
incentivaram a continuar na jornada de estudos buscando atingir metas que
jamais imaginei que conseguiria alcançar, e hoje tenho certeza que querer é
poder, e mesmo achando que seria tarde, nunca é tarde para começar.
Aos meus pais, que já não estão presentes a algum tempo em minha vida, mas
deixaram muitos legados eternos, que nunca ei de esquecer e transmitir para
outros, a honestidade, a verdade e o amor. São as bases para o crescimento do
ser humano digno e honrado.
Aos meus orientadores e colaboradores, que me incentivaram, ajudaram e
motivaram, em todos os momentos de alegria e dificuldades, tornando este
trabalho uma grande realização profissional.
À todos os colegas de classe, que foram parceiros, carinhosos e amigos em
todos os momentos desta jornada.
A Granja Kakimoto em especial ao Dr. Sergio kakimoto, pelo apoio logístico e
operacional, com suporte ao experimento.
A empresa TAMURA Co., Ltd. em especial o Sr. Paulo Tatsuo Matuda pela
disponibilidade do equipamento Dileka, para o experimento.
À fé ao Grande Arquiteto Do Universo, com a união e a força de todos os
homens de bem, podemos construir um mundo cada vez melhor e mais humano.
“Quando achamos que chegamos a todas as respostas,
vem a vida e muda todas as perguntas”
Autor desconhecido
RESUMO
TFAILE, S.M.C. Aditivos funcionais em substituição a antimicrobianos na ração de
poedeiras semipesadas em fase de recria. 2016. 80p. Dissertação (Mestrado em
produção animal sustentável) – Instituto de Zootecnia – Nova Odessa. 2016.
Com a crescente restrição ao uso de antibióticos como promotores de crescimento na
avicultura, aumenta-se a busca de produtos alternativos que sejam eficientes na melhora
do desempenho da ave, no controle de patógenos e na resposta da imunomodulação do
trato gastrointestinal. Este estudo teve como objetivo avaliar o desempenho, a
imunidade vacinal, as vísceras (fígado, pâncreas e intestino), histomorfometria intestinal
e o desenvolvimento microbiológico da ração e da cama de poedeiras semipesadas na
fase de recria que receberam rações com aditivos funcionais em substituição a
antimicrobianos. As 192 poedeiras semipesadas da linhagem Isa Brown em fase de
recria foram distribuídas em um delineamento inteiramente casualizado (DIC) e,
receberam quatro tratamentos (T1. Ração basal com antimicrobianos, T2. Ração basal
sem antimicrobianos, T3. Ração basal com probióticos e T4. Ração basal sem
antimicrobianos + água modificada - Dileka) com seis repetições de oito aves cada. Para
efeito da avaliação dos resultados, foram estabelecidos oito semanas de avaliação que
compreenderam o período de 7 a 14 semanas de idade das aves. Os resultados obtidos
foram analisados através da Análise de Variância e o contraste entre médias de
tratamentos quando significativos pelo teste de Tukey a 5%, com auxílio do sistema
computacional SISVAR. Não houve diferenças significativas (P>0,05) entre os
tratamentos nos parâmetros de desempenho, resposta imunológica, análise das vísceras
e histomorfometria intestinal, quando do uso de aditivos alternativos em substituição
aos antimicrobianos. Os resultados indicam que é possível a substituição de
antimicrobianos por aditivos alternativos, por não terem interferido negativamente no
desempenho das aves, além de melhorar a decomposição dos dejetos que são utilizados
na produção vegetal, possibilitando a diminuição do uso de antimicrobianos e o destino
de seus resíduos no solo. Concluiu-se com o presente estudo que os aditivos alternativos
por serem produtos inovadores, naturais, atóxicos e não induzirem resistência
bacteriana, podem ser fontes alternativas em substituição aos antimicrobianos na
produção de poedeiras semipesadas em fase de recria, mesmo assim há necessidade da
realização de outros trabalhos nesta mesma linha de pesquisa.
Palavras-chave: absorvição intestinal, contaminação, probióticos, saúde animal.
ABSTRACT
TFAILE, S.M.C. Replacement for antimicrobial of functional additive in the feed of
semi-heavy laying hens in the growing phase. 2016. 80p. Dissertation (Master in
Sustainable Animal Production) – Instituto de Zootecnia – Nova Odessa. 2016.
ABSTRACT: With the increasing restriction of the use of antibiotics as growth
promoters in poultry, increases the search for alternative products that are effective in
improving the performance of the bird, to control pathogens and the response of
immune modulation of the gastrointestinal tract. This study was aimed to evaluate the
performance, vaccine immunity and the viscera (liver, pancreas and intestine) of semi-
heavy pullets in the growing phase they received rations with functional additive to
replace antibiotics. The 192 brown pullets distributed in a completely randomized
design (CRD), received four treatments (T1. Feed control with antibiotics, T2. Feed
control, T3. Feed control with probiotics and T4. Feed control + modified water) with
six repetitions of eight birds each. For purposes of evaluation of the results, eight weeks
of assessment that comprised the period 7 to 14 week-old birds were established. The
results analyzed by ANOVA and the contrast between of treatment when significant by
5% Tukey test, using the computer package SISVAR. The results indicate that the
replacement of antimicrobials by alternative additives is possible, because they have
negatively interfered with the performance of the birds, in addition to improving the
decomposition of waste that are used in crop production, enabling the reduction of
antimicrobial use and the fate of their residues in the soil. Concluded with the present
study that alternative additives for being innovative, natural, non-toxic and does not
induce bacterial resistance may be alternative sources to replace antibiotics in the
production of laying hens in the growing phase, even then there is need to carry out
other works on this same line of research.
Keywords: animal health, contamination, intestinal absorption, probiotics.
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Aditivos melhoradores de desempenho e anticoccidianos para uso em
produtos destinados à alimentação animal registrados no Ministério da Agricultura,
Pecuária e Abastecimento (MAPA) / Coordenação de Fiscalização de Produtos para
Alimentação Animal (CPAA) / Departamento de Fiscalização de Insumos Pecuários
(DFIP). ............................................................................................................................ 29
Tabela 2. Microrganismos com propriedades de probióticos. ........................................ 33
Tabela 3. Nomenclatura dos tratamentos. ...................................................................... 46
Tabela 4. Composição das dietas experimentais, fornecidas na fase de recria (7 a 14
semanas de idade). .......................................................................................................... 48
Tabela 5. Composição nutricional calculada* para rações na fase de recria (7 a 14
semanas). ........................................................................................................................ 49
Tabela 6. Protocolo de vacinação de poedeiras semipesadas na fase de cria e recria. ... 50
Tabela 7. Desempenho de poedeiras semipesadas de 7 a 14 semanas de idade na recria,
recebendo aditivos funcionais a antimicrobianos. .......................................................... 55
Tabela 8. Características de vísceras (cm) de poedeiras semipesadas às 14 semanas de
idade na recria. ................................................................................................................ 58
Tabela 9. Histomorfometria dos segmentos do duodeno de poedeiras semipesadas em
fase de recria às 14 semanas de idade, recebendo rações com diferentes aditivos
funcionais em substituição a antimicrobianos. ............................................................... 59
Tabela 10. Contagem das UFC (unidades formadoras de colônias), após 24 hs de
incubação, apresentando os seguintes resultados. .......................................................... 61
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Gerador de Fotoeletrôns – Funcionamento interno – Corte transversal. ........ 39
Figura 2. Mecanismo de Oxidação e Redução. .............................................................. 40
Figura 3. Instalação do equipamento Dileka em uma das linhas de água com sistema
nipples do experimento. .................................................................................................. 47
Figura 4. Resposta vacinal contra Newcastle. ................................................................ 56
Figura 5. Resposta vacinal contra Bronquite infecciosa................................................. 57
Figura 6. Corte transversal de duodeno (morfometria histológica). ............................... 60
Figura 7. Imagem das placas de BDA, contagem de colônias observadas nas rações
experimentais e na cama. ................................................................................................ 61
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO .......................................................................................................... 21
2 OBJETIVOS ............................................................................................................... 23 2.1 Objetivo geral ....................................................................................................... 23 2.1.1 Objetivos específicos ......................................................................................... 23
3 REVISÃO DE LITERATURA .................................................................................. 25 3.1 Promotores de crescimento ................................................................................... 25
3.2 Estrutura e microflora intestinal ........................................................................... 26 3.3 Aditivos funcionais na dieta. ................................................................................ 28
3.3.1 Os antibióticos como aditivos na dieta. ......................................................... 28
3.3.2 Probióticos como aditivos na dieta ................................................................ 31
3.3.3 Prebióticos como aditivos na dieta ................................................................ 33
3.3.4 Simbióticos como aditivos na dieta ............................................................... 35
3.4 Efeitos dos probióticos como imuno-estimulate .................................................. 36 3.5 Água Modificada .................................................................................................. 37 3.6 Respostas imunológica às vacinas de Bronquite Infecciosa das Galinhas (BIG) e
Doença de Newcastle (DN) ........................................................................................ 41
3.6.1 Bronquite infecciosa das galinhas (BIG) ....................................................... 42
3.6.2 Doenças de Newcastle (DN).......................................................................... 43
4 MATERIAL E MÉTODOS ....................................................................................... 45 4.1 Local ..................................................................................................................... 45
4.2 Ensaio de desempenho.......................................................................................... 45 4.2.1 Delineamento experimental ............................................................................... 46
4.2.2 Rações experimentais ........................................................................................ 47 4.2.3 Vacinação e Protocolo vacinal .......................................................................... 50
4.2.4 Parâmetros avaliados ......................................................................................... 50 4.2.4.1 Desempenho ............................................................................................... 50
4.2.4.2 Análise sorológica ...................................................................................... 51
4.2.4.3 Análise de vísceras ..................................................................................... 51
4.2.5 Análises estatística ............................................................................................. 54
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO ............................................................................... 55 5.1 Desempenho ponderal .......................................................................................... 55
5.2 Respostas vacinais (sorologia) para doença de Newcastle e Bronquite Infecciosa.
.................................................................................................................................... 56
5.3 Vísceras ................................................................................................................ 57 5.4 Resultados de histomorfometria intestinal ........................................................... 59 5.5. Microbiologia das amostras de rações e camas ................................................... 60
6 CONCLUSÃO............................................................................................................. 63 REFERÊNCIAS ............................................................................................................ 65
21
1 INTRODUÇÃO
A eficiência e a produtividade das aves são asseguradas com a utilização de
promotores de crescimento que são imprescindíveis na cadeia avícola rentável, pois
controlam as doenças.
Os promotores de crescimento são adicionados às rações em pequenas
quantidades. Esses produtos incluem os antibióticos, que são substâncias produzidas por
fungos, leveduras ou bactérias e que atuam contra bactérias e os quimioterápicos, que
incluem substâncias obtidas por síntese química, com ação semelhante à dos
antibióticos (MENTEN, 2001). Até hoje o mecanismo de ação destas substâncias é
motivo de controvérsias. Segundo Dematté Filho (2004), de modo geral, seus efeitos
podem ser agrupados em três categorias: metabólico, nutricional e controle de doenças.
Destes, admite-se que o modo de ação primário é o controle de doenças, promovendo
equilíbrio na microflora gastrintestinal, reduzindo as bactérias indesejáveis (Gram +) e
favorecendo a colonização das desejáveis (Gram -). Esse mecanismo de ação é
explicado pelo fato de que ocorrem melhores respostas ao uso de antimicrobianos em
animais jovens em relação aos mais velhos, em meio ambientes mais contaminados do
que nos limpos e em animais com menor resistência a doenças do que nos mais
saudáveis (NRC, 1994). Por outro lado, a manipulação inadequada da flora bacteriana
nociva através do uso de promotores de crescimento, quimioterápicos e/ou antibióticos
em doses preventivas, pode induzir o desequilíbrio da flora bacteriana e desencadear
processos entéricos devido às interações indesejáveis com outros patógenos (NRC,
2004).
