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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
FACULDADE DE AGRONOMIA, MEDICINA VETERINÁRIA E
ZOOTECNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS
BIOMETRIA, TAXA DE ECLOSÃO E MICROBIOTA
BACTERIANA E FÚNGICA DE OVOS DE JACARÉ-DO-
PANTANAL - Caiman yacare DAUDIN, 1802
Rachel de Sousa Lima Pulcherio
CUIABÁ - MT
2012
1
UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
FACULDADE DE AGRONOMIA, MEDICINA VETERINÁRIA E
ZOOTECNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS
BIOMETRIA, TAXA DE ECLOSÃO E MICROBIOTA
BACTERIANA E FÚNGICA DE OVOS DE JACARÉ-DO-
PANTANAL - Caiman yacare DAUDIN, 1802
Autora: Rachel de Sousa Lima Pulcherio
Orientadora: Profª. Drª. Rosa Helena dos Santos Ferraz
Co-Orientadora: Profª. Drª. Valéria Dutra
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias, área de concentração: Medicina Veterinária, da Faculdade de Agronomia, Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade Federal de Mato Grosso para obtenção do título de Mestre em Ciências Veterinárias.
CUIABÁ – MT
2012
2
FICHA CATALOGRÁFICA
Dados Internacionais para Catalogação na Publicação (CIP)
Bibliotecária: Patrícia Jaeger / CRB1-1736.
P981b Pulcherio, Rachel de Sousa Lima.
Biometria, taxa de eclosão e microbiota bacteriana e fúngica de ovos de Jacaré-do-Pantanal – Caiman
yacare DAUDIN, 1802 / Rachel de Sousa Lima Pulcherio - Cuiabá: Universidade Federal de Mato Grosso - UFMT, 2012.
91f.:il.
Dissertação apresentada ao Programa de Pós Graduação em Ciências Veterinárias, área de concentração: Medicina Veterinária, da Faculdade de Agronomia, Medicina
Veterinária e Zootecnia da Universidade Federal de Mato Grosso para obtenção do título de Mestre em Ciências Veterinárias.
Orientadora: Prof.ª Drª. Rosa Helena dos Santos Ferraz. Co – Orientadora: Prof.ª Drª Valéria Dutra.
1 Caiman yacaré – Jacaré-do-Pantanal 2. Microbiota bacteriana e fúngica. 3.
Biometria. 4. Ninho. 5. Enterobactéria 6. Espécie Crocodiliano 7. Criação Comercial - Jacaré 8. Incubação Artificial 9. Taxas de Eclosão 10. Ovos de Jacaré. I. Título. II.
Pulcherio, Rachel de Sousa Lima. III. UFMT.
CDU: 598.14:636:591.613 (817.2)
3
MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO
UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
PRÓ-REITORIA DE ENSINO DE PÓS-GRADUAÇÃO
PROGRAMA DE ENSINO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS VETERINÁRIAS Avenida Fernando Corrêa da Costa, 2367 – Boa Esperança – Cep: 78060900 – CUIABÁ/MT
Tel : +55 65 3615-8627 – Email : [email protected]
FOLHA DE APROVAÇÃO
TÍTULO : "Biometria, taxa de eclosão e microbiota bacteriana e fúngica de ovos de
jacaré-do-pantanal - Caiman yacare Daudin, 1802."
AUTOR : Mestranda Rachel de Sousa Lima Pulcherio
Dissertação defendida e aprovada em 29/02/2012.
Composição da Banca Examinadora:
Presidente Banca / Orientador Pós-Doutor(a) Rosa Helena dos Santos Ferraz
Instituição :
Examinador Interno Doutor(a) SANDRA HELENA RAMIRO CORRÊA
Instituição : Examinador Externo Doutor(a) Zilca Maria da Silva Campos
Instituição : Embrapa Pantanal
Examinador Suplente Doutor(a) Valéria Dutra
Instituição : UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
CUIABÁ, 29/02/2012.
4
PARECER DA COMISSÃO DE BIOÉTICA
5
DEDICATÓRIA
Dedico este trabalho ao meu filho Davi, que enche
meus dias de luz; e à minha família, que, com seu
imenso amor e paciência, me deram o apoio
necessário para que eu chegasse até aqui.
Dedico-o, igualmente, in memoriam, à minha avó,
Heber de Mattos Pulcherio, que, se tivesse tido
oportunidade, teria sido médica veterinária e que me
legou exemplos inesquecíveis de amor aos animais
e de terna compaixão pelas suas dores.
6
AGRADECIMENTOS
Agradeço primeiramente a Deus, por ter estado sempre ao meu lado e me
dado a oportunidade de realizar o mestrado e ingressar no setor acadêmico e da
pesquisa.
Sou grata, em especial, ao meu namorado Thiago José Campos de Souza
pelo esforço em me incentivar na realização da pesquisa e pelo carinho e paciência
em me tranquilizar nas horas de angústia. Ele faz parte desta conquista.
Muito obrigada à minha orientadora, Professora Doutora Rosa Helena dos
Santos Ferraz e à minha co-orientadora, Professora Drª. Valéria Dutra, pelo auxílio,
paciência e sabedoria em me orientar durante a execução deste trabalho.
Agradeço ao Sr. Acássio da Silva Prado pela boa vontade e disposição em
nos guiar e localizar os ninhos no Pantanal, à Fazenda Ypiranga e Pousada Piuval,
na pessoa dos senhores João Losano Eubank de Campos e Eduardo Matos Eubank
de Campos e ao médico veterinário Lauzimar Fernando Morandi, por viabilizarem a
realização desse experimento.
Agradeço de coração à minha amiga e bióloga Tainá Figueras Dorado
Rodrigues por estar ao meu lado durante as coletas e permitindo, generosamente,
que a minha inexperiência diminuísse em contato com o muito que sabe.
Agradeço, ainda, aos discentes de graduação da Faculdade de Medicina
Veterinária, Fernanda Harumi Maruyama e Luiz Felipe Souza de Lima; à discente
do Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias, Thaís Ruiz, e ao aluno
Marcos Antônio Gonçalves Ardevino Filho, do Programa de Pós-Graduação em
Ecologia e Conservação da Biodiversidade da Universidade Federal de Mato
Grosso/UFMT, pela disposição de todos em me ajudarem nas idas ao Pantanal e
no andamento da pesquisa.
Agradeço, também, a todos os colegas de trabalho no Laboratório de
Microbiologia do Hospital Veterinário da UFMT pelos ensinamentos e ajuda,
oferecidos durante o trabalho de isolamento das bactérias no laboratório e que foram
de grande valia na realização deste trabalho.
Por fim, mas não por último, agradeço a meu pai, Ayrton Pulcherio Filho, por
ter sido e ser sempre para mim, uma referência em termos de ética e
responsabilidade profissional; à minha mãe, Maria Cristina de Carvalho Sousa Lima
7
Piloni e ao meu padrasto, Pedro Roberto Piloni, pelo cuidado e atenção ao meu filho
para que eu pudesse realizar este trabalho.
8
EPÍGRAFE
“Se as coisas continuarem do jeito que vão, um
dia o mundo não terá mais répteis. Certas
pessoas aceitarão tranqüilamente essa
situação, mas eu me inquieto diante de tal
perspectiva. Os répteis constituem uma parte
velha da natureza silvestre, o meio em que o
homem obteve os nervos e os hormônios e
estamos dispostos a deixar que toda natureza
silvestre desapareça. Quando tal acontecer, já
não seremos rigorosamente humanos.”
(Archie Carr e redatores da Life, 1971)
9
RESUMO
BIOMETRIA, TAXA DE ECLOSÃO E MICROBIOTA BACTERIANA E FÚNGICA DE OVOS DE JACARÉ-DO-PANTANAL - Caiman yacare DAUDIN, 1802
A criação comercial do jacaré-do-Pantanal tem-se consolidado no Estado de Mato Grosso através do sistema de criação denominado ranching em que os ovos são coletados na natureza, incubados artificialmente e recriados em instalações apropriadas. Dessa forma, verifica-se que esta atividade econômica está em íntima dependência da eficiência reprodutiva da espécie na natureza e das condições de incubação artificial. As taxas de eclosão na crocodilicultura refletem o sucesso da incubação artificial, estando diretamente relacionadas, tanto às condições de transporte do ovo, quanto às condições físicas e sanitárias da incubadora. Considerando a escassez de informações sobre os ninhos, a biometria dos ovos, dos filhotes e a composição da microbiota bacteriana e fúngica de ovos de C. yacare destinados à criação comercial, o presente trabalho teve como objetivo dimensionar os ninhos de C. yacare, quantificar o número de ovos por ninho, realizar a biometria dos ovos e dos filhotes recém-eclodidos, verificar as taxas de eclosão e caracterizar a microbiota bacteriana e fúngica de ovos no momento da coleta para a incubação artificial. Foram avaliados 20 ninhos provenientes de quatro diferentes áreas denominadas Piuval, Estrada Parque, Vazante e Lixeiro em uma fazenda no Pantanal Norte, município de Poconé. A média da altura, largura da base e do ápice dos ninhos foram, respectivamente, de 36,3 cm, 126,8 cm e 46,5 cm. Desses 20 ninhos obteve-se um total de 464 ovos, com uma média de 23,2 ovos por ninho e taxa de eclosão de 72,41% (336 ovos). Dos 128 ovos que não eclodiram, 124 (96,9%) se apresentaram com odor fétido e conteúdo caseoso/pútrido e 4 (3,1%) continham filhotes que possuíam o vitelo exteriorizado. Os valores médios obtidos para o comprimento, a largura e a massa dos ovos foram, respectivamente, de 6,6 cm, 3,9 cm e 67,5 g. Os valores médios para o comprimento rostro-cloacal e massa corpórea dos filhotes recém-eclodidos foram respectivamente, de 12,2 cm e 45,1 g. A análise estatística não mostrou significância estatística (p>0,05) entre as quatro regiões, para os parâmetros: dimensões dos ninhos, taxa de eclosão, número de ovos inférteis, ovos que não eclodiram (odor fétido ou retardo no desenvolvimento), número de ovos por ninho, tamanho dos ovos e dos filhotes. Nos 20 ninhos estudados, foram identificadas 22 bactérias diferentes, sendo as mais frequentes Bacillus cereus, Citrobacter freundii, Enterobacter aerogenes e Flavobacterium multivorum e as menos freqüentes foram Escherichia hermanni, Hafnia alvei, Morganella morganni, Salmonella sp., Shigella sonnei e Serratia marcescens. Sete fungos diferentes foram encontrados, sendo o Fusarium sp. o mais comum e Geotrichum sp., Mycelia sterilia e Trichoderma sp. os de menor ocorrência. Todas as bactérias e fungos isolados já haviam sido relatados por outros autores como integrante da microbiota oral e/ou cloacal de crocodilianos e/ou como agentes etiológicos de processos patológicos.