O uso contínuo dos promotores de crescimento em animais de produção vem
preocupando a população, devido à presença de resíduos que esses antimicrobianos
podem deixar nos produtos de origem animal e o possível prejuízo a saúde do
consumidor, além da possibilidade do desenvolvimento de microrganismos resistentes,
que poderia dificultar a eficácia terapêutica posterior destes medicamentos em
indivíduos e animais. Resíduos desses antibióticos podem permanecer na carne e ovos e
assim, passar ao consumidor final, propiciando o aparecimento de resistência de
bactérias intestinais aos promotores de crescimento (BUTOLO 2002; FUKAYAMA,
2005).
Tal fato desencadeou, na década de 90 (RIZZO et al., 2008) a proibição do uso
de alguns destes antimicrobianos (MENDES, 2005), porém, Windisch et al. (2007) cita
22
a proibição total da utilização de vários antimicrobianos pela união europeia em janeiro
de 2006.
Antimicrobianos são amplamente utilizados na avicultura de postura como
agentes profiláticos ou no tratamento de patologias; apesar disso, poucos medicamentos
têm sido formulados especificamente para galinhas poedeiras, embora vários
medicamentos tenham sido aprovados para outras classes de aves de produção
(BORSOI e PALERMO NETO, 2015).
Os antimicrobianos mais comumente utilizados com finalidade terapêutica ou
aditivo são: enrofloxacina, oxitetraclina, norfloxacina, doxicilina, sulfaquinoxalina,
bacitracina de zinco, amoxicilina, apramicina, ciprofloxacina e a associação de
doxiciclina + gentamicina e na fase de produção: oxitetraciclina, enrofloxacina,
norfloxacina, sulfaquinoxalina, doxicilina, bacitracina de zinco e ciprofloxacina
(PAMvet/PR, 2005, citados por BORSOI e PALERMO NETO, 2015).
Palermo Neto (2005) relaciona os antimicrobianos autorizados como promotores
de crescimento para frangos de corte, entre eles: avilamicina, tilosina, virginamicina,
lincomicina, colistina, flavomicina, bacitracina, espiramicina e enramicina. Já a
espiramicina, segundo o Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, foi
proibida a partir de maio de 2012.
Devido a pressão popular pela substituição dos antimicrobianos por
melhoradores de crescimento pesquisas vem sendo realizadas principalmente por meio
de utilização de produtos alternativos viáveis (ALBUQUERQUE, 2005). Essas
pesquisas têm procurado desenvolver produtos que possam ser utilizados como
substitutivos aos antimicrobianos, dentre eles se encontram os probióticos que tem
demonstrado ação antimicrobiana, promovendo melhora no desempenho e na resposta
imune animal, e segundo Brenes e Roura (2010), os aditivos alternativos são
reconhecidos como seguros pelo consumidor por serem livres de resíduos.
Devido a essas restrições, novas pesquisas mostraram que alguns vegetais têm,
em sua composição, alguns princípios ativos com efeito contra bactérias (MITSCH et
al., 2004; SANTURIO et al., 2007; BRENES e ROURA, 2010), fungos e leveduras
(VIEIRA, 2009), ação antioxidante (RACANICCI et al, 2004; 2008) e digestivo
(KAMEL, 2000; MELLOR, 2000), entre eles estão os óleos essências (OE).
23
2 OBJETIVOS
2.1 Objetivo geral
O objetivo do estudo foi avaliar o desempenho, a imunidade vacinal, as vísceras
e o desenvolvimento microbiológico da dieta e da cama de poedeiras semipesadas em
fase de recria suplementadas com aditivos funcionais em substituição a antimicrobianos
na ração.
2.1.1 Objetivos específicos
Quantificar e avaliar o peso das aves, consumo de ração e ganho de peso durante
o período do experimento entre os tratamentos testados.
Analisar a imunidades vacinais específicas no soro sanguíneo das aves, relativos
a Bronquite Infecciosa e Doença de Newcastle no período do experimento entre os
tratamentos testados.
Avaliar as medidas e pesos das vísceras e a morfometria histológica intestinal
entre os tratamentos testados.
Avaliar a contaminação de microrganismos na dieta e cama entre os tratamentos
testados.
24
25
3 REVISÃO DE LITERATURA
3.1 Promotores de crescimento
A avicultura comercial tem como objetivo obter alta produtividade a baixo custo
e oferecer ao consumidor um produto de qualidade. Entretanto, para obtenção da alta
produtividade alguns aditivos alimentares têm sido usados como promotores de
crescimento, entre eles, os antibióticos. A utilização rotineira e indiscriminada dos
antibióticos tem levado ao aparecimento de populações bacterianas resistentes
(FULLER, 1989), levando ao desequilíbrio na simbiose entre microrganismos
apatogênicos e o animal.
A utilização dos antibióticos melhoradores de desempenho pertencentes ao
mesmo grupo de drogas empregadas em terapêutica, propiciou o aparecimento de
formas bacterianas resistentes e prejudiciais à saúde e à terapia animal e humana
(EDENS, 2003). O aparecimento de cepas resistentes despertou atenção de
pesquisadores, grupos ativistas e autoridades governamentais envolvidas com a saúde
pública, culminando no banimento do uso de antibióticos como promotores de
crescimento na indústria de alimentação de aves (HALFHIDE, 2003).
O uso de antibióticos e a resistência aos antibióticos estão claramente ligados. A
resistência aos antibióticos atualmente está principalmente associada com o uso humano
e o uso em animais, e por sua vez, levantam a possibilidade de que a resistência traduz-
se em doença humana ocasional. É muito difícil atribuir o quanto da resistência a
antibióticos passa através da cadeia alimentar que é devida à utilização de antibióticos
nestes animais (RANDALL et al., 2003).
Os consumidores estão cada vez mais exigindo qualidade e inocuidade dos
produtos alimentícios que adquirem. Na Europa, EUA e Japão, os consumidores buscam
informações a respeito de novos produtos e estão interessados em questões relacionadas
ao bem-estar animal, se eles ingerem hormônios ou não, entre outras preocupações
(ZAMUDIO et al., 2009).
Os estudos de produtos alternativos torna-se uma necessidade para substituir os
antibióticos na alimentação animal, sem causar perdas de produtividade e qualidade dos
produtos finais, mantendo as ações benéficas dos antibióticos e eliminando as
indesejáveis como a resistência bacteriana.
26
O mercado para produtos alternativos como promotores de crescimento tem
aumentado e vêm sendo cada vez mais difundido entre a produção animal, por não
deixarem resíduos (BRENES e ROURA, 2010), não causar resistência bacteriana e
trazer os benefícios encontrados com o uso de antimicrobianos.
3.2 Estrutura e microflora intestinal
As aves necessitam de intestino saudável e capaz de atender as necessidades de
digestão, absorção de nutrientes e de defesa. Funções estas que são necessárias para que
a ave possa expressar todo seu potencial genético e de desempenho. A saúde intestinal
possui grande importância nesse papel, pois alterações nesta acarretam doenças,
diminuição da digestibilidade e desempenho. O que leva a perdas na conversão
alimentar e consequente prejuízos econômicos relevantes, pois cerca de 66% dos custos
totais de produção são gastos na nutrição das aves (PORTER-JR, 1998).
O intestino funciona como barreira física entre o meio interno e o meio externo.
Além de funcionar como barreira seletiva, que necessita diferenciar antígenos de
patógenos, antígenos de microrganismos comensais e nutrientes. Para isto diversos
mecanismos imunes e de tolerância são empregados.
Diversos microrganismos vivem de maneira comensal no intestino, estes podem
auxiliar no processo digestivo e competir por sítios de ligação com patógenos.
O intestino das aves é semelhante ao dos mamíferos, possuindo entretanto
algumas particularidades. O intestino pode ser dividido em intestino delgado e grosso,
sendo o intestino delgado constituído por duodeno, jejuno e íleo, e o intestino grosso de
ceco, colón e cloaca (BACHA e BACHA, 2000).
No intestino as respostas imunes locais geralmente levam a manifestações
macroscópicas. Os sinais clássicos de uma resposta imunológica em curso no intestino
incluem o aumento da infiltração de leucócitos na lâmina própria e as mudanças na
estrutura do intestino, como a atrofia das vilosidades e hiperplasia dos enterócitos nas
criptas (SMITH e BEAL, 2008).
O intestino é um ecossistema complexo formado por três componentes
principais que estão em permanentes trocas entre si: a barreira mucosa; o sistema
imunológico local (GALT – tecido linfoide associado ao intestino) e a microbiota
(MATARESE, 2003).
O intestino possui quatro camadas distintas: a mucosa, a submucosa, a muscular
27
e a serosa. Os vilos são projeções da mucosa, estes são recobertos por epitélio colunar
simples e estão presentes no intestino delgado e grosso. São maiores no intestino
delgado e diminuem gradualmente de altura e se tornam mais largos ao longo do
intestino. A submucosa é uma camada de tecido conjuntivo que é mais densa que a
lâmina própria, sendo extremamente fina nas galinhas. A camada muscular consiste de
uma camada de músculo liso interna circular e externa longitudinal, uma terceira
camada de músculo liso pode estar presente nas aves. A serosa recobre todo o intestino
consistindo de uma camada de tecido conjuntivo coberto por mesotélio. Nas aves há
ausência de glândulas duodenais (Glândulas de Brunner), entretanto tecido linfático é
particularmente abundante (BACHA e BACHA, 2000; AUGHEY e FRYE, 2001;
FRAPPIER, 2007).
Os vilos são constituídos por três tipos de células funcionalmente distintas: os
enterócitos, as células caliciformes e as células enteroendocrinas (EROSCHENKO,
2008).
A presença de bactérias no trato gastrintestinal logo após a eclosão é quase
inexistente. A complexidade da microbiota intestinal aumenta com o avançar da idade,
existindo fatores específicos do hospedeiro que exercem influência no estabelecimento
dessa microbiota dominante (WIELEN et al., 2002).
Existe uma microflora natural no trato gastrointestinal dos animais, de difícil
definição, e composta de muitas espécies em equilíbrio entre si e com o hospedeiro
(LODDI, 2001). A presença desta flora intestinal normal, em equilíbrio, é tão necessária
como benéfica para o bem estar do animal. Estima-se que 90% da microflora seja
composta por bactérias facultativas (aeróbicas/anaeróbicas) e produtoras de ácido lático
(Lactobacillus spp, Bifidobacterium spp), incluídas as bactérias exclusivamente
aeróbicas como os Bacterioides spp, Fusobacterium spp e Eubacterium spp. Os 10%
restantes desta flora são constituídos de bactérias consideradas nocivas ao hospedeiro,
entre elas, a Escherichia coli, Clostridium spp, Staphylocuccus spp, Pseudomonas spp,
Blastomyces spp. O desequilíbrio em favor das bactérias indesejáveis, resulta em
infecção intestinal severa que, muitas vezes, pode ser fatal aos animais (LODDI, 2001).
Os microrganismos do trato gastrintestinal são compostos por bactérias, fungos e
protozoários, com predomínio de bactérias. A parte superior do trato digestivo é
basicamente ocupada por anaeróbios facultativos, enquanto que os cecos são
principalmente ocupados por anaeróbios. Os tipos, números e atividades metabólicas
28
dos organismos, que ocupam o sistema gastrintestinal, são afetados por vários fatores,
como a idade, o indivíduo, o animal, o meio ambiente e a dieta (GABRIEL et al., 2006).
As populações de bactérias comensais do intestino podem proteger o hospedeiro
da colonização por patógenos invasores, ocupando sítios de ligação na superfície da
mucosa, competindo por nutrientes, fortalecendo a resposta imune intestinal e pela
produção de bacteriocinas (LAN et al., 2005; BURKHOLDER et al., 2008).
O intestino também é o principal local de desenvolvimento, colonização e porta
de entrada de microrganismos patogênicos para os tecidos mais profundos do corpo,
portanto qualquer perturbação da fisiologia do intestino muitas vezes resulta em
consequências clínicas relevantes (SMITH e BEAL, 2008).