Palavras-chave: Caiman yacare. Criação comercial. Enterobactéria. Incubação artificial. Ninho.
10
ABSTRACT
BIOMETRY, HATCH RATES AND BACTERIAL AND FUNGAL MICROBIOTA OF
PANTANAL CAIMAN EGGS – Caiman yacare DAUDIN, 1802 The commercial breeding of the Pantanal Caiman has been growing in the State of Mato Grosso through the breeding system named ranching, which means that the eggs are collected in the wild, they are artificially incubated and the hatchlings are reared in adequate rearing pens. Thus, one can observe that this economic activity is intimately dependent on the species reproductive efficiency in the wild and on the conditions the artificial incubation occurs. The hatch rates at crocodilian farming reflect the success of the artificial incubation, being directly related both to the conditions of the egg transportation and to the sanitary conditions of the incubator room. Taking into consideration the lack of information about the nests, about the eggs biometry, about the hatchlings, and about the composition of the bacterial and fungal microbiota of C. yacare meant to commercial breeding, this paper aimed at measuring the C. yacare nests, at counting the number of eggs per nest, at taking the biometry of eggs and of new born hatchlings, at checking the hatch rates, and at characterizing the bacterial and fungal microbiota of eggs at the moment of collection for artificial incubation. Twenty nests from four different areas – Piuval, Estrada Parque, Vazante and Lixeiro - of a farm in North Pantanal, in the town of Poconé were evaluated. The average height, width of the bottom and of the top of the nests were, respectively, 36.3 cm, 126.8 cm and 46.5 cm. From these 20 nests, there was a total of 464 eggs, with an average of 23.2 eggs per nest and hatch rate of 72.41% (336 eggs). Among the 128 eggs that did not hatch, 124 (96.9%) presented a fetid smell and a caseous/putrid content, and 4 (3.1%) had hatchlings with the yolk-sac unresorbed. The average values observed as for the length, the width and the mass of the eggs were, respectively, 6.6 cm, 3.9 cm and 67.5 g. The average values as for the snout-vent length and for the body mass of the new born hatchlings were, respectively, 12.2 cm and 45.1 g. The statistical analysis did not reveal relevant statistical differences (p>0.05) among the four regions, as for the parameters: sizes of the nests, hatch rates, number of infertile eggs, eggs that did not hatch (fetid smell or late development), number of eggs per nest, size of the eggs and of the hatchlings. In the 20 nests that were studied, 22 different bacteria were identified, and the most frequent were Bacillus cereus, Citrobacter freundii, Enterobacter aerogenes e Flavobacterium multivorum while the less frequent were Escherichia hermanni, Hafnia alvei, Morganella morganni, Salmonella sp., Shigella sonnei e Serratia marcescens. Seven different fungi were found, the Fusarium sp. being the most frequent and the Geotrichum sp., Mycelia sterilia and Trichoderma sp. the less frequent. All bacteria and fungi that were isolated at this study have already been related by other authors as part of the crocodilians oral and/or cloacal microbioat or as ethiological agents of infectious processes. Key words: Caiman yacare. Commercial breeding. Enterobacteria. Artificial incubation. Nest.
11
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1: Mapa mostrando a localização geográfica dos 20 ninhos nas quatro
áreas do Pantanal Norte, município de Poconé/MT ................................. 29
Figura 2: Mensuração da largura do ápice do ninho de Caiman yacare ................... 29
Figura 3: Coleta de amostra microbiológica da superfície dos ovos em ninho de
Caiman yacare ......................................................................................... 30
Figura 4: Ovos coletados e acondicionados para o transporte, no material
vegetal do respectivo ninho ...................................................................... 31
Figura 5: Mensuração do comprimento do ovo de C. yacare com paquímetro
analógico .................................................................................................. 31
Figura 6: Exame ovoscópico em ovo de C. yacare mostrando-se translúcido e,
portanto, classificado como grau zero e caracterizado como infértil. ....... 32
Figura 7: Sistema de incubação artificial de ovos de C. yacare adotado na
propriedade rural no Pantanal Norte, município de Poconé/MT. ............ 33
Figuras 8a-d: Ninho de C. yacare da área Piuval localizado em um capão de
gravatás (a), na área Estrada Parque (b) e Lixeiro (c) em
campos de murundus e na Vazante em cambarazais (d). ................. 38
Figuras 9a-b: Ninhos de C. yacare contendo invertebrados como cupins (a) e
diplópodas (b) .................................................................................... 38
Figuras 10a-b: Ovo de C. yacare após abertura, evidenciando o conteúdo
caseoso (a) e pútrido (b), ambos com odor fétido ............................ 41
Figuras 11a-b: Filhote de C. yacare sem odor fétido e com retardo no
desenvolvimento, evidenciado pelo vitelo fora da cavidade
abdominal e feto em autólise caracterizando a morte fetal ............ 42
12
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Ninhos selecionados para a coleta de ovos de Caiman yacare,
respectivas áreas de ocorrência, coordenadas geográficas e
ocorrência de invertebrados, no município de Poconé, MT – abr
2011 ....................................................................................................... 37
Tabela 2 - Médias da altura (cm), largura da base (cm) e do ápice (cm) dos
ninhos de Caiman yacare em diferentes áreas, município de
Poconé, MT – abr 2011 .......................................................................... 39
Tabela 3 - Médias do comprimento (cm), largura (cm) e da massa (g) de ovos
de Caiman yacare nas respectivas áreas, no município de Poconé,
MT – abr 2011 .......................................................................................... 39
Tabela 4 - Ninhos selecionados para a coleta de ovos de Caiman yacare, área
de ocorrência dos ninhos, número de ovos por ninho, número de
ovos não eclodidos e taxa de eclosão, no município de Poconé, MT
– abr 2011 ................................................................................................ 41
Tabelas 5 - Médias do número de ovos de Caiman yacare, da taxa de eclosão,
do número de ovos não eclodidos (inférteis ou com odor fétido),
nas respectivas áreas de coleta, no município de Poconé, MT – abr
2011 ....................................................................................................... 42
Tabela 6 - Médias do comprimento rostro-cloacal - CRC (cm) e da massa (g) de
filhotes recém-eclodidos de Caiman yacare, e coeficiente de
variação, nas respectivas áreas de coleta, no município de Poconé,
MT – abr 2011 ........................................................................................ 43
Tabela 7 - Ocorrência das bactérias nas respectivas áreas e ninhos coletados,
no município de Poconé, MT – abr 2011 ................................................ 44
Tabela 8 - Ocorrência dos fungos nas respectivas áreas e ninhos coletados, no
município de Poconé, MT – abr 2011 ..................................................... 45
13
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 15
1.1 Taxonomia ......................................................................................................... 15
1.2 Distribuição geográfica ..................................................................................... 16
1.3 Importância ecológica e econômica ................................................................ 16
1.4 Justificativa e objetivos .................................................................................... 17
2 REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................. 19
2.1 Maturidade sexual e período reprodutivo ....................................................... 19
2.2 Nidificação e postura ........................................................................................ 19
2.3 Incubação natural .............................................................................................. 21
2.4 Biometria de ninhos .......................................................................................... 22
2.5 Biometria de ovos e filhotes ............................................................................. 23
2.6 Sistema de criação comercial e incubação artificial ...................................... 24
2.7 Microbiota bacteriana ....................................................................................... 26
2.8 Microbiota fúngica ............................................................................................ 27
3 MATERIAL E MÉTODOS ...................................................................................... 28
3.1 Área de estudo .................................................................................................. 28
3.2 Georreferenciamento e biometria do ninho .................................................... 28
3.3 Coleta das amostras, transporte e biometria dos ovos ................................. 30
3.4 Ovoscopia e incubação artificial ...................................................................... 31
3.5 Processamento microbiológico ....................................................................... 33
3.6 Biometria dos filhotes ....................................................................................... 34
3.7 Delineamento experimental e análise estatística ........................................... 34
4 RESULTADOS ....................................................................................................... 36
4.1 Georreferenciamento, caracterização e biometria dos ninhos ..................... 36
4.2 Ovoscopia e biometria dos ovos ..................................................................... 37
4.3 Incubação artificial e taxa de eclosão ............................................................. 39
4.4 Biometria dos filhotes ....................................................................................... 42
4.5 Microbiota bacteriana e fúngica ....................................................................... 43
5 DISCUSSÃO .......................................................................................................... 46
5.1 Caracterização e biometria dos ninhos ........................................................... 46
5.2 Ovoscopia e biometria dos ovos ..................................................................... 47
14
5.3 Incubação artificial e taxa de eclosão ............................................................. 48
5.4 Biometria dos filhotes ....................................................................................... 51
5.5 Microbiota bacteriana ....................................................................................... 51
5.6 Microbiota fúngica ............................................................................................ 55
6 CONCLUSÕES ...................................................................................................... 59
7 CONSIDERAÇÕES FINAIS ................................................................................... 60
REFERÊNCIAS ......................................................................................................... 61
APÊNDICE A – ARTIGO CIENTÍFICO ..................................................................... 74
15
1 INTRODUÇÃO
O Caiman yacare, conhecido como jacaré-do-Pantanal, é uma das espécies de
crocodilianos de ocorrência em território brasileiro (UETZ, GOLL e HALLERMANN,
2011). Ele é considerado um crocodiliano de porte médio, atingindo de dois metros e
meio a três metros de comprimento na vida adulta (MIRANDA et al., 2002). Os
indivíduos dessa espécie, assim como os outros crocodilianos passam boa parte de
sua vida na água, utilizando as margens dos rios e/ou lagoas para termorregulação,
alimentação e reprodução (ZUG, VITT e CALDWELL, 2001).
Durante o início da década de 90, as populações de jacaré-do-Pantanal foram
consideradas reduzidas de alguma forma, principalmente devido ao aumento da
caça ilegal durante os anos 70 e 80, porém, os maiores problemas que o C. yacare
enfrenta atualmente são a destruição de seu habitat, a construção de hidrelétricas e
o assoreamento de rios que continuam a afetar as populações de jacarés,
principalmente no Brasil (CAMPOS et al., 2010). E, embora em alguns locais se
apresente reduzido, está classificado como espécie de baixo risco de extinção, pois
possui ampla distribuição e populações numerosas (IUCN, 1996), provavelmente
devido ao seu pequeno tamanho na maturidade, associado à habilidade de se
adaptar a uma ampla variedade de ambientes e ao fato ter aprendido a viver com
cautela (CAMPOS et al., 2010).
1.1 Taxonomia
Todos os crocodilianos vivos pertencem à classe Reptilia, subclasse
Archosauria, ordem Crocodylia, subordem Eusuchia e família Crocodylidae.
Atualmente, encontram-se divididos em 25 espécies das quais seis podem ser
encontradas no Brasil: Melanosuchus niger, Paleosuchus palpebrosus, Paleosuchus
trigonatus, Caiman crocodilus, Caiman yacare e Caiman latirostris (UETZ, GOLL e
HALLERMANN, 2011).
16
1.2 Distribuição geográfica
Os crocodilianos são, hoje, os maiores répteis vivos no planeta (LANE, 2006)
e estão distribuídos na maior parte dos estuários doces e salobros, rios e zonas
pantanosas de todas as regiões tropicais e semitropicais do mundo (RUEDA-
ALMONACID et al., 2007). Especificamente, o C. yacare pode ser encontrado nas
planícies do Norte e Leste da Bolívia e no Oeste do Brasil, desde o Sul da Amazônia
até os rios Guaporé/Madeira e Paraguai/Paraná e no Norte da Argentina (CAMPOS
et al., 2010).
1.3 Importância ecológica e econômica
Os crocodilianos são predadores que estão no topo da cadeia alimentar no
ambiente em que vivem. Esta posição lhes confere um papel importante como
consumidores de peixes, moluscos, insetos e outros, a partir do momento em que
favorecem a seleção natural de suas presas habituais e eliminam indivíduos mais
velhos ou fracos das populações, mantendo o equilíbrio natural. Também são
importantes espécies sentinelas da degradação dos ecossistemas por
contaminantes ambientais e o monitoramento do nível de contaminantes em
crocodilianos pode fornecer uma boa indicação do nível de contaminantes no
ecossistema aquático (MILNES e GIULLETTE, 2008). Além disso, suas fezes
enriquecem as águas onde vivem e aumentam a produtividade biológica das
mesmas, promovendo o crescimento de algas e de todo tipo de organismos
plantócnicos (RUEDA-ALMONACID et al., 2007).
Um número de doenças que se desenvolvem na água são vetoriadas por
populações de moluscos, mosquitos e peixes saudáveis e, ao consumirem grandes
quantidades dessas espécies, os crocodilianos podem exercer um controle biológico
indireto de muitos parasitos que estão presentes nesses animais como os moluscos
(Ipomoea) que atuam como hospedeiros da Fasciola hepatica e Schiistosoma
17
mansoni, que atacam as populações humanas e seus animais (RUEDA-
ALMONACID et al., 2007; MAZZOTTI et al., 2009).
A partir dessas informações, percebe-se que as atividades dos crocodilianos
mantêm o equilíbrio, a função e a estrutura do ecossistema (CRAIGHEAD, 1968),
gerando a necessidade da implementação de programas de manejo que aliem o
aproveitamento econômico à conservação de suas populações selvagens
remanescentes (KING, 1989), evitando-se, assim, o comércio ilegal da espécie e
otimizando a sustentabilidade da atividade econômica. Desse modo, com a
regulamentação do sistema de criação denominado ranching, pelo Instituto Brasileiro
do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis - Ibama (BRASIL, 1990;
BRASIL, 2009), a exploração comercial da espécie em suas áreas de ocorrência
passou a ser uma alternativa ecológica e economicamente viável, pois visa a
preservar a espécie e a permitir o manejo sustentado do jacaré-do-Pantanal
(CAMPOS, MOURÃO e COUTINHO, 2005).
1.4 Justificativa e objetivos
Além de promover a conservação dos ambientes naturais e da biodiversidade,
reduzindo a pressão exercida pela caça nessas populações (BULTE e DAMANIA,
2005), a crocodilicultura aumenta a produtividade da terra, através da diversificação
dos meios de produção (COUTINHO e CAMPOS, 2002) e incrementa os
rendimentos das mesmas pela comercialização do couro e da carne no mercado
nacional e internacional (RODRIGUES et al., 2007). Dessa forma, a criação
comercial do C. yacare tem alcançado grande destaque econômico no Estado de
Mato Grosso, pois, além de o jacaré-do-Pantanal ser uma espécie nativa e
abundante na região, houve, em 1990, a regulamentação do sistema de criação pelo
Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis (Ibama)
denominado ranching (BRASIL, 1990; BRASIL, 2009).
O ranching fundamenta-se na coleta de filhotes ou de ovos na natureza,
mediante prévio levantamento populacional da espécie na área pretendida e, após a
autorização e o controle do órgão ambiental federal, os ovos são incubados
artificialmente e recriados em instalações apropriadas (CAMPOS, MOURÃO e
18
COUTINHO, 2005). Verifica-se, por conseguinte, que esta atividade econômica está
em íntima dependência da eficiência reprodutiva da espécie na natureza. O
conhecimento da biologia reprodutiva e de técnicas para a incubação artificial são
por isso fatores decisivos para o sucesso em longo prazo da criação comercial.
Alguns dados sobre a biologia reprodutiva de espécies de crocodilianos, incluindo o
C. yacare, podem ser obtidos de Verdade (1995); Platt e Thorbjarnarson (2000);
Campos (2003); Coutinho et al.(2005); Bassetti (2006); Zhang et al. (2008); Velasco
e Ayarzagüena (2010), porém eles não se referem à biometria dos ovos destinados
a esse sistema de criação e às técnicas de incubação artificial, embora
Huchzermeyer (2003) tenha afirmado que as taxas de eclosão na crocodilicultura
são baixas devido à utilização de técnicas inadequadas na incubação artificial, bem
como em razão das condições físicas e sanitárias da incubadora. As condições
sanitárias do processo de incubação (assepsia durante a coleta e incubação artificial
dos ovos) são pouco exploradas, embora fatores como exposição a alta temperatura
e umidade (FERGUSON, 1981a) e manuseio no momento da coleta (BASSETTI,
2006) já tenham sido relatados como condições que favorecem o processo de
contaminação de ovos por fungos e bactérias.
Considerando a escassez de informações sobre os ninhos, sobre a biometria
de ovos e sobre a composição da microbiota bacteriana e fúngica de ovos de C.
yacare incubados naturalmente e que são coletados e destinados às criações
comerciais, o presente trabalho teve como objetivo dimensionar os ninhos de C.
yacare, descrever a fitofisionomia da área onde o ninho foi construído, o número de
ovos por ninho, as biometrias dos ovos e dos filhotes recém-eclodidos, verificar as
taxas de eclosão dessa espécie e caracterizar a microbiota bacteriana e fúngica de
ovos no momento da coleta para a incubação artificial.
19
2 REVISÃO DE LITERATURA
Neste capítulo, serão abordados alguns tópicos referentes ao processo
reprodutivo de Caiman yacare relacionados à oviposição, à incubação, à biometria e
à microbioba bacteriana e fúngica.
2.1 Maturidade sexual e período reprodutivo
Na natureza, as fêmeas de C. yacare podem tornar-se vitelogênicas com
cerca de cinco anos de idade e comprimento rostro-cloacal (CRC) maior que 55 cm,
mas ovários maduros, com folículos vitelogênicos avançados, somente foram
observados em fêmeas com sete anos de idade e CRC maior que 70 cm
(COUTINHO et al., 2001). Entretanto, o tamanho mínimo de reprodução efetiva é
ainda maior em vida livre e, embora fêmeas jovens (CRC<75 cm) sejam
eventualmente capazes de realizar postura, a maioria das fêmeas na população
começa a nidificar com cerca de nove a dez anos de idade, quando atingem CRC
equivalente a 80 cm e massa corporal acima de 12 kg (CAMPOS, 1993; CAMPOS e
MAGNUSSON, 1995; COUTINHO, 2000), na mesma idade em que os machos
também atingem maturação completa das gônadas (COUTINHO et al., 2005).
Em ambiente natural, o período reprodutivo do C. yacare está associado ao
início da estação chuvosa, ocorrendo a postura dos ovos de dezembro a fevereiro
no Brasil (CAMPOS et al., 2010).