A etiologia das doenças entéricas é complexa, podendo estar envolvidos uma
combinação de vírus, bactérias e outros agentes infecciosos ou não infecciosos. (SAIF et
al., 2008).
3.3 Aditivos funcionais na dieta.
3.3.1 Os antibióticos como aditivos na dieta.
O termo antibiótico foi adotado por Wasksman, em 1945, quarenta e nove anos
após a primeira evidência de que substâncias produzidas por fungos tinham a
capacidade de inibir o crescimento bacteriano. Por definição, consideram-se antibióticos
(AB) as substâncias sintetizadas por microrganismos ou produzidas em laboratórios a
partir de um princípio ativo sintetizados por fungos ou bactérias e que têm ação
antimicrobiana (GONZALES et al., 2012).
De importância relevante, principalmente na fase inicial da vida das aves,
ganharam destaque nas dietas por pesquisadores nos anos 50, utilizando doses
subclínicas de antibióticos verificando-se que o desempenho era melhorado, e
consequente, maior eficiência na produção. Os antibióticos adicionados a dietas em
pequenas doses passaram a serem denominados como “promotores de crescimento”.
Entende-se como aditivo toda substância que não é nutriente e pode ser
incorporada à ração animal. Como aditivos os antibióticos têm como principais funções:
aumentar a produtividade, diminuir a mortalidade, prevenir infecções e impedir a
deterioração da própria ração (NETO et al., 2001).
Os antibióticos, na nutrição animal, são usados em larga escala como promotores
de crescimento, pelo fato deles proporcionarem principalmente melhora no
29
aproveitamento do alimento pelos animais. Existem várias hipóteses que tentam
explicar o efeito estimulador do crescimento que esses medicamentos exercem sobre os
animais, porém os mecanismos de ação ainda não são bem entendidos. A microflora
parece sofrer profundas modificações, um exemplo disso é que no uso de oxitetraciclina
há redução de microrganismos do intestino delgado produtores de toxinas (Clostridium
welchii e Streptococos faecalis), provocando maior aumento de peso dos animais.
Também, há aumento de Proteus, fungos (Candida albicans) e bactérias (Escherichia
coli, Aerobacter aerogenes) necessárias para a síntese de vitaminas. Além disso, o
número de bactérias que consomem vitaminas do complexo B é também diminuído
(HAESE e SILVA, 2004).
Aditivos antimicrobianos, anticoccidianos e agonistas com uso autorizado na
alimentação animal na Tabela 1.
Tabela 1. Aditivos melhoradores de desempenho e anticoccidianos para uso em produtos destinados à
alimentação animal registrados no Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA) /
Coordenação de Fiscalização de Produtos para Alimentação Animal (CPAA) / Departamento de
Fiscalização de Insumos Pecuários (DFIP).
Aditivos Melhoradores de Desempenho e Anticoccididianos Registrados na Cpaa/Dfip
Aditivos Melhoradores De Desempenho Aditivos Anticoccidianos
Avilamicina Amprólio
Bacitracina Metileno Disalicilato Amprólio + Etopabato
Bacitracina de Zinco Clopidol + Metilbenzoquato
Colistina Diclazuril
Clorexidina Lasalocida
Enramicina Maduramicina Amônio
Flavomicina Maduramicina + Nicarbazina
Halquinol Monensina
Lasalocida Narasina
Lincomicina Narasina + Nicarbazina
Monensina Nicarbazina
Ractopamina Robenidina
Salinomicina Salinomicina
Tiamulina Semduramicina + Nicarbazina
Tilosina
Virginiamicina
Zilpaterol Fonte: MAPA (2012).
Já se provou que a microflora pode ter efeitos benéficos ou maléficos sobre a
assimilação de nutrientes. Dentre os efeitos benéficos decorrentes da predominância de
uma microflora desejável cita-se: a intensificação da digestão do amido. Por outro lado,
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uma microflora indesejável pode causar incremento na velocidade de renovação das
células da mucosa intestinal e espoliar as reservas energéticas e as suas proteínas
(NETO et al., 2002).
O uso em larga escala de promotores de crescimento na dieta de aves causou
grande preocupação, já que, muitos dos princípios ativos dos antibióticos usados nas
dietas, serem parecidos com o uso para saúde humana o que poderia causar resistência
cruzada, e também a disseminação de populações bacterianas resistentes no ambiente
(DAWSON e PIRVULESCU, 1999).
Segundo Booth (1992), as IDAs (Ingestão Diária Aceitáveis) são consideradas
como a ingestão diária de uma droga ou resíduo químico que, durante toda a vida de
uma pessoa, pareça ser isento de risco à saúde. Para a maioria das respostas biológicas,
admite-se que exista um limiar de nível de ausência de efeito (LMR) (Limites Máximos
de Resíduos). Antes que um nível ou concentração de tolerância a um resíduo de droga
ou substância química possa ser estabelecido, é necessário obter a concentração com a
ausência de efeito do composto na maioria das espécies sensíveis de mamíferos. Isso é
necessário para que uma margem confortável de segurança possa ser estabelecida entre
o nível da exposição que não afeta os animais de experimentação e a quantidade de
exposição permitida para o ser humano.
Desde 2006 a comunidade europeia proíbe o uso de alguns antibióticos e o
Brasil, obedecendo às normas internacionais, manifestou-se contra o uso deste aditivo
em rações avícolas (ALBINO et al., 2006). No entanto grande quantidade de estudos
epidemiológicos já foi realizada com o objetivo de determinar essa presumida
associação entre utilização de antimicrobianos na produção animal e aumento do risco
de infecções por bactérias resistentes em humanos. (PHILLIPS et al., 2004; HURD e
MALLADI, 2008; COX Jr. e POPKEN, 2010; MATHERS et al., 2011).
Atualmente não há uso indiscriminado de antibióticos na alimentação dos
animais. Há normativas do MAPA que proíbem o uso de alguns antibióticos de uso
humano na alimentação dos animais monogástricos. Além disso, os técnicos em
nutrição animal adotam o critério de usar somente aqueles antibióticos indicados como
promotores de crescimento (predominantemente contra bactérias Gram positivas, não
utilizado em medicina humana ou veterinária, não mutagênico, entre alguns dos
critérios) ou para evitar a coccidiose (ionóforos) na alimentação dos frangos. Essa
atitude já está bem consolidada no setor produtivo de carne, leite e ovos (GONZALES
et. al., 2012).
31
Magalhães (1998) demonstra que através do efeito do calor (cocção) e do
congelamento muitos dos antibióticos residuais são destruídos. Com exceção das
penicilinas, cloranfenicol e estreptomicina, os demais antibióticos são termolábeis e
seus metabólitos dificilmente produzirão efeitos adversos, embora sejam desconhecidos
seus destinos e toxicidades.
Sesti (2002), em defesa do uso de antibióticos, relata que podemos esperar
mudanças de desempenho zootécnico em lotes de frangos sendo alimentados com
rações sem aditivos antibióticos e/ou agentes anticoccidianos. Isto já vem sendo
percebido em larga escala em alguns países da Europa, onde a grande maioria destes
aditivos já foi banida da alimentação de frangos de corte. Principalmente em aves que
ocorreriam aumentos dos casos de enterite necrótica causa pelo Clostridium perfringem
e com consequente diminuição dos ganhos. Uma outra problemática colocada por Sesti
seria em relação ao melhoramento genético, pois todos os animais melhorados
geneticamente são mais susceptíveis a doenças quando não criados em ambientes
adequados, sendo que dessa forma perderíamos em produção, já que teríamos que
buscar animais mais rústicos, porém menos eficientes.
3.3.2 Probióticos como aditivos na dieta
Lilly e Stillwel (1965) usaram o nome probióticos para denominar substâncias
secretadas por um protozoário que estimularam o crescimento de outros, e Parker
(1974), para denominar suplementos alimentares destinados a animais, incluindo
microrganismos e substâncias que afetam o equilíbrio da microbiota intestinal.
Fuller (1989) considerou que os probióticos são suplementos alimentares que
contêm bactérias vivas que produzem efeitos benéficos no hospedeiro, favorecendo o
equilíbrio de sua microbiota intestinal, entanto Havenaar e Huis In’t Veld (1992)
consideraram que são culturas únicas ou mistas de microrganismos que, administrados a
animais ou humanos, produzem efeitos benéficos no hospedeiro por incremento das
propriedades da microbiota nativa.
Schrezenmeir e De Vrese (2001) propuseram que o termo probiótico deveria ser
usado para designar preparações ou produtos que contêm microrganismos viáveis
definidos e em quantidade adequada, que alteram a microbiota própria das mucosas por
implantação ou colonização de um sistema do hospedeiro, e que produzem efeitos
benéficos em sua saúde.
32
A modulação da microbiota intestinal pelos microrganismos probióticos ocorre
através de um mecanismo denominado "exclusão competitiva". Esse mecanismo impede
a colonização dessa mucosa por microrganismos potencialmente patogênicos, através da
competição por sítios de adesão, da competição por nutrientes e/ou da produção de
compostos antimicrobianos (KAUR et al., 2002; GUARNER e MALAGELADA,
2003).
A resistência aumentada contra patógenos é a característica mais promissora no
desenvolvimento de probióticos eficazes. O emprego de culturas probióticas exclui
microrganismos potencialmente patogênicos e reforça os mecanismos naturais de defesa
do organismo (PUUPPONEN-PIMIÄ et al., 2002).
Os probióticos podem também afetar patógenos através da síntese de
bacteriocinas (VILLANI et al., 1995; RODRIGUEZ, 1996; NAIDU et al., 1999), de
ácidos orgânicos voláteis (AUDISIO et al., 2000; JIN et al. 2000; OGAWA et al., 2001)
e de peróxido de hidrogênio (HAVENAAR et al., 1992; NAIDU et al., 1999), que têm
ação bacteriostática ou bactericida, especialmente em relação às bactérias patogênicas.
As bacteriocinas são substâncias antibióticas de ação local, que inibem o crescimento de
patógenos intestinais. As bactérias ácido lácticas produzem nisina, diplococcina,
lactocidina, bulgaricina e reuterina. Essas substâncias apresentam atividade inibitória,
tanto para bactérias gram-negativas quanto para gram-positivas (KEERSMAECKER et
al., 2006; CLEUSIX et al., 2007; CORR et al., 2007; LIMA et al., 2007), ou atuar sobre
o metabolismo celular, reduzindo a concentração de amônia no organismo (KOZASA,
1986), e liberando enzimas como a lactase (DE VRESE et al., 2001).
Os probióticos auxiliam a recompor a microbiota intestinal, através da adesão e
colonização da mucosa intestinal, ação esta que impede a adesão e subsequente
produção de toxinas ou invasão das células epiteliais (dependendo do mecanismo de
patogenicidade) por bactérias patogênicas. Adicionalmente, os probióticos competem
com as bactérias indesejáveis pelos nutrientes disponíveis no nicho ecológico. O
hospedeiro fornece as quantidades de nutrientes que as bactérias intestinais necessitam e
estas indicam ativamente as suas necessidades. Essa relação simbiótica impede
produção excessiva de nutrientes, a qual favoreceria o estabelecimento de competidores
microbianos com potencial patogênico ao hospedeiro. Além disso, os probióticos podem
impedir a multiplicação de seus competidores, através de compostos antimicrobianos,
principalmente as bacteriocinas (KOPP-HOOLIHAN, 2001; CALDER e KEW, 2002;
GUARNER e MALAGELADA, 2003).
33
Várias ações benéficas são atribuídas ao uso dos probióticos, principalmente
Bifidobactéria e Lactobacilos como, por exemplo, aumentam de maneira significativa o
valor nutritivo e terapêutico dos alimentos, pois ocorre aumento dos níveis de vitaminas
do complexo B e aminoácidos e absorção acrescida de cálcio, ferro e magnésio
(ROLFE, 2000; COUDRAY et al., 2005; SNELLING, 2005).
Como probióticos, são usados microorganismos do gênero dos Lactobacillus,
dos Bifidobacterium, bactérias ácido- lácticas, bactérias não ácido lácticas e leveduras
(Tabela 2). Os probióticos são usados em medicina humana na prevenção e tratamento
de doenças, na regulação da microbiota intestinal, em distúrbio metabólico
gastrintestinal, como imunomoduladores, e na inibição da carcinogênese. Em medicina
veterinária, além dessas aplicações, podem também ser usados como promotores de
crescimento, constituindo-se em uma alternativa aos antibióticos, cujo uso
indiscriminado pode também selecionar cepas resistentes.
3.3.3 Prebióticos como aditivos na dieta
Prebióticos são componentes alimentares não digeríveis que afetam
beneficamente o hospedeiro, por estimularem seletivamente a proliferação ou atividade
de populações de bactérias desejáveis no cólon. Adicionalmente, o prebiótico pode
Tabela 2. Microrganismos com propriedades de probióticos.
Lactobacillus Bifidobacterium Bactérias ácido lácticas
Bactérias não ácido
lácticas
L. acidophilus B. adolescentis Enterococcus faecalis
Bacillus cereus var.
toyoi
L. amylovorus B. animalis Enterococcus faecium
Escherichia coli cepa
nissle
L. casei B. bifidum Lactococcus lactis Propionibacterium
L. crispatus B. breve
Leuconstoc
mesenteroides Freudenreichii
L. delbrueckii
subsp. Bulgaricus B. infantis
Pediococcus
acidilactici
Saccharomyces
cerevisiae
L. gallinarum B. lactis
Sporolactobacillus
inulinus
Saccharomyces
boulardii
L. gasseri B. longum
Streptococcus
thermophilus
L. johnssonii
L. paracasei
L. plantarum
L. reuteri
L. rhamnosus
Adaptado de HOLZAPFEL et al, (2001).
34
inibir a multiplicação de patógenos, garantindo benefícios adicionais à saúde do
hospedeiro. Esses componentes atuam mais frequentemente no intestino grosso, embora
eles possam ter também algum impacto sobre os microrganismos do intestino delgado
(GIBSON, ROBERFROID, 1995; ROBERFROID, 2001; GILLILAND, 2001;
MATTILA-SANDHOLM et al., 2002).
Para uma substância ser classificada como prebiótico, ela não pode ser
hidrolisada ou absorvida na parte superior do trato gastrintestinal e deve ser substrato
para limitado número de bactérias benéficas, de modo que seja capaz de alterar a
microflora intestinal favorável e induzir efeitos benéficos intestinais ou sistêmicos ao
hospedeiro (DIONÍZIO et al., 2002).
Os prebióticos identificados atualmente são carboidratos não-digeríveis,
incluindo a lactulose, a inulina e diversos oligossacarídeos que fornecem carboidratos
que as bactérias benéficas do cólon são capazes de fermentar (CUMMINGNS e
MACFARLANE, 2002).
No entanto, nem todos os carboidratos que fermentam são classificados como
prebióticos, somente os frutanos, lactulose e transgalacto-oligossacarídeos têm
comprovação para a classificação como prebióticos (MENEZES et al., 2008).
Os prebióticos mais importantes são hexoses como glicose, frutose, galactose,
manose e pentoses como ribose, xilose e arabinose (VAN IMMERSEEL et al., 2004),
sendo que a frutose e a manose são, respectivamente, os componentes dos dois mais
importantes grupos de prebióticos utilizados atualmente, os frutoligossacarídeos (FOS)
e os mananoligosacarídeos (MOS).
Os transgalacto-oligossacarídeos (TOS) são misturas de oligossacarídeos
derivados da lactose por transglicolisação enzimática e são comercializadas no Japão e
na Europa na forma de suplementos dietéticos e utilizados em alimentos funcionais. Já a
lactulose é produzida pela isomerização da lactose resultando em dissacarídeo sintético
utilizado como medicamento laxativo para o tratamento de constipação (SOUZA et al.,
2010).
Carboidratos não digestíveis, como parede celular de plantas e leveduras, são
classificados nesse grupo, pois são constituídos de complexo de glicomanonoproteínas,
em particular de mananoligossacarídeos, capazes de ligarem-se à fímbria das bactérias e
inibir a colonização no TGI (Trato Gastro Intestinal). Podem também serem utilizados
como nutrientes pelas bactérias. Alguns autores atribuem aumentos na retenção de
35
alguns minerais e a mineralização óssea a suplementação com prebióticos (BRADLEY
e SAVAGE, 1994 e ONIFADE et al., 1999).
A velocidade de fermentação e a atividade de carboidratos não-digeríveis são
fatores primordiais para a saúde intestinal do hospedeiro. Novos tipos de
oligossacarídeos com velocidades de fermentação controladas serão desenvolvidos, de
modo a assegurar a fermentação uniforme, ao longo do cólon, da área proximal para a
distal (PUUPPONEN-PIMIÃ et al., 2002).
3.3.4 Simbióticos como aditivos na dieta
Um produto referido como simbiótico é aquele no qual um probiótico e um
prebiótico estão combinados. A interação entre o probiótico e o prebiótico in vivo pode
ser favorecida por adaptação do probiótico ao substrato prebiótico anterior ao consumo.
Isto pode, em alguns casos, resultar em vantagem competitiva para o probiótico, se ele
for consumido juntamente com o prebiótico. Alternativamente, esse efeito simbiótico
pode ser direcionado às diferentes regiões "alvo" do trato gastrintestinal, os intestinos
delgado e grosso. O consumo de probióticos e de prebióticos selecionados
apropriadamente pode aumentar os efeitos benéficos de cada um deles, uma vez que o
estímulo de cepas probióticas conhecidas leva à escolha dos pares simbióticos substrato-
microrganismo ideais (HOLZAPFEL e SCHILLINGER, 2002; PUUPPONEN-PIMIÄ
et al., 2002; MATTILA-SANDHOLM et al., 2002; BIELECKA et al., 2002).
De acordo com (GIBSON e ROBERFROID, 1995) a combinação de probióticos
e prebióticos, denominado simbiótico, pode ser benéfica ao hospedeiro por aumentar a
colonização (probióticos) e a sobrevivência de bactérias no trato gastrintestinal, uma vez
que os prebióticos estimulam o crescimento e aceleram o metabolismo de um limitado
número de microrganismo não patogênicos, melhorando a qualidade de vida do
hospedeiro.
O uso contínuo de probióticos e prebióticos permite a redução de resíduos
químicos em carcaça, o controle de salmoneloses, a redução de colesterol e a
imunoestimulação, potencializando a produção e os programas sanitários como as
vacinações em aves e em outros animais de interesse econômico (MARTIN, 1994).
36
3.4 Efeitos dos probióticos como imuno-estimulate
Em aves, existem três diferentes tipos de anticorpos ou imunoglobulinas: IgA,
IgM e IgY. A imunoglobulina IgA é o principal anticorpo presente nas mucosas e IgY
corresponde a 75% do total de imunoglobulinas no soro. A imunidade humoral pode ser
mensurada pela detecção, quantificação e caracterização das variáveis de anticorpos,
antígenos ou citocinas específicos no soro sanguíneo (TIZARD, 2010). Como resultado,
a evidenciação de anticorpos específicos nestes testes sorológicos, caracteriza exposição
atual ou anterior a antígenos específicos e que pode ser identificada pela diversidade
funcional das classes de imunoglobulinas e a ordem que se apresentam nos fluidos
biológicos.
Profusa bibliografia, a maioria relatando estudos com bactérias ácido-lácticas,
demonstra que os probióticos têm efeito imuno-estimulante em animais e no homem,
apesar de ainda não estarem esclarecidos os mecanismos pelos quais isto ocorre
(CROSS, 2002).
Esse efeito pode estar relacionado à capacidade de os microrganismos do
probiótico interagirem com as placas de Peyer e as células epiteliais intestinais,
estimulando as células B produtoras de IgA e a migração de células T do intestino
(PERDIGÓN e HOLGADO, 2000). Também tem sido demonstrado que os probióticos
favorecem a atividade fagocítica inespecífica dos macrófagos alveolares, sugerindo ação
sistêmica por secreção de mediadores que estimulariam o sistema imune (CROSS,
2002).
O efeito dos probióticos sobre a resposta imune tem sido bastante estudado.
Grande parte das evidências de sistemas in vitro e de modelos animais e humanos
sugere que os probióticos podem estimular tanto a resposta imune não-específica quanto
específica. Acredita-se que esses efeitos sejam mediados por ativação dos macrófagos,
por aumento nos níveis de citocinas, por aumento da atividade das células destruidoras
naturais (NK - "natural killer") e/ou dos níveis de imunoglobulinas. Merece destaque o
fato de que esses efeitos positivos dos probióticos sobre o sistema imunológico ocorrem
sem o desencadeamento de uma resposta inflamatória prejudicial. Entretanto, nem todas
as cepas de bactérias láticas são igualmente efetivas. A resposta imune pode ser
aumentada, quando um ou mais probióticos são consumidos concomitantemente e
atuam sinergisticamente, como parece ser o caso dos Lactobacillus administrados em
37
conjunto com Bifidobacterium (KOPP-HOOLIHAN, 2001; CALDER e KEW, 2002;
VAN DE WATER, 2003).
Alguns gêneros de bactérias intestinais, como o Lactobacillus e o
Bifidobacterium estão diretamente relacionados com o estímulo da resposta imune por
aumento da produção de anticorpos, ativação de macrófagos, proliferação de células T e
produção de interferon, entre outros. Entretanto, o verdadeiro mecanismo pelos quais
essas bactérias estimulam o sistema imune ainda permanece com muitos pontos a serem
esclarecidos (FULLER, 1991; ISOLAURI et al., 2001; MATSUMOTO et al., 2005;
RINNE et al., 2005; PELUSO et al., 2007).
3.5 Água Modificada
Segundo Richardson (2003), o processo de desinfecção para obtenção de água
potável foi o maior triunfo da saúde pública do século XX. Antes de seu uso
generalizado, milhões de pessoas morriam por causa de doenças como cólera e febre
tifóide.
Atualmente, desinfecção de águas pode ser feita tanto por agentes químicos
quanto físicos, sendo os agentes químicos mais comuns o cloro, o dióxido de cloro e o
ozônio, além do peróxido de hidrogênio, do ácido acético, do bromo, do iodo, do
permanganato de potássio e do cloreto de bromo. Como agentes físicos destacam-se a
radiação UV, a radiação gama e a radiação solar (DI BERNARDO e DANTAS, 2005;
LIBÂNIO, 2005).
O desinfetante químico mais utilizado mundialmente na desinfecção para a
produção de água potável é o cloro. Este agente é empregado como desinfetante
primário na maioria das estações de tratamento de água superficial ou subterrânea.
(DANIEL, 2001; JACANGELO e TRUSSELL, 2001; SILVEIRA, 2004). O efeito do
cloro livre e combinado inativa as bactérias pela alteração da permeabilidade da
membrana celular, liberando os componentes citoplasmáticos para o meio (SHANG;
BLATCHLEY, 2001; SILVEIRA, 2004).
Apesar da eficiência germicida do cloro contra bactérias e alguns vírus, a
toxicidade potencial dos subprodutos da cloração torna o processo cada vez menos
atrativo. Os compostos clorados têm algumas desvantagens que limitam crescentemente
seu uso, tanto no tratamento de água quanto na indústria de alimentos, pois a cloração
pode conduzir à formação de compostos organoclorados, trihalometanos (THMs) e
38
ácidos haloacéticos, que são mutagênicos, tóxicos e carcinogênicos em água, em
alimentos ou em superfícies de contato (LAZAROVA et al., 1999; PRESTES, 2007).
Desinfetantes alternativos vêm sendo aplicados em substituição ou em
combinação com o cloro, (DANIEL, 2001; SILVEIRA, 2004; PRESTES, 2007), sendo
o ozônio utilizado em larga escala na Europa (DI BERNARDO e DANTAS, 2005;
LIBÂNIO, 2005; RICHTER e AZEVEDO NETTO, 2005).