2.2 Nidificação e postura
A escolha do local para nidificação varia de espécie para espécie entre os
crocodilianos. As espécies que vivem em florestas constroem ninhos em montes de
folhas colhidas do chão da floresta e dependem do calor produzido pela
compostagem ao invés do sol para incubar os ovos. As espécies de pântanos fazem
20
ninhos em montes a partir da vegetação existente nestes ambientes e dependem
tanto do calor da compostagem como do sol para a incubação dos ovos, enquanto
que os animais que vivem em rios constroem seus ninhos nos bancos de areia
acima do nível de inundação e dependem do sol para obter o calor necessário à
incubação (HUCHZERMEYER, 2003). As espécies de jacarés da família
Alligatoridae constroem seus ninhos em montes com restos de folhagens e gravetos
dentro da mata, próximos de corpos d‟água e nos tapetes de vegetação flutuante.
No Pantanal Sul, Campos e Magnusson (1995) descrevem ninhos de C. yacare em
florestas perto de rios intermitentes, em trechos de florestas em campos inundados e
em campos rodeados por água. Os fatores que levam as fêmeas a selecionarem o
habitat de nidificação são desconhecidos (COUTINHO e CAMPOS, 2005), porém, o
tamanho e a composição dos ninhos dependem mais do habitat e da disponibilidade
de material do que das espécies envolvidas (MAGNUSSON, 1979). Verdade (1995)
concluiu também para o C. latirostris que a presença da terra pode ser justificada
pela necessidade de complementação do tamanho "normal" do ninho, onde,
aparentemente, não há folhas em quantidade suficiente para sua construção. No
Pantanal, é provável que os ciclos anuais de cheia e seca alterem a disponibilidade
dos locais de nidificação e também a oferta do material para construção dos ninhos
do C. yacare (CAMPOS e MAGNUSSON, 1995).
Todos os ovos de uma ninhada são depositados ao mesmo tempo no ninho e
cobertos com o material do mesmo (HUCHZERMEYER, 2003). O número e o
tamanho dos ovos estão relacionados com a espécie e o tamanho dos indivíduos
(RUEDA-ALMONACID et al., 2007), de modo que fêmeas menores e mais jovens
realizam a postura de ovos em número e tamanho menores em relação a fêmeas
mais velhas, que dão origem a filhotes mais fortes e viáveis (HUCHZERMEYER,
2003). Vários autores correlacionaram o número de ovos de cada ninho com a
massa corporal das fêmeas, como ocorre no C. yacare (CAMPOS e MAGNUSSON,
1995), no C. crocodilus crocodilus (CAMPOS, 2003) e no C. latirostris (LARRIERA et
al., 2004; MONTINI et al., 2006). Segundo Campos (2003), outros fatores como a
idade, o estado nutricional e a genética dos pais também podem influenciar a
produção de ovos em Caiman crocodilus crocodilus, Paleosuchus palpebrosus e
Melanosuchus niger.
Quanto ao número de ovos por ninho, diversos valores são apresentados nas
diferentes espécies. Webb e Cooper-Preston (1989) relatam para o Crocodilus
21
porosus ninhos contendo de 2 a 78 ovos e Soberón, Tabet e Alvarez (2002) relatam
valores médios para o Crocodilus acutus de 24,77 ovos por ninho. Em Caiman
crocodilus crocodilus o número médio de ovos por ninho encontrados por Pérez
(2001) e Campos (2003) foram, respectivamente, de 29,6 e de 25, variando este
último de 14 a 38 ovos. Para o C. yacare, Campos et al. (2010) descrevem valores
entre 22 a 35 ovos, com no máximo 42 ovos por ninho.
2.3 Incubação natural
O período de incubação varia, aproximadamente, de 60 a 90 dias, mas
depende da espécie, assim como da temperatura, sendo menor com o aumento da
temperatura (HUCHZERMEYER, 2003). No jacaré-do-Pantanal, da postura dos ovos
até a eclosão dos filhotes, podem decorrer até 70 dias, dependendo das condições
de incubação dos ovos e dos cuidados da fêmea (CAMPOS e MAGNUSSON, 1995).
A temperatura e umidade ideais para o desenvolvimento dos embriões de
crocodilianos durante esse período, respectivamente, é de 97-99% e de 28°C a 34°C
(BASSETTI, 2006). Em ambiente natural, Campos et al. (2008) revelaram que os
ovos de ninhos de C. crocodilus crocodilus estudados perderam peso durante a
incubação e atribuíram esse fato à perda de água, pois os jacarés nessa população
nidificaram no fim da estação de seca, quando o nível das águas do rio está baixo.
As fêmeas investem tempo na construção e nos cuidados contra predadores
no ninho, permanecendo ao lado dos filhotes recém-eclodidos até um ano de vida
(CINTRA, 1989). As principais causas de mortalidade de ovos de jacarés no
Pantanal são as inundações e a predação dos ninhos (COUTINHO e CAMPOS,
2005). Além de causar as inundações, as chuvas têm efeito direto na sobrevivência
dos ovos, pois interferem na temperatura dos ninhos de floresta e de vegetação
flutuante (CAMPOS, 1993).
As inundações foram relatadas como a principal causa de mortalidade de
ovos, atingindo 29% para o Melanosuchus niger (VILLAMARÍN-JURADO e SUÁREZ,
2007) e 12,8% para M. niger e Caiman crocodilus (VILLAMARÍN et al., 2011), tendo
sido a média de sucesso de eclosão para o Melanosuchus niger de 42,4%
(VILLAMARÍN-JURADO e SUÁREZ, 2007).
22
Quanto à predação, Campos e Magnusson (1995) relatam que os lobinhos
(Cerdocyon thous), quatis (Nasua nasua) e porcos-monteiros (Sus scrofa) são
espécies capazes de destruir parcial ou totalmente os ninhos. Já no Equador,
Villamarín-Jurado et al. (2011) afirmam que 69,7% dos ninhos foram predados,
principalmente por humanos, lagartos e jaguars.
A viabilidade dos ovos também depende do tipo de habitat de nidificação.
Montini et al. (2006) relataram um sucesso maior de eclosão em ninhos de C.
latirostris construídos em vegetação flutuante do que naqueles feitos em floresta.
Nos ninhos de crocodilianos também pode haver uma interação com
invertebrados como cupins em ninhos de Paleosuchus trigonatus (MAGNUSSON,
LIMA e SAMPAIO, 1985) e formigas em ninhos de Alligator mississipiensis (ALLEN et
al., 1997). Neste último trabalho, os autores investigaram os efeitos da formiga de
fogo (Solenopsis invicta) sobre filhotes de aligátores. Esta espécie frequentemente
se instala nos ninhos desses crocodilianos e, à medida que se inicia o processo de
eclosão, elas podem penetrar nos ovos e consumir o conteúdo do mesmo, picando
os filhotes até que a mãe os leve para a água, o que, se ocorrer de forma rápida,
não trará maiores consequências para os filhotes, mas, se houver demora, poderão
aparecer edemas, principalmente ao redor dos olhos e extremidades dos membros.
2.4 Biometria de ninhos
Verdade (1995) mensurou ninhos de C. latirostris e obteve valores médios
para a altura, comprimento e largura de, respectivamente, 49,2 cm, 134,2 cm e
103,4 cm. Platt e Thorbjarnarson (2000) obtiveram para os mesmos parâmetros, no
Crocodylus acutus, as seguintes dimensões: 30 cm, 200 cm e 160 cm, em ninhos
feitos em montes de areia e folhas. Villamarín-Jurado e Suárez (2007) obtiveram
valores médios, para o Melanosuchus niger, de 0,54 m de altura e 1,65 m de
diâmetro e no C. yacare foram relatadas dimensões médias de 44 cm de altura, 132
cm de comprimento e 121 cm de largura (FAUNAGUA-MAPZA-SERNAP-SITIPNIS,
2004).
23
2.5 Biometria de ovos e filhotes
Huchzermeyer (2003) afirma que o fator mais importante relacionado à
ninhada é o tamanho do ovo que consequentemente terá influência no tamanho do
filhote. Webb e Cooper-Preston (1989) relatam dimensões médias de ovos de
Crocodilus porosus de 7,84 cm de comprimento (variando de 6,57 a 8,95 cm), 4,90
cm de largura e 109,19 g. de massa. Em Crocodylus acutus, Platt e Thorbjarnarson
(2000) descrevem valores médios para o comprimento, largura e massa,
respectivamente e 70,5 mm, 44,1 mm e 85,6 g. Cardeilhac et al. (1999) mensuraram
ovos de Alligator mississippiensis provenientes de três regiões diferentes: a região
Sul dos Everglades, o Sudoeste de Louisiana e o Lago Griffin, cujos valores médios
obtidos, respectivamente, para cada uma das três regiões foram: comprimento de
7,25 cm, 7,26 cm e 7,57 cm, largura de 4,079 cm, 4,20 cm e 4,47 cm e a massa de
68,85 g, 72,4 g e 86 g. Estes autores observaram diferença estatística na região do
Lago Griffin, que foi atribuída às graves mudanças ambientais. Em ovos de C.
latirostris, Verdade (1995) descreve uma média de 6,728 cm para o comprimento,
4,28 cm para a largura e 70,888 g para a massa e Piña, Simoncini e Larriera (2005),
para a mesma espécie, apresentam o comprimento, a largura e a massa, variando
respectivamente, de 3,03 a 5,05 cm, de 4,25 a 8,27 cm e de 30,75 a 88,56 g. Em C.
crocodilus crocodilus, Pérez (2001) descreve largura de 49,1 mm e massa de 61,1 g
e Campos (2003) obteve para esta mesma espécie valores médios de comprimento
de 5,78 cm e largura de 3,59 cm. Miranda et al. (2002) relatam que a média da
massa dos ovos foi de 61,28 g para o C. yacare.
Campos et al. (2008), em C. crocodilus crocodilus e C. crocodilus yacare,
encontraram uma relação positiva entre o número de ovos, a média do volume do
ovo (média estimada entre o comprimento e a largura do ovo) e o tamanho do
embrião no Amazonas. Porém, na região do Pantanal Central, essa relação ocorreu
apenas entre o número de ovos e a média do volume dos ovos. Neste mesmo
estudo, também houve uma relação positiva entre o número de ovos e a média do
volume dos ovos com as fêmeas, já que fêmeas maiores usam um espaço maior na
cavidade abdominal para produzir ovos maiores e em maior quantidade.