O ozônio é um poderoso agente oxidante, eficaz na inativação de bactérias,
bolores, leveduras, vírus, protozoários, inclusive formas esporuladas e cistos de
protozoários, que são mais resistentes (USEPA, 1999 LAPOLLI et al., 2003; SOUZA,
2006).
O ozônio inativa diversas bactérias, incluindo gram-negativas e gram-positivas,
células vegetativas e formas esporuladas, além de componentes do envoltório celular,
esporos fúngicos ou capsídeos virais, em concentrações relativamente baixas e em
reduzido tempo de contato (KIM et al., 1999 KHADRE et al., 2001; PRESTES, 2007).
A redução ou a inativação da população microbiana devido a ozonização depende da
concentração de ozônio, do tempo de aplicação e do microrganismo envolvido.
O efeito bactericida do ozônio já foi documentado para uma grande variedade de
microrganismos, incluindo bactérias gram-positivas e gram-negativas. As bactérias
gram-negativas possuem maior sensibilidade ao ozônio quando comparadas com as
bactérias gram-positivas, pois possuem menor quantidade de peptídeoglicano em sua
parede celular (RUSSEL et al., 1999).
Florjanic e Kristl (2006) verificaram na produção de leite, que os sistemas de
purificação, armazenamento e distribuição da água na temperatura ambiente são
altamente suscetíveis à contaminação e à formação de biofilme, logo, investiram por
quatro anos as contagens de placas heterotróficas e a concentração dos compostos
orgânicos totais na água com concentrações de ozônio em 70 +/- 20 ppb na produção e
250 +/- 50 ppb no regime de desinfecção. Concluíram que o nível especificado do
ozônio impede o crescimento e a formação de biofilme no sistema da distribuição de
água.
Biofilmes são definidos como populações bacterianas em matriz-fechada
aderentes umas às outras e ou a superfícies ou interfaces. Esta definição inclui
agregados microbianos, flocos e também populações aderentes dentro dos espaços dos
poros e meios porosos (COSTERTON E LEWANDOWSKI, 1995). Basicamente os
biofilmes são constituídos por bactérias e biopolimeros extracelulares que elas
39
produzem (ARCURI, 2000). Podendo também conter fungos e ou protozoários, de
modo isolado ou em combinação (JAY, 2005). Durante a formação do biofilme, um
agregado de células se insere em uma matriz de substancias exopoliméricas que dão
origem a uma estrutura rígida de três dimensões (DEMUTH e LAMONT, 2006).
O Gerador de Fotoeletróns (Figura 01), é construído como um condensador. Os
micros fragmentos de cerâmica radiantes destinam-se a executar vórtices múltiplos, em
sentido horário e anti-horário. Estes fragmentos ficam acondicionados dentro de
invólucros. Sob pressão da água, as posições angulares dos invólucros e o desenho dos
fragmentos geram internamente milhões de microbolhas e múltiplos vórtices,
simultaneamente, gerando carga elétrica, através da energia do atrito da água passante,
que é condensada em carga elétrica positiva e negativa. Os elétrons negativamente
carregados permanecem na água, para formar íons negativos, enquanto que parte da
carga elétrica positiva é descarregada através de uma conexão de aterramento.
Figura 1. - Gerador de Fotoeletrôns – Funcionamento interno – Corte transversal.
Fonte: http://www.dileka.com.br/index.html
O íon é um átomo que ganhou uma carga elétrica, através do ganho ou da perda
de um elétron. Um átomo é composto de um núcleo formado por prótons (positivos),
nêutrons (neutros) e elétrons (negativos) gravitando em torno do núcleo. Normalmente,
os átomos possuem o mesmo número de elétrons e prótons. Os elétrons movem-se
livremente de um átomo a outro. Quando um átomo ganha um elétron, ele passa a ser
chamado de íon negativo, e quando perde um elétron passa a ser chamado de íon
positivo. Redução alternativa significa a adição de um elétron (e-), e seu contrário,
40
oxidação, significa a remoção de um elétron. A adição de um elétron (redução)
armazena energia no composto reduzido. A remoção de um elétron (oxidação) libera a
energia do composto oxidado. Toda vez que uma substância é reduzida, outra é oxidada.
(Figura 02).
Figura 2. - Mecanismo de Oxidação e Redução.
Fonte: http://www.netxplica.com
Os radicais livres com elétrons ímpares são instáveis e possuem alto potencial de
oxidação, o que significa que são capazes de roubar elétrons de outras células. Este
mecanismo químico é muito útil em desinfetantes, tal como o peróxido de hidrogênio e
o ozônio, que podem ser usados para esterilizar ferimentos ou instrumentos médicos.
Dentro do corpo, estes radicais livres são necessários, devido à habilidade de atacar e
eliminar bactérias, vírus e outros produtos de excreção. Problemas surgem, contudo,
quando demasiadas destas moléculas de oxigênio ativo, ou radicais livres, são
produzidos no corpo. Os estudos mostram que cerca de 2% que respiramos se
transforma em radicais livres extras, são extremamente reativos e podem aderir a células
normais e saudáveis, danificando-as. Estes radicais de oxigênio ativo roubam elétrons
de moléculas biológicas normais e saudáveis. Este roubo de elétrons pelo oxigênio ativo
oxida os tecidos e pode causar todo tipo de doenças degenerativas. O cloro usado para
desinfetar a água também é extremamente reativo. O cloro atua roubando elétrons de
organismos vivos próximos.
A habilidade de remoção de oxigênio ativo é chamada de “Atividade
Sequestradora do Radical Superóxido” (Superoxide Scavenging Activity, ou SOSA). A
41
SOSA da água pode ser medida pelo método de Ressonância de Spin Eletrônico ou
ESR, semelhante à RMN (Ressonância Magnética Nuclear usada em hospitais).
O Gerador de Fotoeletrons, nome comercial “Dileka”, é capaz de combater
bactérias do tipo Legionella e E-coli através da habilidade desinfetante do
infravermelho e a habilidade dos íons negativos de deter a proliferação de patógenos.
Sob a ação dos íons negativos e pela redução induzida na separação eletrostática, os
trihalometanos (THMs) que são mutagênicos, tóxicos e carcinogênicos em água, são
degradados.
3.6 Respostas imunológica às vacinas de Bronquite Infecciosa das Galinhas (BIG) e
Doença de Newcastle (DN)
Como conceito biológico, imunidade significa a resposta desencadeada a agentes
estranhos e proteção contra doenças, principalmente, doenças infecciosas (ABBAS,
2008).
O estado imunológico tem papel primordial na manutenção da homeostasia e no
combate a desafios contra agentes patogênicos; fatores estes determinantes para a
manutenção da sanidade animal. Quando essa homeostase é quebrada, a resposta
imunológica consome grande parte dos recursos orgânicos (energia e nutrientes)
(KLASING e KOVER, 1997).
O sistema imune das aves possui diversas semelhanças com o de mamíferos,
porém apresentam características únicas (DAVISON, 2008).
As aves possuem uma distinção quanto as células polimorfonucleares em relação
a mamíferos: possuem heterófilos, mas não possuem neutrófilos e eosinófilos
(BROWNLIE e ALLAN, 2011).
Os heterófilos, equivalentes aos neutrófilos em mamíferos, são considerados
importantes na resposta imune inata, desencadeando a explosão respiratória com
consequente produção de reativos de oxigênio que eliminam os patógenos após a
fagocitose (KAISER, 2010).
Embora, por diversas vezes, a resposta imune inata seja suficiente para debelar a
invasão das barreiras naturais, em outras ocasiões a resposta imune adaptativa é
requerida quando há persistência dos patógenos, resultando em células que irão
promover a memória imunológica (JEURISSEN et al., 2002).
A resposta imune adaptativa pode ser humoral (com produção de anticorpos) e
resposta imune celular (realizada pelos linfócitos T) e ambas atuam conjuntamente nas
respostas a invasão microbiana (JEURISSEN et al., 2002; HOLT et al., 2005).
42
A imunocompetência é a capacidade que o organismo possui em produzir uma
resposta imune eficiente contra substâncias estranhas. A pesquisa laboratorial para
avaliação da resposta imune, pode ser utilizada para verificar a resposta inata e
adquirida (humoral e celular) (ABBAS, 2008).
A imunidade humoral, pode ser mensurada pela detecção, quantificação e
caracterização das variáveis (de anticorpos, antígenos ou citocinas) específicos no soro
sanguíneo (TIZARD, 2010).
A utilização do soro para mensurar a interação antígeno-anticorpo é denominada
sorologia (TIZARD, 2010). Como resultado, a evidenciação de anticorpos específicos
nestes testes sorológicos, caracteriza exposição atual ou anterior a antígenos específicos
e que pode ser identificada pela diversidade funcional das classes de imunoglobulinas
(IgA, IgM e IgY ou IgG) e a ordem que se apresentam nos fluidos biológicos.
3.6.1 Bronquite infecciosa das galinhas (BIG)
A bronquite infecciosa das galinhas (BIG) é uma doença aguda, altamente
contagiosa, causada por um Coronavírus que acomete a espécie Gallus gallus
domesticus, infectando células dos aparelhos respiratórios e genito-urinário das galinhas
(KING e CAVANAGH, 1991; SANTOS et al., 2005). A BIG foi descrita pela primeira
vez por Schalk e Hawn (1931) na Cidade Dakota do Norte, EUA, espalhando-se
rapidamente por todo o país (COOK, 1997). Nos anos 40 foi descrito o impacto da BIG
na produção e qualidade dos ovos e na década de 60 a síndrome nefrite-nefrose foi
relatada na Austrália (KING e CAVANAGH, 1991). No Brasil, a BIG foi diagnosticada
pela primeira vez no ano de 1957 pelo Professor Hipólito no Estado de Minas Gerais
(HIPÓLITO et al., 1979).
A importância econômica dessa doença decorre da diminuição na produção e
qualidade interna e externa dos ovos, diminuição da eclodibilidade, diminuição da
eficiência alimentar e do ganho de peso e aumento da mortalidade e da condenação de
carcaças ao abate, além dos gastos com medicamentos para debelar infecções
bacterianas secundárias (HIPÓLITO et al., 1979; ROCHA, 2000; RESENDE, 2003).
O BIG, após um período de incubação de 18 a 36h, é replicado com altos títulos
primeiramente nas células epiteliais ciliadas da mucosa do aparelho respiratório,
seguindo uma fase de viremia por 1 a 2 dias após a infecção, o que possibilita a
distribuição viral para os diversos tecidos para os quais o agente possui tropismo.
43
Eventualmente, o vírus causa os principais danos no aparelho genito-urinário. O trato
intestinal é outro possível sítio da infecção primária. A infecção primária no trato
respiratório superior pode resultar em doença menos severa do que quando a infecção
primária ocorre no trato respiratório inferior (KING e CAVANAGH, 1991; MURPHY
et al., 1999; ROCHA, 2000).
Na avicultura industrial mundial, o controle da BIG tem sido feito, com relativo
sucesso, pela combinação de medidas básicas de Biosseguridade (isolamento, higiene,
lotes com idade única, controle de trânsito de veículos e pessoas, "all-in-all-out" e vazio
sanitário), que incluem programas de vacinação desenvolvidos de acordo com a região
ou país (HOERR et al., 1999; RESENDE, 2003; BERNARDINO, 2004).
Em avicultura de postura, os programas de vacinação durante os períodos de cria
e recria geralmente contemplam a administração de vacinas vivas atenuadas seguidas de
vacinação utilizando antígeno inativado antes da fase de produção. A vacinação durante
a fase de produção é uma prática adotada por várias empresas em todo o mundo nesse
tipo da ave (RESENDE, 2003).
No Brasil, a vacinação contra o BIG tem sido feita desde 1980 e o único
sorotipo/genótipo liberado pelos órgãos oficiais é o Massachusetts (RESENDE, 2003;
BERNARDINO, 2004).