Temsiripong (1999) realizou a biometria de filhotes de Alligator
mississippiensis, cujo CRC foi de 13,9 cm, variando de 10,5-16,6 cm e a massa
24
média foi de 62,22 g, variando de 30-90 g. Segundo Verdade (1995), a biometria de
filhotes de C. latirostris apresentou a média de comprimento total (CT) de 24,654 cm
e massa de 47,61 g. Pérez (2001) também realizou a biometria de recém-nascidos
de C. crocodilus crocodilus em que a média do CT foi de 22,4 cm, variando de 19,6
a 25,5 cm, enquanto a média de massa corpórea encontrada foi de 39,1 g, variando
de 26,1 a 57,5 g. Miranda et al. (1999) mensuraram o comprimento rostro-cloacal e a
massa corpórea de filhotes recém-eclodidos de C. yacare que foram submetidos a
diferentes temperaturas de incubação e obtiveram as seguintes médias,
respectivamente, 13,23 cm e 52,78 g a 28º C e 13,58 cm e 53,09 g a 32ºC. Estes
autores concluíram que as temperaturas testadas não influenciaram o ganho de
massa, mas, no geral, o melhor CRC foi obtido em temperatura de 32°C. Além da
temperatura, Campos e Magnusson (1995) afirmam que os ovos maiores deram
origem a maiores filhotes de C. yacare coletados no Pantanal Sul.
2.6 Sistema de criação comercial e incubação artificial
Além da produção de carne e couro (SARKIS-GONÇALVES et al., 2001),
outra vantagem da criação comercial de crocodilianos é a prevenção da alta
mortalidade dos ovos causada pela predação e inundação e a redução da
mortalidade dos filhotes recém-eclodidos, diminuindo o impacto sobre a espécie na
natureza (CASTRO e SILVA, 2005). No Brasil, o modelo legal vigente para a
exploração de populações naturais de jacaré (COUTINHO e CAMPOS, 2006) é o
ranching, regulamentado a partir da Portaria 126 de 1990 do Instituto Brasileiro do
Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis - Ibama (BRASIL, 1990;
BRASIL, 2009). Este sistema de criação só pode ser aplicado em locais com
grandes remanescentes populacionais (SARKIS-GONÇALVES et al., 2001), já que a
coleta dos ovos/filhotes só deve ser realizada mediante prévio levantamento
populacional da espécie na área pretendida e autorização do órgão competente
(CAMPOS, MOURÃO e COUTINHO, 2005).
A incubação artificial é utilizada nas criações comerciais após a coleta
autorizada de ovos na natureza. A incubação é um processo relativamente simples,
em que devem ser consideradas a temperatura e a umidade das incubadoras. Os
25
ovos podem ser incubados em bandejas plásticas contendo vermiculita umedecida,
o que proporciona conservação da umidade e manutenção do calor necessário
durante a incubação (GRIGG,1987). Huchzermeyer (2003) sugere a incubação dos
ovos em prateleiras, pois afirma que facilita o acesso e a remoção aos ovos inférteis,
reduzindo o risco de contaminação e também previne o superaquecimento causado
pelo calor metabólico produzido pelo embrião. O ambiente de incubação é
extremamente importante, pois influencia a taxa de desenvolvimento embrionário,
crescimento após a eclosão, o período de incubação, a mortalidade embrionária e o
sexo (LUXMOORE, 1992).
O sucesso dessa modalidade de incubação está diretamente relacionado às
condições de transporte dos ovos do ninho à incubadora e das condições físicas e
sanitárias da incubadora durante esse processo (GRIGG, 1987). Segundo
Huchzermeyer (2003), a taxa de eclosão em relação ao número de ovos por ninho
na incubação artificial é baixa, o que pode ser atribuído à utilização de técnicas
inadequadas.
Em cativeiro, Verdade (2001) relatou uma taxa de eclosão de 79,83% de ovos
de C. latirostris no sistema de ciclo fechado, caracterizado pela reprodução,
oviposição e incubação em cativeiro. Nesta mesma espécie, no sistema ranching,
Piña et al. (2007a) descrevem taxas de eclosão de 73,4% e também, taxas de
eclosão que variaram de acordo com a temperatura de incubação, em que 79,3% foi
obtido a 29°C, 77,9% a 31°C e 50,6% a 33°C (PIÑA et al., 2007a). Em ovos de
Caiman crocodilus crocodilus incubados artificialmente, Pérez (2001) encontrou
84,1% de sucesso de eclosão em que 1,71% dos ovos não eclodidos apresentaram
morte embrionária, 9,84% eram inférteis e 4,22% possuíam malformações que foram
atribuídas a fatores hereditários. Miranda et al. (2002) relataram taxas de eclosão
relacionadas à temperatura de incubação em C. yacare de 66,63% a 28°C e de
83,3% a 30°C. Martinéz et al. (2002) encontraram, em ovos de C. latirostris e C.
yacare, 77% de sucesso de eclosão em que 9% dos ovos eram inférteis e 14%
sofreram morte embrionária. Joanen e McNease (1981) revelaram que, além de
fatores ambientais, o estado da incubação dos mesmos no momento da coleta
também influencia a eclosão.
26
2.7 Microbiota bacteriana
As condições sanitárias do processo de incubação (assepsia durante a coleta
e incubação artificial dos ovos) são pouco exploradas, embora fatores como
exposição a alta temperatura e umidade (FERGUSON, 1981a) e manuseio no
momento da coleta (BASSETTI, 2006) já tenham sido relatados como condições que
favorecem o processo de contaminação de ovos por fungos e bactérias.
Por outro lado, Ferguson (1981a) relatou que a presença de bactérias no
ninho durante a incubação natural facilita a eclosão do filhote pela ação dos ácidos
oriundos do metabolismo bacteriano sobre a camada externa do ovo. Existem
poucas informações referentes à constituição dessa microbiota, mas Schumacher e
Cardeilhac (1990) encontraram, na membrana de ovos de Alligator mississipiensis
com lesões características de contaminação, os seguintes microorganismos:
Enterobacter cloacae, Citrobacter sp., Proteus sp. e Pseudomonas aeruginosa.
Todas essas espécies fazem parte da microbiota intestinal de crocodilianos,
indicando uma contaminação fecal como fonte do problema. Salmonella arizona,
Pseudomonas aeruginosa e Aeromonas hydrophila foram isoladas de membranas
da casca de ovos de crocodilos do Nilo que não eclodiram no Zimbabwe (FOGGIN,
1992). Gattamorta et al. (2002) investigaram a presença de Salmonella sp. no
conteúdo de ovos recém-eclodidos de C. latirostris. Em contrapartida aos escassos
relatos da microbiota de ovos de crocodilianos, a microbiota oral e cloacal de
crocodilianos tem sido descrita sem, no entanto, ser correlacionada à microbiota dos
ovos (RAMOS et al., 1993; HUCHZERMEYER, 2000; GERMINO et al., 2008; SILVA
et al., 2009).
Teoricamente, a bactéria pode infectar o ovo, tanto via transovariana, através
de uma infecção do vitelo, quanto durante a postura, através da casca. A casca e
as membranas apresentam uma certa barreira para a penetração da bactéria,
porém, pequenas rachaduras na casca permitem facilmente o acesso da bactéria
(HUCHZERMEYER, 2003). Em média, 3 a 15% dos ovos têm a casca rachada
durante o processo de postura (JOANEN, 1969; POOLEY, 1969; WEBB, MESSEL e
MAGNUSSON, 1977; GOODWIN e MARION 1978) e, se um ovo sofre uma
contaminação, ele pode representar um perigo para os ovos adjacentes no ninho.
Além disso, a terra onde os ninhos são construídos também se torna contaminada
27
com o tempo, principalmente se algum ovo é quebrado antes da eclosão
(HUCHZERMEYER, 2003).
2.8 Microbiota fúngica
Os fungos estão normalmente presentes no solo (GAIRHE, 2007) e, sob
certas condições, como alta umidade, também podem infectar os ovos de
crocodilianos no ninho (HUCHZERMEYER, 2003), já que os ninhos deste grupo de
animais são construídos a partir de materiais do ambiente como terra, galhos e
folhas (VERDADE, 2001). Huchzermeyer (2003) ainda afirma que o risco de uma
infecção fúngica é maior em ninhos feitos em formato de monte, devido ao tipo de
material utilizado para a construção dos mesmos. Os fungos presentes no material
do ninho são capazes de penetrar a casca do ovo, Hibberd (1994) descobriu que o
tamanho dos poros da casca de ovos de Crocodylus porosus era suficiente para
permitir que hifas e esporos entrassem. Ela também relatou o crescimento de hifas
ao longo de pequenas rachaduras na casca, isolando as espécies Fusarium solani,
Paecilomyces lilacinus e Aspergillus sp.. Schumacher e Cardeilhac (1990) também
isolaram os fungos Fusarium oxysporum, Paeciliomyces aviotti, Penicillium
fellucanum e Aspergillus niger em ovos de Alligator mississippiensis.
O fungo pode não matar todos os embriões afetados durante a incubação,
porém, alguns filhotes infectados podem morrer tardiamente (HIBBERD e
HARROWER, 1993). Gairhe (2007) avaliou as causas de mortalidade de filhotes de
gavial e mostrou que apenas 38% dos filhotes sobreviveram nos primeiros dez
meses de vida e, desses 38%, 18,98% tinham lesões fúngicas na pele, cujos
isolados revelaram a presença dos fungos Curvularia spp., Fusarium spp.,
Penicillium spp., Pseudallescheria boydii, Rhizopus spp. e Trichoderma spp..