Apesar dos programas de vacinação sistemática contra o BIG, os surtos da doença
continuam ocorrendo em plantéis vacinados em vários países, inclusive no Brasil. Esses
surtos têm ocorrido devido a vários fatores que podem estar diretamente relacionados à
vacina: como hipervariabilidade viral, alta ou baixa atenuação do vírus vacinal; e à ave:
como processos imunodepressores, destacando-se a DIB e outras doenças
concomitantes, manejo geral inadequado ou falhas diretas no processo de vacinação
(RESENDE, 2003; BERNARDINO, 2004).
3.6.2 Doenças de Newcastle (DN)
O primeiro relato reconhecendo o termo Doença de Newcastle (DN) em aves
ocorreu em 1926, em Java, na Indonésia (KRANEVELD, 1926) e em Newcastle, na
Inglaterra (DOYLE, 1927). Entretanto, há relatos de doença similar na Europa Central
antes desta data (HALASZ, 1912). Em particular, Macpherson (1956) atribuiu a morte
de todas as aves no oeste da Escócia em 1896 por DN. É possível, portanto, que a DN
44
tenha ocorrido em aves antes de 1926, mas ela tornou-se conhecida a partir da
ocorrência na cidade de Newcastle.
É uma enfermidade viral aguda, notificável, altamente contagiosa que acomete
aves silvestres e comerciais. Os sinais clínicos podem variar entre quadros
gastrointestinais agudos, acompanhados de anorexia, letargia e cianose, até conjuntivite,
edemas, diarreia (fezes esverdeadas) e doença respiratória aguda com exsudatos em
trato respiratório superior e dispneia, ou ainda doença crônica do sistema nervoso
central com opistótono, torcicolo, tremores e paralisia de membros (ZANETTI, 2005).
A infecção pode ocorrer através de inalação ou ingestão, sendo que o vírus está
presente no ar exalado pelas aves, nas fezes e em toda parte da carcaça da ave durante a
infecção aguda e na morte. A contaminação de outras aves pode se dar por meio de
aerossóis e pela ingestão da agua ou alimentos contaminados. Quanto à transmissão
vertical do vírus, parece não ocorrer, a maioria das aves infectadas cessam a oviposição
e se o ovo se infectar o embrião sucumbirá. A intervenção humana é provavelmente o
método mais comum de infecção em aviários industriais, as roupas e sapatos de pessoas
que manuseiam aves infectadas são imediatamente contaminados. Assim como a
comida, água, equipamento usados ou expostos a áreas contaminadas são, também, um
meio mecânico de disseminação do vírus contagioso. O período de incubação nas aves é
de aproximadamente cinco dias, mas pode variar de 2 a 15 dias (JONES, 2006).
Nas aves industriais, segundo Alexander (1997), o controle da DN consiste na
adoção de um conjunto de medidas tais como: políticas internacionais de controle
regulamentadas através da OIE (2000), políticas nacionais de controle, com destaque
para o PNSA, práticas de biossegurança e medidas de vacinação.
45
4 MATERIAL E MÉTODOS
4.1 Local
Foi conduzido um ensaio no Setor de Avicultura, na Unidade de Pesquisa e
Desenvolvimento de Brotas/APTA Regional/APTA, Brotas, SP, durante o período de
11 de Maio de 2015 a 03 de Julho de 2015.
4.2 Ensaio de desempenho
Como fase de adaptação as 192 aves da linhagem Isa Brown foram alojadas
desde o primeiro dia de vida no aviário preparado para o experimento, em box de 1,0 x
2,0 m, com estrutura de aquecimento para os primeiros 15 dias, água e ração ad libitun,
seguindo o desenvolvimento corporal da ave de acordo com o manual da linhagem para
fase de cria, até a sexta semana de vida.
O ensaio de desempenho foi realizado durante a fase de recria de poedeiras
semipesadas da linhagem Isa Brown, que compreendeu o período de 7 a 14 semanas de
idade das aves, com objetivo de avaliar o efeito de aditivos alternativos em substituição
a antimicrobianos na ração. As 192 frangas da linhagem Isa Brown foram avaliadas da
sétima semana até a décima quarta semana de idade, alojadas em um aviário de
cria/recria medindo 6,0 x 18,0 m, sendo as laterais formadas por 0,50 m de muretas e
1,50 m de telas de arame galvanizado equipadas com cortinas externas e internas, com
oitões fechados e cobertura de telha francesa, contendo 24 boxes no chão e com
corredor de serviço, específicos para criação nesta fase. Os boxes com dimensões de 1,0
x 2,0m foram telados e equipados com comedouros tipo pendular e bebedouros tipo
nipple. Cada boxe foi revestido com cama de maravalha, com espessura aproximada de
5 cm, durante todo o período experimental, com a finalidade de oferecer maior conforto
aos animais. A temperatura ambiental e a umidade relativa do ar foram registradas
diariamente, procedendo-se ao manejo adequado de cortinas para a garantia do conforto
térmico das aves.
O manejo dos animais foi similar ao recomendado pelo manual de criação da
linhagem Isa Brown para a fase de recria, com as aves recebendo água limpa ad libitum
e vacinadas contra as doenças de marek, newcastle, bronquite, gumboro, coccidiose,
coriza, micoplasma, bouba, encefalomielite, pneumovírus, colli e salmonela.
46
No primeiro dia do experimento foram distribuídas aleatoriamente oito aves por
boxe, que foram submetidas a idênticas condições de manejo e alimentação com água e
ração à vontade. Não foi utilizado programa de luz artificial nesta fase.
4.2.1 Delineamento experimental
As 192 poedeiras semipesadas foram distribuídas em um delineamento
inteiramente casualizado (DIC) recebendo quatro tratamentos, com seis repetições de
oito aves cada (Tabela 3).
Tabela 3. Nomenclatura dos tratamentos.
Tratamentos Inclusão ração
T1 Ração basal com antimicrobianos 40g/tonelada ração
T2 Ração basal sem antimicrobianos -
T3 Ração basal com probióticos 2 kg/ton. Ração
T4 Ração basal sem antimicrobianos + água modificada (Dileka) -
Todas as aves foram submetidas às mesmas condições de manejo durante todo
período experimental. As inclusões dos aditivos seguiram as recomendações dos
fabricantes. O sulfato de colistina foi adicionada à ração como antimicrobiano na
dosagem de 40g/tonelada e o probiótico foi constituído de cepas de microrganismos
(Leveduras e Lactobacilos), que foram adicionados às rações experimentais na
proporção de 2,0 kg por tonelada. Devido a um compromisso de confidencialidade com
a empresa fabricante, o probiótico que foi utilizado no experimento não poderá ser
divulgado, sabendo restritamente que se tratava de um composto de Leveduras e
Lactobacilos.
A água de poço artesiano era captada e levada por sistemas de tubulação até uma
caixa dágua com capacidade de 310 litros, instalada nas terças internas do telhado, no
interior do galpão. A distribuição da água foi feita, através da instalação de duas linhas
de água distintas. Em uma das linhas, a água saia da caixa de 310 litros diretamente para
o reservatório de uma das linhas de bebedouros nipples já instalada em um dos lados do
galpão e abastecia todos os outros tratamentos com água natural. Já para o tratamento
com água modificada, foi necessária a instalação de outra linha de água da caixa dágua
de 310 litros. Para isso, foi instalada uma mangueira laranja entre a caixa de 310 litros e
47
o equipamento Dileka (com fio aterrado), outra mangueira da saída do Dileka e que foi
acoplada a um galão com capacidade para 200 litros e deste com auxílio de outra
mangueira, a água seguia diretamente para o reservatório do outro sistema nipple
independente que foi instalado do outro lado do galpão e que fornecia a água
modificada ao grupo 4 (Figura 03).
Figura 3. - Instalação do equipamento Dileka em uma das linhas de água com sistema nipples do
experimento.
Fonte: Carla Cachoni Pizzolante.
Devido a um compromisso de confidencialidade com a empresa fabricante, o
probiótico que foi utilizado no experimento não poderá ser divulgado, sabendo
restritamente que se tratava de um composto de Leveduras e Lactobacilos.
4.2.2 Rações experimentais
Para o estudo, as rações experimentais todas isonutritivas, foram formuladas à
base de milho e farelo de soja, de acordo com o manual de criação da linhagem e as
matérias-primas tabeladas por Rostagno et al. (2011) e encontram-se na Tabela 4 e 5.
48
Tabela 4. Composição das dietas experimentais, fornecidas na fase de recria (7 a 14 semanas de idade).
Recria
Descrição Crescimento
Desenvolvimento
Idade das aves
7 a 11 semanas 12 a 15 semanas
Milho grão 61,9 57,7
Soja Farelo (46% PB) 26,1 18,6
Farelo de trigo 8,7 20,8
Calcário 38% Ca 1,1 1,2
Fosfato bicálcico 1,2 0,9
Suplemento vitamínico e mineral1 0,4 0,4
Sal 0,3 0,3
DL-Metionina 99% 0,2 0,1
L-Lisina 78% 0,1 -
Fitase 10000 (Poedeira) 0,003 0,003
TOTAL 100,0 100,0
(1) Produto Comercial BROVO CRIA/RECRIA 0,7; Níveis nutricionais por kg de ração: Vit. A –
2.500.000 UI; Vit. D3 – 625.000 UI; Vit. E 6.250 UI; Vit. K – 500 mg; Vit. B1 – 500 mg; Vit.B2 – 1.500
mg; Vit.B6 – 750 mg; Vit. B12 – 3.000 mcg; Niacina – 8.500 mg; Biotina – 18 mg; Ac. Pantotenico –
3.275,000 mg; Ac. Folico – 175 mg; B.H.T. – 20 mg; Fitase – 50.000 ftu; Metionina – 173,25 g; Colina –
32,56 g; Cobre – 2.500 mg; Ferro – 12.500 g; Iodo – 300 mg; Manganês – 20 g; Selênio – 50 mg; Zinco –
15,000 g.
49
Tabela 5. Composição nutricional calculada* para rações na fase de recria (7 a 14 semanas).
Recria
Composição Crescimento Desenvolvimento
Nutricional (%) 7 a 11 semanas 12 a 15 semanas
EM/Aves (Kcal/kg) 2.874,7 2.749,7
Proteína Bruta (%) 18,0 16,0
Extrato Etéreo % 3,2 3,3
Fibra bruta % 3,7 4,1
Cálcio (%) 0,9 0,9
Fósforo Total (%) 0,7 0,7
Fósforo disponível (%) 0,5 0,4
Sódio (%) 0,1 0,1
Cloro % 0,2 0,2
Lisina total % 1,0 0,8
Lisina digestível para aves % 0,8 0,6
Metionina total (%) 0,5 0,4
Metionina digestível para aves % 0,4 0,3
Metionina+Cistina Total (%) 0,8 0,7
Metionina+Cistina digestível para aves % 0,7 0,5
Treonina Total (%) 0,7 0,6
Treonina digestível para aves % 0,5 0,4
Triptofano total % 0,2 0,2
Triptofano digestível para aves % 0,2 0,1
Arginina total % 1,2 1,0
Isoleucina total % 0,9 0,8
Valina total (%) 0,8 0,7
Ácido linoléico % 1,6 1,7
Xantofilas (mg) 11,1 10,4
*Rostagno, et al., 2011.
50
4.2.3 Vacinação e Protocolo vacinal
As aves foram vacinadas profilaticamente para as principais enfermidades
susceptíveis na avicultura de postura, obedecendo um protocolo descrito na Tabela 6.
Tabela 6. Protocolo de vacinação de poedeiras semipesadas na fase de cria e recria.
Idade das aves Vacina Via de aplicação
1 dia Marek
7 dias - Bronquite (H120)
- Newcastle (La sota)
- Gumboro suave
Salmonela enteritidis
Ocular
14 dias - Pneumovirus
- Gumboro suave
Ocular
21 dias - Gumboro forte Ocular
28 dias - Bronquite (H120) (2ª dose)
- Newcastle (La sota)
- Gumboro forte
Ocular
35 dias - coriza aquosa
- Micoplasma
Intramuscular
Ocular
42 dias - Bouba
- Encefalo
membrana da asa
56 dias - Bronquite (H120)
- Newcastle (La sota)
- Salmonela enteritidis (2ª dose)
Ocular
63 dias 2ª dose Pneumovírus (cabeça inchada)
- Colli
Água
4.2.4 Parâmetros avaliados
4.2.4.1 Desempenho
Para efeito da avaliação dos resultados, foram estabelecidos 8 semanas, que
compreendeu a fase de recria, onde as aves receberam água e ração a vontade e foram
pesadas as sobras de ração de cada box para a estimativa do consumo médio de ração
por ave alojada a cada 7 dias.
51
Foram determinados o desempenho através do Peso médio inicial (g), peso
médio final (g), consumo de ração médio (CR), consumo de ração médio diário (CRD),
consumo de ração acumulado (CRA), ganho de peso médio (GP), ganho de peso médio
diário (GPD), índice de conversão alimentar (CA) e viabilidade (%).
Para obtenção destes dados, foram realizadas pesagens das aves ao início e a
cada 7 dias. Semanalmente foram avaliadas as variáveis consumo de ração (g/ave/dia)
pela diferença entre a ração fornecida e a sobra de cada período experimental, não
houve mortalidade; ganho de peso (g) e de viabilidade (%).
4.2.4.2 Análise sorológica
A coleta de sangue foi realizada no período da noite, com jejum prévio de 1 hora,
através de veno-punção da veia braquial direita. Foram coletados 3 mL de sangue de
cada ave em tubos a vácuo, sem anticoagulante, para a obtenção do soro sanguíneo,
conforme indicado pelo laboratório dos kits reagentes utilizados no experimento. As
coletas foram realizadas em 24 frangas ao início (29 de maio de 2015), meio (15 de
junho de 2015) e final do experimento (03 de julho de 2015), para avaliação sorológica
e verificação da imunidade vacinal contra as doenças de Newcastle e Bronquite aviária.
Ambas as vacinas foram aplicadas aos 7 dias (via ocular), 28 e 56 dias (na água de
bebida).
4.2.4.3 Análise de vísceras
Ao final do experimento com 14 semanas de idade (03 de julho de 2015) foram
escolhidas e retiradas uma ave por parcela, fundamentando-se no peso médio da parcela,
totalizando seis aves por tratamento, num total de 24 aves. As aves foram pesadas para a
avaliação do peso corporal, do peso relativo e posteriormente eutanasiadas, obedecedo
os critérios para a espécie, conforme protocolo do comitê de ética numero 218/15 e
dissecadas para coleta do material de interesse: glândulas (fígado e pâncreas) e órgãos
(intestino). O comprimento e o peso das diversas porções do trato intestinal limpo
(duodeno, jejuno, íleo, ceco e cólon-reto) foram aferidos, utilizando-se balança de
precisão e uma fita métrica.
52
4.2.4.4 Análises de histomorfometria
O intestino delgado foi pesado e seus segmentos foram individualizados e
pesados. Amostras de 1,0 cm da porção média do duodeno, jejuno e íleo foram
cuidadosamente coletadas, lavadas em água destilada, estendidas pela túnica serosa e
abertos e fixadas com formol 10%. Posteriormente, o material foi desidratado em séries
crescentes de álcool de 70% até 100%. As amostras foram recortadas, diafanizadas em
benzol, processadas, e inclusas em resina histológica. A seguir, foram realizados cinco
cortes histológicos semisseriados de sete micrômetros de espessura e corados segundo a
técnica de Hematoxilina e Eosina – HE (TOLOSA et al. 2003). Posteriormente o
material foi acondicionado em caixas histológicas devidamente enumeradas. As lâminas
coradas foram analisadas ao microscópio de luz. A nomenclatura anatômica utilizada foi
a de Mclelland (1993). As lâminas coradas foram analisadas Departamento de
Morfologia e Fisiologia Animal, Unesp de Jaboticabal ao microscópio de luz. As
imagens pertinentes à avaliação morfométrica foram capturadas na microcâmera
Olympus DP 11 acoplada ao microscópio de luz e armazenadas em um pendrive. As
fotomicrográficas foram descarregadas em um microcomputador e a análise
morfométrica foi realizada no programa Image Pro Plus, Media Cybernetics®, Brasil,
versão 6.0. As medidas da mucosa incluíram a profundidade das criptas intestinais e
altura e a largura das vilosidades intestinais. O comprimento da vilosidade foi tomado a
partir da região basal da mesma, que coincide com a porção superior da cripta. Foi
traçado uma reta entre os dois pontos da base e outra reta paralela a primeira,
tangenciando o ápice do vilo, sendo que a distância entre essas duas retas corresponde
ao comprimento do vilo. A profundidade da cripta, foi tomada da sua base até a região
de transição cripta-vilo. Foram medidos os comprimentos de 6 vilos e a profundidade de
6 criptas, bem orientados, em cada lado dos cortes na sequência em que se encontravam
do intestino delgado e medidos os seus comprimentos (µm) em linha reta. As medidas
em altura das vilosidades foram tomadas a partir da base superior da cripta até o ápice
da vilosidade e as criptas foram medidas entre as vilosidades da base inferior até a base
superior da cripta (FUKAYAMA et al, 2005; GAVA, 2012).
53
4.2.4.5 Análises microbiológicas das rações e cama
As rações experimentais foram elaboradas na fábrica de ração CEZE Rações em
Santa Bárbara do Oeste-SP. Após a homogeneização do material a ser analisado, foi
feita a coleta de maneira asséptica em porções representativas da massa total em frascos
estéreis, em quantidade igual ou superior a 500 g. As amostras foram coletadas,
acondicionadas, identificadas e posteriormente encaminhadas ao Laboratório de
Produção de Anticorpos e Imunensaios do Instituto de Zootecnia. Três a mostras por
tratamento foram mantidas fechadas em potes plásticos em geladeira regulada para
manter a temperatura abaixo de 4 a 12°C, para posterior análises. Efetuou-se análise de
09 amostras envolvendo as rações experimentais, sendo avaliadas a contagem de
microrganismos totais de acordo com a metodologia preconizada pela Apha (2001).
Pesou-se 1 g de cada amostra que foi diluída em 50 mL de salina. Em seguida foram
realizadas 10 diluições seriadas na base 10 e a partir destas, foram semeadas em BDA
(Batata 200 g, Dextrose 20 g, Agar 20g e água 01 litro). As batatas foram picadas,
cozidas em 500 mL de água até que ficassem macias. O material foi coado em filtro,
adicionando-se os outros reagentes e o volume completado para 1 L, posteriormente
foram autoclavadas por 20 minutos a 1 atm. O meio foi vertida em placas de Petri de
9X15 mm. Após incubação por 24 horas a 35 °C foram contadas as unidades
formadoras de colônias nas placas (UFC/g).
As amostras de cama, num total de 24, foram coletadas na área experimental,
homogeneizadas e acondicionadas em refrigeração também foram pesadas e diluídas da
mesma forma que as amostras de ração.
A contagem de coliformes totais e E. coli nas amostras de ração foram realizadas
utilizando o kit comercial Coli test, com 1 g por litro de cada amostra de ração,
incubados a 37 °C por 48 horas para a contagem de coliformes totais, e posterior prova
da presença de E. coli, com o teste de indol e fluorescência, ambos indicados no teste
comercial (Duarte et al., 2014).
Resultado do teste de coliformes totais e E. coli: foram todos negativos nas 9
amostras de ração.
Uma vez que as análises foram preconizadas para a cama das aves, não foi
realizado as contagens de coliformes para as amostras de cama coletadas.
Ao final do experimento foram coletadas 24 amostras de cama simples dos
boxes em pontos representativos de toda área do alojamento, representando seis
54
repetições de cada tratamento, sendo evitadas as áreas próximas ou abaixo dos
comedouros e dos bebedouros, conforme metodologia utilizada por Singh et al. (2004).
Cada ponto de coleta amostral da cama correspondeu a um círculo de aproximadamente
20 cm de raio e 7 cm de altura, sendo as amostras retiradas com a ajuda de trado e pá.
Das 24 amostras simples coletadas, foram obtidas 4 amostras compostas, que foram
descompactadas, homogeneizadas e acondicionadas em sacos de polietileno
devidamente identificados e armazenadas em temperatura de -18 a -23º, sendo
posteriormente avaliados em laboratório.
O meio de cultura utilizado para avaliação das amostras camas foram de BDA
(Batata 200 g, Dextrose 20 g, Agar 20g e água 01 litro). As batatas foram picadas,
cozidas em 500 mL de água até que ficassem macias. O material foi coado em filtro,
adicionando-se os outros reagentes e o volume completado para 1 L, posteriormente
foram autoclavadas por 20 minutos a 1 atm. O meio foi vertida em placas de Petri de
9X15 mm. Após, as amostras foram colhidas dos tratamentos e acondicionadas sob
refrigeração até o momento das inoculações. De cada amostra foi pesado 0,5 g em tubo
de 50 mL, tipo Falcon, adicionados de 50 mL de água destilada esterilizada. Destas
soluções, foram realizadas diluições para que no plaqueamento tivéssemos um fator de
diluição de 10-6
. A inoculação foi feita por espalhamento com auxílio de alça de
Drigalski. As placas foram mantidas a temperatura de 25 0 C, por 48 horas, quando foi
realizada a observação visual das colônias crescidas.
Neste primeiro momento, somente uma comparação visual foi realizada para
cada tratamento. As contagens de colônias foram realizadas utilizando UFC (Unidade
Formadora de Colônia) /mL após 24 hs de incubação.
4.2.5 Análises estatística
Os resultados obtidos foram analisados através da Análise de Variância e o
contraste entre médias de tratamentos quando significativos pelo teste de Tukey a 5%,
com auxílio do sistema computacional SISVAR (2011).
55
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 Desempenho ponderal
Os valores de temperaturas mínimas e máximas (16,4 e 27,6 °C) e umidade
relativa (56 e 83%), respectivamente observadas e aferidas no galpão experimental
podem ser classificados como confortável para as aves não tendo, portanto influenciado
nos resultados de desempenho que estão apresentados na Tabela 7.
O peso vivo médio inicial, peso vivo médio final às 14 semanas, consumo de
ração médio (CR), consumo de ração médio diário (CRD), consumo de ração
acumulado (CRA), ganho de peso médio (GP), ganho de peso médio diário (GPD), não
diferiram estatisticamente (P>0,05) entre os tratamentos, da inclusão dos aditivos
funcionais utilizados nas rações de poedeiras semipesadas em fase de recria no período
estudado (7 a 14 semanas de idade) em substituição ao antimicrobiano sobre os
parâmetros de desempenho (Tabela 7).
Tabela 7. Desempenho de poedeiras semipesadas de 7 a 14 semanas de idade na recria, recebendo
aditivos funcionais a antimicrobianos.
Período
Tratamentos
T1
T2
T3
T4 Média geral (%)
CV (%)2
7 – 14 semanas
Peso inicial (g) 1
519,2 521,2 520,9 520,6 520,5 1,5
Peso final (g) 1
1435,9 1447,7 1414,1 1428,2 1431,5 2,2
CR (g) 1
475,7 485,2 486,4 455,4 475,7 5,2
CRD1 74,1 76,3 76,3 70,1 74,2 5,9
GP (g) 1
114,4 116,1 111,6 113,4 113,9 2,8
GPD (g/dia)1 17,4 17,9 17,0 17,4 17,4 3,5
CA (kg ração/kg ganho peso)¹ 5,0 5,1 5,3 5,1 5,1 10,4
1. Ausência de efeito entre os tratamentos pelo teste de Tukey (p<0,05)
2. CV (%): coeficiente de variação.
3. CR (Consumo médio de ração); CRD (Consumo médio de ração diário); GP (Ganho de peso); GPD (Ganho
de peso diário); CA (Conversão alimentar).