28
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Área de estudo
A coleta dos ovos e do material para a caracterização da microbiota
bacteriana e fúngica de ovos de C. yacare foi realizada em uma fazenda localizada
no município de Poconé, durante o mês de abril de 2011, conforme aprovação pelo
Comitê de Ética em Pesquisa Animal - Cepa/UFMT (protocolo nº. 23108.044293/10-
8). Esta propriedade realiza a coleta e a incubação artificial de ovos destinados à
criação comercial. Para tanto, durante o mês de março foram realizados nesta
propriedade o censo de ninhos e a respectiva identificação. De um total de 103
ninhos encontrados, 20 foram coletados para a incubação artificial sendo definidos
por sorteio levando-se em conta as quatro regiões da fazenda que apresentaram
maior ocorrência: a área designada de Piuval (ninhos nº. 1-6), a área Estrada
Parque (ninhos nº. 7-11), Vazante (ninhos nº. 12-16) e a área denominada Lixeiro
(ninhos nº. 17-20).
3.2 Georreferenciamento e biometria do ninho
No local de cada ninho trabalhado foi realizado o georreferenciamento (Figura
1) e parâmetros biométricos como altura, largura da base e do ápice (Figura 2) dos
20 ninhos foram mensurados com auxílio de fita métrica flexível. Dados referentes à
fitofisionomia da área escolhida pela fêmea para a construção do ninho também
foram coletados de acordo com o preconizado por Cunha, Junke e Leitão-Filho
(2007).
29
Figura 1: Mapa mostrando a localização geográfica dos 20 ninhos nas quatro áreas do Pantanal
Norte, município de Poconé/MT.
Figura 2: Mensuração da largura do ápice do ninho de Caiman yacare.
30
3.3 Coleta das amostras, transporte e biometria dos ovos
Os ninhos foram abertos com cuidado, sem que os ovos fossem tocados e,
após a abertura, procedeu-se à coleta das amostras microbiológicas da superfície
dos ovos por swabs (Figura 3), sendo então acondicionadas em meio de transporte
(meio de Stuart), resfriadas a aproximadamente 4ºC em recipiente isotérmico e
transportadas para o processamento, não excedendo o período de 24 horas até a
semeadura.
Figura 3: Coleta de amostra microbiológica da superfície dos ovos em ninho de Caiman yacare.
Após a coleta, os ovos de cada ninhada foram identificados, indicando a sua
posição original no ninho, acondicionados em caixas forradas com o material vegetal
do respectivo ninho (Figura 4) e transportados até a incubadora.
Após a chegada dos ovos na propriedade, foi realizada a contagem e a
biometria (Figura 5) dos mesmos. Os parâmetros analisados foram a mensuração do
eixo maior (comprimento), do menor (largura) e da massa, respectivamente aferidos
por paquímetro analógico e dinamômetro de mão (Pesola® de 100g e precisão de ±
0,3g).
31
Figura 4: Ovos coletados e acondicionados para o transporte, no material vegetal do respectivo ninho.
Figura 5: Mensuração do comprimento do ovo de C. yacare com paquímetro analógico.
3.4 Ovoscopia e incubação artificial
Todos os ovos passaram pelo exame de ovoscopia e foram classificados de
acordo com o grau de desenvolvimento embrionário adaptado de Ferguson (1981b),
sendo considerados de grau zero (Figura 6) aqueles que se apresentaram
inteiramente translúcidos (inférteis) e de graus um a quatro aqueles que
32
apresentaram graus crescentes de opacidade, sendo o grau quatro totalmente
opaco. Desde o ingresso dos ninhos ao incubatório até a eclosão do último ninho
transcorreram 39 dias de incubação artificial, período em que temperatura (em ºC) e
umidade relativa do ar (em %) foram verificadas a cada seis horas, respectivamente,
por um termômetro de mínima e máxima e um higrômetro.
Figura 6: Exame ovoscópico em ovo de C. yacare mostrando-se translúcido e, portanto, classificado
como grau zero e caracterizado como infértil.
Após o término do período de incubação de cada ninho, os ovos que não
eclodiram foram abertos por incisão longitudinal com lâmina de bisturi e o conteúdo
foi inspecionado quanto à presença ou não de embrião/feto. Amostras
microbiológicas foram colhidas do conteúdo de cinco ovos, sendo dois deles com
odor fétido e outros três sem aparente decomposição e com filhotes não eclodidos
que apresentavam o vitelo exteriorizado. Os ovos com odor fétido foram
caracterizados não só pela presença dessa característica, mas também pela
observação de uma coloração escurecida e manchas circulares na casca.
No local destinado à incubação, cada ninho foi mantido separadamente em
pequenos recintos delimitados por tijolos de oito furos, forrados e cobertos pelo
material oriundo do ninho, conforme procedimento adotado na propriedade em
coletas anteriores (Figura 7). Os ovos foram depositados nesses compartimentos
33
(incubadora), onde permaneceram até o momento da eclosão. Antes da colocação
dos ovos na incubadora, foi coletada uma amostra microbiológica dos tijolos, que foi
conservada e processada nas mesmas condições descritas anteriormente.
Figura 7: Sistema de incubação artificial de ovos de C. yacare adotado na propriedade rural no
Pantanal Norte, município de Poconé/MT.
3.5 Processamento microbiológico
Para a identificação de bactérias, as amostras coletadas foram semeadas em
ágar sangue e ágar Mac Conckey para a identificação de bactérias, sendo
incubadas em ambiente aeróbico e anaeróbico a 37ºC e observadas a cada 24
horas por até 72 horas. Após a observação do crescimento bacteriano, as colônias
foram identificadas de acordo com suas características morfotintoriais e provas
bioquímicas. As análises foram realizadas segundo a metodologia descrita por
Quinn et al. (1994) e Koneman et al. (2001). A colônia condizente com Salmonella
sp. foi confirmada através da técnica de reação em cadeia de polimerase (PCR) em
que a extração foi realizada segundo a metodologia de fervura-centrifugação
descrita por Soumet et al. (1994) e o PCR segundo Suh & Song (2005), utilizando
um par de primers que originam produtos de amplificação de 298 pares de base
correspondente ao gene invA.
34
Para a pesquisa de fungos e leveduras, as amostras coletadas foram
semeadas em ágar Sabouraud-dextrose (4%) e ágar Sabouraud-dextrose com
cloranfenicol (100 mg/L), incubadas em ambiente aeróbico de 28ºC a 30°C e
observadas a cada 24 horas por até sete dias. Após a observação do crescimento
fúngico, procedeu-se ao microcultivo nos meios ágar batata-dextrose (BDA) e ágar
fubá acrescido de Tween-80 a 1%. Os dois últimos meios foram empregados
visando a estimular a esporulação dos fungos, às vezes insuficiente ou ausente em
ágar-Sabouraud. A incubação foi realizada de forma similar à descrita anteriormente
para o cultivo inicial.
Lâminas originadas no microcultivo foram coradas com lactofenol e azul de
tripano (0,05%) para determinar a diferenciação de estruturas reprodutivas sexuais e
ou assexuadas. Para a classificação dos fungos, foram utilizadas as chaves de
identificação segundo Domsch, Gams e Anderson (1993), Alexpoulos, Mims e
Blackwell (1996), Watanabe (2002) e Harman et al. (2004).
3.6 Biometria dos filhotes
Após a eclosão, a biometria dos filhotes também foi realizada com a
mensuração do comprimento rostro-cloacal (CRC), a qual foi obtida com auxílio de
fita métrica flexível e com a aferição da massa por meio de dinamômetro de mão
(Pesola® de 100g e precisão de ± 0,3g). Após a biometria, os filhotes foram
transferidos para as instalações da criação comercial e os ovos remanescentes
foram contados para a verificação da taxa de eclosão e, na sequência, abertos para
a verificação da presença de embrião/feto conforme descrito anteriormente.
3.7 Delineamento experimental e análise estatística
O delineamento estatístico utilizado foi o inteiramente casualizado com quatro
tratamentos (áreas Piuval, Estrada Parque, Vazante e Lixeiro). Todos os ovos de um
determinado ninho foram considerados uma parcela. O número de repetições de
35
cada tratamento foi diferente em função da proporção de ninhos encontrados em
cada área.
As correlações entre a quantidade de ovos por ninho, a biometria dos ninhos,
dos ovos e dos filhotes, a taxa de eclosão, a quantidade de ovos inférteis e os ovos
que não eclodiram (por odor fétido ou retardo no desenvolvimento em relação aos
outros filhotes eclodidos no mesmo ninho) e as áreas estudadas foram submetidas à
análise de variância (ANOVA) e teste de médias Tukey conforme Banzato e Kronka
(1992), utilizando-se o software SAEG.
36
4 RESULTADOS
4.1 Georreferenciamento, caracterização e biometria dos ninhos
As coordenadas geográficas de cada ninho e as respectivas áreas de
ocorrência estão descritas na tabela 1. Os ninhos dos quais o material biológico foi
coletado, localizados na área Piuval, foram construídos pelas fêmeas no interior de
capões de gravatás e próximos à água. Eles eram formados por raízes, terra úmida
e uma pequena quantidade de material em decomposição no solo (serrapilheira). Os
ninhos localizados na Estrada Parque eram construídos em campos de murundus e,
em sua maior parte, eram constituídos de serrapilheira e, em menor proporção, de
terra e raízes. Na Vazante, os ninhos foram encontrados em cambarazais (ninhos 12
e 14) e campos de murundus (ninhos 13, 15 e 16) e eram formados por
serrapilheira, gravetos e uma quantidade menor de terra. Os ninhos localizados na
área do Lixeiro foram construídos em campos de murundus e continham terra,
gravetos e pouca serrapilheira (Figuras 8a-d). Todos os ninhos investigados neste
trabalho possuíam sombreamento parcial oferecido por árvores localizadas ao redor
dos mesmos e foram construídos em camada única. Além disso, foi observada a
presença de invertebrados (tabela 1), como cupins em 40% dos ninhos, formigas em
30%, diplópodas em 25% (Figuras 9a-b) e lacraias em 5% em todas as quatro áreas.