O antibiótico utilizado como promotor de crescimento e o probiótico utilizado
como agente de exclusão competitiva no experimento para o controle de
microrganismos patogênicos no trato gastrointestinal das poedeiras semipesadas em fase
de recria, sugere no presente trabalho que não houve diferença significativa (P>0,05)
56
que diferissem em relação ao tratamento dos grupos que foram utilizados água
modificada e o controle.
Os resultados obtidos no presente estudo foram semelhantes aos trabalhos
realizados por Henrique et al. (1998), Zuanon et al. (1998) e Loddi et al. (2000b) que
mostraram não haver diferenças no consumo de ração para frangos alimentados com
ração contendo probióticos e antibióticos na fase inicial. Não foi observada diferença
(P>0,05) entre tratamentos quanto ao ganho de peso dos frangos nesta fase. No entanto
os resultados dos trabalhos encontrados por Owings et al. (1990), Jin et al. (1997),
Henrique et al. (1998). Contudo, Watkins (1983), Henrique et al. (1998), Henrique et al.
(1998), Loddi et al. (2000a) e Moreira et al. (2002) observaram diferença significativa
no ganho de peso quando foram comparadas aves suplementadas e não suplementadas
com probióticos.
5.2 Respostas vacinais (sorologia) para doença de Newcastle e Bronquite Infecciosa.
Os resultados das análises sorológicas para avaliação das respostas vacinais das
doenças de Bronquite infecciosa e Doença de Newcastle encontram-se nas Figuras 4 e
5.
Figura 4. - Resposta vacinal contra Newcastle.
Fonte: Sadala M. C. Tfaile.
A resposta imunológica para a Doença de Newcastle (Figura 4) para todos os
tratamentos foram acima do limite de corte entre o resultado positivo e negativo (Cutoff
S/P>0,35). Observou-se que, não houve diferença significativa entre os tratamentos,
1,33
1,89 1,83 2,00
y = -0,098x2 + 0,6846x + 0,7852 R² = 0,8602
0,00
0,50
1,00
1,50
2,00
2,50
T1. Colistina T2. Controle T3. Fermentada T4. Dileka
S/P
Rat
io
Tratamentos
Resposta Imunológica - NewCastle - Cutoff S/P:> 0,35
média Polinômio (média)
57
sugerindo no experimento que todos os tratamentos foram satisfatórios para uma
proteção contra a Doença de Newcastle.
Figura 5. - Resposta vacinal contra Bronquite infecciosa.
Fonte: Sadala M. C. Tfaile.
Sobre a resposta imunológica para a doença de Bronquite Infecciosa (Figura 5),
apenas o tratamento com antibiótico ficou acima do limite de corte entre o resultado
positivo e negativo (Cutoff S/P >0,20), observou-se, que os tratamentos com
probióticos, agua modificada e controle, ficaram abaixo da proteção satisfatória contra a
doença de Bronquite Infecciosa. Apesar da proteção ficar abaixo do limite mínimo de
proteção, não houve prejuízo sanitários para as aves no experimento por se tratar de ser
uma doença emergente e de pouca expressão na fase de recria, situação contraria para a
doença de Newcastle que é mais agressiva patologicamente nesta fase.
5.3 Vísceras
Os resultados de vísceras avaliados de frangas marrons na fase de recria que
receberem aditivos funcionais estão apresentados na Tabela 8.
0,27
0,09
0,15 0,18
y = 0,0554x2 - 0,2976x + 0,499 R² = 0,7986
0,00
0,10
0,20
0,30
T1. Colistina T2. Controle T3. Fermentada T4. Dileka
S/P
Rat
io
Tratamentos
Resposta Imunológica - Bronquite Infecciosa - Cutoff S/P:> 0,20
média Polinômio (média)
58
Tabela 8. Características de vísceras (cm) de poedeiras semipesadas às 14 semanas de idade na recria.
Período
Tratamentos
T1
T2
T3
T4
Média geral
(%)
CV
(%)2
7 – 14 semanas de idade
Peso pâncreas (g) 1
2,8 3,3 2,9 3,3 3,1 14,1
Pâncreas (%)1 0,2 0,2 0,2 0,2 0,2 13,6
Peso fígado (g)1 24,2 27,3 26,0 24,7 25,5 14,0
Fígado (%) 1
1,9 1,9 1,8 1,8 1,9 11,9
Intestino delgado (cm) 1
104,0 97,7 90,7 97,0 97,3 8,8
Intestino delgado (g) 1
29,1 32,6 30,7 31,3 30,9 13,1
Intestino delgado (%)1 1,9 2,3 2,2 2,3 2,2 21,4
Duodeno (cm) 19,3a 17,8ab 16,5b 18,0ab 17,9 9,3
Duodeno (g)1 7,9 8,2 6,8 7,5 7,6 19,0
Duodeno (%) 1
0,6 0,6 0,5 0,5 0,6 16,7
Jejuno (cm) 1 45,3 41,3 42,0 43,0 42,9 12,4
Jejuno (g) 1
12,4 14,4 13,8 13,1 13,4 12,6
Jejuno (%)1 0,96 1,01 0,97 0,97 0,98 8,7
Íleo (cm) 1
39,3 38,5 32,2 36,0 36,5 13,7
Íleo (g)1 8,8 10,0 10,0 10,6 9,9 18,5
Íleo (%)1 0,7 0,7 0,7 0,8 0,7 15,4
Intestino grosso (cm) 1
9,2 8,3 8,3 8,2 8,5 12,4
Intestino grosso (g) 1
4,7 3,9 3,7 3,2 3,9 28,5
Intestino grosso (%)1 0,4 0,3 0,3 0,2 0,3 29,1
Ceco (cm) 1
11,7 12,8 11,5 12,0 12,0 7,4
1. Ausência de efeito entre os tratamentos pelo teste de Tukey (p<0,05)
2. CV (%): coeficiente de variação.
Não houve efeito significativo (P>0,05) no uso de aditivos funcionais em
substituição a antimicrobianos na ração sobre a maioria das vísceras avaliadas, com
exceção do comprimento do duodeno que apresentou maiores valores (p<0,05) para o
tratamento com antimicrobiano em relação ao tratamento com probiótico (Tabela 8).
Resultados semelhantes foram observados por Otutumi et al. (2008), provavelmente por
não haver a colonização do intestino pela cultura contida no probiótico. Já em pesquisas
59
conduzidas por Loddi et al. (2000) e Sato (2002) foi verificada ausência de efeito sobre
comprimento do intestino quando da suplementação do probiótico na ração de frangos
de corte. Paz et al (2010) obteve resultados semelhantes ao da presente pesquisa quanto
ao peso de fígado e do intestino.
5.4 Resultados de histomorfometria intestinal
Os resultados de histomorfometria dos segmentos do duodeno de poedeiras
semipesadas em fase de recria às 14 semanas de idade, recebendo rações com diferentes
aditivos funcionais em substituição a antimicrobianos são apresentados na Tabela 9 e
Figura 6. Não houve diferença estatística entre os tratamentos (P>0,05) para os valores
histomorfométricos (altura e largura do vilo, profundidade da cripta e suas relações)
(Tabela 9).
Tabela 9. Histomorfometria dos segmentos do duodeno de poedeiras semipesadas em fase de recria às 14
semanas de idade, recebendo rações com diferentes aditivos funcionais em substituição a
antimicrobianos.
Tratamentos
T1 T2 T3 T4 Média geral
(%) CV (%)2
Altura de vilosidade1 684,4 711,2 729 728 713 14.93
Largura de Vilosidade1 87,9 83,6 79,2 102 88 22.9
Profundidade de cripta1 38,8 31,8 34,9 33,5 33 24,9
Relação altura e
profundidade de cripta1
18,8 22,3 20,9 21,9 21 13,9
Relação altura e largura
de vilos1
0,13 0,12 0,11 0,15 0,1 28,9
1. Ausência de efeito entre os tratamentos pelo teste de Tukey (p<0,05)
2. CV (%): coeficiente de variação
60
Figura 6. - Corte transversal de duodeno (morfometria histológica).
Fonte: Departamento de Morfologia e Fisiologia Animal, Unesp – Jaboticabal, SP.
Silva et al. (2011) avaliando os efeitos de levedura de cana-de-açúcar na
morfologia intestinal de galinhas poedeiras, verificaram que no jejuno e no íleo a adição
de levedura às dietas não proporcionou efeito significativo sobre os parâmetros
avaliados, as alturas das vilosidades do duodeno não apresentaram diferenças
significativas, entretanto, houve efeito quadrático na profundidade das criptas neste
mesmo segmento, com menor profundidade de cripta no nível de 5,46% de inclusão de
levedura. Os resultados apresentados no presente trabalho estão de acordo com o de
Otutumi et al. (2008), avaliados com frangos de corte, que não verificaram diferença
significativa nem em relação à altura de vilo (AV), nem em profundidade de cripta (PC)
do duodeno, provavelmente por não ter ocorrido sua colonização. Bueno et al., (2012),
observaram um efeito significativo (P<0,05) da interação (probiótico x dia) aos 35 dias
de idade em frangos de corte, em que a adição do mesmo na dieta causou menor valor
na profundidade da cripta no duodeno em relação ao controle.
5.5. Microbiologia das amostras de rações e camas
Os resultados de contagem das UFC (unidades formadoras de colônias), das
rações e cama experimental, após 24 hs de incubação, onde (R) - amostra de ração
basal; (T1) amostra de cama das aves que receberam ração basal + antimicrobianos;
(T2) amostra de cama das aves que receberam ração basal; (T3) amostra de cama das
aves que receberam ração basal + microrganismos; (T4) amostra de cama das aves que
receberam ração basal + água modificada, são apresentados na Tabela 10 e Figuras 7.
61
Tabela 10. Contagem das UFC (unidades formadoras de colônias), após 24 hs de incubação,
apresentando os seguintes resultados.
Tratamento Numero de UFC/mL*
R 0
T1 0
T2 2,3 107
T3 2,9 106
T4 1,9 108
*Média de 4 repetições
Figura 7. - Imagem das placas de BDA, contagem de colônias observadas nas rações experimentais e na
cama.
Fonte: Laboratório de Produção de Anticorpos e Imunensaios do Instituto de Zootecnia – Nova Odessa,
SP.
Os resultados do desenvolvimento de microrganismos (contagem em UFC) na
Tabela 10, das análises microbiológicas das raçoes e das camas coletadas no final do
experimento com as poedeiras semipesadas, observou-se que o tratamento T1 com
antibióticos não houve desenvolvimento de UFC (unidade formadora de colônia) no
período de incubação de 24 hs, sugerindo que o antibiótico residual age sobre o
desenvolvimento microbiológico da ração e da cama, impedindo a proliferação e
consequentemente aumentando o período de degradação, no entanto os tratamentos T2
- controle, T3 - com probióticos e T4 - com agua modificada, apresentaram um
significativo desenvolvimento de microrganismo, sugerindo que aditivos alternativos
por serem naturais e não bactericidas, não interferem no desenvolvimento de
microrganismo por não terem efeitos residuais, reduz significativamente o tempo de
decomposição dos dejetos, causando menor impacto ambiental.
62
63
6 CONCLUSÃO
Nas condições em que o presente estudo foi realizado, pode-se concluir que é
possível o uso de aditivos alternativos em substituição aos antimicrobianos, para
poedeiras semipesadas em fase de recria, pois, os mesmos não comprometeram o
desempenho e nem as respostas fisiológicas e imunológicas das aves. O tratamento com
antimicrobianos dificultou o desenvolvimento de microrganismos nas amostras de
cama, provavelmente devido ao seu efeito residual. Já o uso de aditivos alternativos
promoveu o desenvolvimento microbiológico nas amostras de cama sugerindo uma
rápida decomposição dos dejetos e consequentemente uma melhor degradação,
contribuindo positivamente na redução do impacto ambiental. Por serem produtos
inovadores, naturais, atóxicos e não induzirem resistência bacteriana, podem, portanto,
ser fontes alternativas em substituição aos antibióticos, mas há necessidade de um maior
número de pesquisas para que se possa determinar com exatidão os efeitos benéficos de
sua substituição.
64
65
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