Dos 20 ninhos caracterizados, observou-se altura média de 36,3 cm, variando
de 20 a 46 cm. A média da largura da base e do ápice dos ninhos foi,
respectivamente, de 126,8 cm (variando de 94 cm a 137 cm) e 46,5 cm (variando de
31 cm a 66 cm). Comparando as médias das quatro áreas estudadas, observou-se
que não houve diferença estatística para a altura, largura da base e do ápice dos
ninhos entre elas (P<0,05), como descrito na tabela 2.
37
Tabela 1 – Ninhos selecionados para a coleta de ovos de Caiman yacare, respectivas áreas de ocorrência, coordenadas geográficas e ocorrência de invertebrados, no município de Poconé, MT – abr 2011
Ninho Área Coordenadas geográficas Invertebrados
1
Piuval
S 16° 24'59''; WO 56° 36'38.8'' Cupins/formigas
2 S 16° 25'05.5''; WO 56° 36'33.2'' Cupins/formigas
3 S 16° 24'49.1''; WO 56° 36'33.6'' Cupins/diplópodas
4 S 16° 24'59.8''; WO 56° 36'33.6'' Cupins
5 S 16° 24'42.7''; WO 56° 36'31.5'' ----
6 S 16° 25'03.3''; W 56° 36'32.9'' Diplópodas
7
Estrada Parque
S 16° 23'07.8''; W 56° 37' 40.2'' Formigas
8 S 16° 23'06.0''; W 56° 37'42.2'' ---
9 S 16° 23'13.7''; W 56° 37'40.4'' Cupins
10 S 16° 23'16.0''; W 56° 37'42.7'' Diplópodas/cupins
11 S 16° 22'52.5''; W 56° 37'47.2'' ---
12
Vazante
S 16° 22'37.3''; W 56° 36'45.3'' Diplópodas/formigas
13 S 16° 22'38''; W 56° 36'44.1'' Cupins/formigas
14 S 16° 22'07.1''; W 56° 36'45.8'' ---
15 S 16° 21'59.3''; W 56° 36'54.5'' Cupins
16 S 16° 21'598.7''; W56°36'57.1'' ---
17
Lixeiro
S 16°22'10.3''; W 56°37'58'' Formigas/lacraia
18 S 16° 22'6.0''; W 53° 38'5.3'' ---
19 S 16° 21'57.9''; W 56° 38'05.5'' ---
20 S 16° 22'9.8''; W 56° 37'34'' Diplópodas
4.2 Ovoscopia e biometria dos ovos
Nos 20 ninhos analisados, chegou-se a um total de 464 ovos que foram
submetidos ao exame ovoscópico, obtendo-se para os graus 0 (totalmente
translúcido), 2, 3 e 4 (totalmente opaco), respectivamente, 19 (4,1%), 2 (0,4%), 26
(5,6%) e 417 (89,9%) ovos. Dentre os 417 ovos opacos, 66 deles apresentavam
rachaduras e material viscoso emergindo por elas, evidenciando a eclosão dos
animais no momento do exame; outros 38 ovos opacos não apresentavam
rachaduras, mas possuíam odor fétido e um ovo apresentou-se quebrado.
38
Figuras 8a-d: Ninho de C. yacare na área Piuval localizado em um capão de gravatás (a), na área
Estrada Parque (b) e Lixeiro (c) em campos de murundus e na Vazante em cambarazais (d).
Figuras 9a-b: Ninhos de C. yacare contendo invertebrados como cupins (a) e diplópodas (b).
39
Tabela 2 - Médias da altura (cm), largura da base (cm) e do ápice (cm) dos ninhos de Caiman yacare em diferentes áreas, município de Poconé, MT – abr 2011
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste Tukey (P<0,05).
Quanto à biometria dos ovos provenientes dos 20 ninhos, as médias do
comprimento, da largura e da massa foram respectivamente, de 6,6 cm (variando de
5,2 cm a 7,8 cm), 3,9 cm (variando de 3,4 cm a 4,4 cm) e 67,5 g (variando de 30 g a
87 g.) Para os parâmetros analisados, em termos de comprimento, largura e massa,
não houve diferença estatística (tabela 3) entre as quatro áreas (p<0,05).
Tabela 3 - Médias do comprimento (cm), largura (cm) e da massa (g) de ovos de Caiman yacare nas respectivas áreas, no município de Poconé, MT – abr 2011
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste Tukey (P<0,05).
4.3 Incubação artificial e taxa de eclosão
Durante o período analisado, a temperatura média foi de 28,5°C, tendo sido
observada uma temperatura mínima de 23,6°C e máxima de 33,7°C. A umidade
relativa do ar média foi de 81,3%, sendo o valor mínimo igual a 57,4% e o valor
máximo igual a 95,8%. A variação da temperatura (em °C) e da umidade relativa do
ar (em %) durante o período de incubação está descrita no gráfico 1.
Altura do ninho Base do ninho Ápice do ninho
Piuval 35,67 a 114,83 a 46,83 a
Estrada Parque 34,70 a 113,40 a 50,00 a
Vazante 39,60 a 177,80 a 47,60 a
Lixeiro 36,25 a 101,25 a 40,50 a
Comprimento dos ovos Largura dos ovos Massa dos ovos
Piuval 6,66 a 4,00 a 68,30 a
Estrada Parque 6,62 a 3,98 a 69,36 a
Vazante 6,62 a 3,98 a 64,32 a
Lixeiro 6,47 a 3,86 a 66,76 a
40
Gráfico 1 - Variação média da temperatura (em °C) e umidade relativa do ar (em %) no ambiente durante a incubação dos ovos.
O número de ovos por ninho variou de 5 a 33 ovos (Tabela 4), sendo a média
de 23,2. Após o término da incubação, 336 ovos (72,4%) eclodiram. Dos 128
(27,6%) que não eclodiram, 124 (96,9%) apresentaram odor fétido e, ao serem
abertos, possuíam conteúdo que variava de caseoso a pútrido (Figuras 10a-b) e 4
(3,1%) não possuíam odor fétido e continham filhotes que, quando comparados com
os filhotes do mesmo ninho já eclodidos, estavam atrasados quanto ao
desenvolvimento (Figura 11a), o que foi evidenciado pela presença do vitelo ainda
fora da cavidade abdominal. Dentre os 124 ovos, em 15 deles (12,1%) foi possível
observar a presença de feto e/ou embrião, caracterizando a morte embrionária/fetal
(Figura 11b), não sendo possível a identificação deles no restante (109; 87,9%)
devido à decomposição avançada.
26,0
26,5
27,0
27,5
28,0
28,5
29,0
29,5
30,0
30,5
70,0
72,0
74,0
76,0
78,0
80,0
82,0
84,0
86,0
88,0
5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
Tem
pera
tura
(C
)
Um
idad
e (
%)
Dias de amostragem (abril/2010)
Média diária de Umidade (%)
Média diária de Temperatura (°C)
41
Tabela 4 - Ninhos selecionados para a coleta de ovos de Caiman yacare, área de ocorrência dos ninhos, número de ovos por ninho, número de ovos não eclodidos e taxa de eclosão, no município de Poconé, MT – abr 2011
Ninho Área Nº de ovos por
ninho N°. ovos não eclodidos
Taxa de eclosão (%)
1
Piuval
25 5 80
2 33 6 81,81
3 11 5 45,45
4 25 3 88
5 5 5 0
6 23 2 91,3
7
Estrada Parque
27 3 88,88
8 25 16 64
9 30 12 60
10 26 4 84,61
11 25 25 0
12
Vazante
30 7 76,66
13 26 7 73,07
14 26 6 76,92
15 28 3 10,71
16 15 8 53,33
17
Lixeiro
22 5 77,27
18 20 3 85
19 10 2 80
20 32 1 96,87
TOTAL 464 128
Figuras 10a-b: Ovo de C. yacare após abertura, evidenciando o conteúdo caseoso (a) e pútrido (b),
ambos com odor fétido.
42
Figuras 11a-b: Filhote de C. yacare sem odor fétido e com retardo no desenvolvimento, evidenciado
pelo vitelo fora da cavidade abdominal e feto em autólise caracterizando a morte fetal.
A comparação da taxa de eclosão, do número de ovos não eclodidos (inférteis
ou com odor fétido ou com retardo no desenvolvimento fetal) e a comparação das
médias do número de ovos por ninho entre as quatro áreas não mostraram
significância (p>0,05), indicando que esses parâmetros não sofreram influência do
fator área (Tabela 5).
Tabelas 5 - Médias do número de ovos de Caiman yacare, da taxa de eclosão, do número de ovos não eclodidos (inférteis ou com odor fétido), nas respectivas áreas de coleta, no município de Poconé, MT – abr 2011
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste Tukey (P<0,05).
4.4 Biometria dos filhotes
A biometria dos filhotes recém-eclodidos de jacaré-do-Pantanal também foi
aferida, sendo a média do comprimento rostro-cloacal (CRC) de 12,2 cm, possuindo,
o menor filhote, comprimento igual a 10,7 cm e o maior 13,1 cm. A massa média dos
Número de ovos não eclodidos
Número de ovos Taxa de eclosão Ovos inférteis
Ovos com odor fétido
Piuval 20,33 a 77,04 a 4,91 a 16,39 a
Estrada Parque 26,60 a 57,91 a 6,76 a 35,33 a
Vazante 25,20 a 73,60 a 0,80 a 25,6 a
Lixeiro 21,00 a 86,90 a 3,57 a 9,57 a
43
filhotes foi de 45,1 g, variando de 31 a 58 g. A comparação das médias do CRC e da
massa dos filhotes entre as áreas Piuval, Estrada Parque, Vazante e Lixeiro também
não mostrou significância e estão descritas na tabela 6.
Tabela 6 - Médias do comprimento rostro-cloacal - CRC (cm) e da massa (g) de filhotes recém-eclodidos de Caiman yacare, e coeficiente de variação, nas respectivas áreas de coleta, no município de Poconé, MT – abr 2011
Comprimento rostro-cloacal Massa
Piuval 12,125 a 41,959 a
Estrada Parque 12,38 a 47,564 a
Vazante 11,98 a 46,44 a
Lixeira 12,225 a 43,67 a
CV 3,478 11,919
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste Tukey (p<0,05).
4.5 Microbiota bacteriana e fúngica
A amostra microbiológica coletada na incubadora antes da chegada dos ovos
resultou em sete bactérias diferentes: Alcaligenes sp., Bacillus cereus, Enterobacter
aerogenes, Flavobacterium multivorum, Hafnia alvei, Klebsiella pneumoniae,
Shigella sp. e Streptococcus sp. Essa mesma amostra também resultou nos
seguintes fungos: Aspergillus sp., Mycelia sterilia e Penicillium sp.
Nas amostras de ovos de C. yacare oriundas de 20 ninhos coletados, foram
identificadas 22 bactérias diferentes, sendo a mais frequente a espécie Bacillus
cereus, isolada em 95% das amostras e as espécies Escherichia hermanini, Hafnia
alvei, Morganella morganni, Salmonella sp., Serratia marcescens e Shigella sonnei
foram isoladas em 5% dos ninhos (Tabela 7). Essas mesmas amostras evidenciaram
a presença de sete diferentes fungos, sendo seis gêneros e uma espécie (Tabela 8).
O Fusarium sp. foi o mais comum, presente em 40% das amostras e os gêneros
Geotrichum sp., Mycelia sterilia e Trichoderma sp. os menos comuns, com 10% de
ocorrência.
As amostras oriundas do conteúdo dos ovos com odor fétido apresentaram os
seguintes microorganismos: Acinetobacter sp., Alcaligenes sp., Citrobacter freundii,
Enterobacter aerogenes, Flavobacterium multivorum, Pseudomonas stutzeri,
44
Staphylococcus aureus e Streptococcus sp.. Aquelas provenientes dos filhotes não
eclodidos apresentaram: Aeromonas hydrophila, Alcaligenes sp., Escherichia colli,
Proteus vulgaris, Proteus mirabilis, Pseudomonas stutzeri, Staphylococcus sp. e
Streptococcus sp..
O fungo encontrado na amostra do conteúdo do ovo com odor fétido resultou
em Geotrichum sp. e no filhote não eclodido foi o Fusarium sp.
Tabela 7 - Ocorrência das bactérias, em porcentagem, nas respectivas áreas de coleta, no município de Poconé, MT – abr 2011
Bactérias Piuval
(%)
Estrada Parque
(%)
Vazante (%)
Lixeiro (%)
TOTAL (%)
Acinetobacter sp. 16,66 60 20 50 35
Aeromonas hydrophila
16,66 20 20 50 25
Alcaligenes sp. - 40 60 25 30
Bacillus cereus 100 80 80 100 95
Citrobacter freundii 66,66 40 100 100 75
Enterobacter aerogenes
66,66 40 60 75 60
Enterobacter aglomerans
- - 60 - 15
Escherichia colli 50 20 60 25 40
Escherichia hermanni
16,66 - - - 5
Flavobacterium multivorum
66,66 80 80 100% 80
Hafnia alvei - 20 - - 5
Morganella morganni - 20 - - 5
Proteus mirabilis 33,33 20 20 - 20
Proteus vulgaris 33,33 20 60 - 30
Pseudomonas stutzeri.
33,33 60 20 - 30
Salmonella sp. 16,66 - - - 5
S. aureus - 20 40 - 15
S. intermedius - 20 20 - 10
Serratia liquefacians 33,33 - - - 10
Serratia marcescens - - 20 - 5
Shigella sonnei - - - 25 5
Streptococcus sp. 66,66 20 60 25 45
45 Tabela 8 - Ocorrência dos fungos, em porcentagem, nas respectivas áreas de coleta, no município de
Poconé, MT – abr 2011
Piuval
(%) Estrada Parque
(%) Vazante
(%) Lixeiro
(%) Total (%)
Fungos
Aspergillus sp. 16,6 20 20 50 25
Cunninghamella echinulata
33,3 40 - 25 25
Fusarium sp. 66,6 20 40 25 40
Geotrichum sp. -- 20 20 - 10
Mycelia sterilia 16,6 20 - - 10
Penicillium sp. 16,6 40 40 50 35
Trichoderma sp. 16,6 - - 25 10
46
5 DISCUSSÃO
5.1 Caracterização e biometria dos ninhos
O local de nidificação caracterizado neste trabalho se assemelha às descrições
encontradas para outros crocodilianos (GREER, 1970; FERGUSON, 1985; PÉREZ, 2001;
MIRANDA et al., 2002; HUCHZERMEYER, 2003; AVANZINE et al., 2007) incluindo o C.
yacare (COUTINHO e CAMPOS, 2005). Na natureza, são encontrados ninhos com
diferentes itens em sua constituição, de acordo com a espécie e os recursos disponíveis
no ambiente de nidificação. Há ninhos, por exemplo, constituídos por material vegetal,
como capim, gravetos e eventualmente misturados com terra (SARKIS-GONÇALVES et
al., 2001), como descrito para os ninhos das regiões Estrada Parque e Vazante. Segundo
Huchzermeyer (2003), as espécies que vivem em florestas constroem ninhos a partir de
montes de folhas encontradas no chão da floresta e dependem do calor produzido pela
compostagem, e não do sol, para incubar os ovos. As espécies que vivem em pântanos
fazem o ninho a partir da vegetação de mangue e também dependem do calor da
compostagem, bem como do sol para a incubação dos ovos. Villamarín-Jurado e Suárez
(2007) descreveram ninhos de Melanosuchus niger como montes cônicos feitos de
serrapilheira e raízes e ainda afirmaram que todos os ninhos encontrados estavam
próximos a uma lagoa, o que corrobora os dados obtidos nesta investigação pois, como
descrito acima, os ninhos de C. yacare encontrados estavam sempre localizados próximo
à água e eram formados por montes de serrapilheira, raízes e terra.
Com relação à biometria dos ninhos de Caiman yacare, os valores obtidos neste
experimento para a altura e a largura foram, respectivamente, menores e maiores do que
aqueles apresentados por Faunagua-Mapza-Sernap-Sitipnis (2004). A altura também foi
menor em relação aos valores obtidos para o C. latirostris (VERDADE, 1995) e M. niger
(VILLAMARÍN-JURADO e SUÁREZ, 2007) e maior quando comparada ao C. acutus
(PLATT e THORBJARNARSON, 2000). Já a largura foi menor do que aquelas
encontradas no C. acutus (PLATT e THORBJARNARSON, 2000) e M. niger
(VILLAMARÍN-JURADO e SUÁREZ, 2007) e maior em relação àquela obtida no C.
latirostris (VERDADE, 1995). Não é possível inferir que o tamanho da espécie influencie o
tamanho do ninho, mas esta variedade de tamanhos entre diferentes espécies de
crocodilianos possivelmente está relacionada à disponibilidade de material para a
47
construção do mesmo conforme descrito por Magnusson (1979), assim como os ciclos
anuais de cheia e seca no Pantanal, que alteram não só a oferta de material como
também a disponibilidade dos locais de nidificação (CAMPOS e MAGNUSSON, 1995), ou
seja, os ninhos terão variações de tamanho e constituição de acordo com disponibilidade
do material no ambiente.
À semelhança do observado nos ninhos de C. yacare, Magnusson, Lima e
Sampaio (1985) e Allen et al. (1997) também relataram a presença de invertebrados como
cupins e formigas, respectivamente para o Paleosuchus trigonatus e Alligator
mississipiensis. No entanto, esses autores não relataram a presença de diplópodas como
observado para o C. yacare. Embora não se tenha objetivado o estudo das interrelações
entre esses invertebrados e o jacaré-do-Pantanal, Allen et al. (1997) investigaram os
efeitos da formiga de fogo (Solenopsis invicta) sobre filhotes de aligatores. Esta espécie
frequentemente se instala nos ninhos desses crocodilianos e, à medida que se inicia o
processo de eclosão, elas podem penetrar nos ovos e consumir o conteúdo do mesmo,
picando os filhotes até que a mãe os leve para a água, o que, se ocorrer de forma rápida,
não trará maiores consequências para os filhotes, mas, se houver demora, poderá
aparecer edema, principalmente ao redor dos olhos e extremidades dos membros.
5.2 Ovoscopia e biometria dos ovos
Dos 464 ovos submetidos ao exame de ovoscopia, 19 mostraram-se translúcidos, o
que evidenciou a condição de infertilidade dos mesmos. Os 445 restantes apresentaram
algum grau de opacidade, sugerindo, portanto, que estariam férteis e consequentemente
viriam a eclodir. No entanto, a inspeção dos mesmos durante a biometria mostrou que um
estava parcialmente quebrado e outros 38 apresentaram odor fétido e, embora os 39 ovos
estivessem totalmente opacos, esses ovos provavelmente não iriam eclodir, o que foi
verificado no exame físico após o período de incubação. Dessa forma, verificou-se que a
expectativa de que o número de ovos restantes (406) eclodissem não se concretizou. O
que se observa é que, durante o exame ovoscópico, ovos com conteúdo pútrido ou
caseoso, mas que não apresentam odor fétido e, portanto, não podem ser identificados ao
exame físico, podem ser confundidos com um ovo embrionado de grau quatro. Isso talvez
justifique a diferença entre o número de ovos efetivamente eclodidos (336) e a expectativa
de eclosão frente ao exame ovoscópico.
48
Webb e Cooper-Preston (1989) e Verdade (1995) relatam médias das dimensões
dos ovos, respectivamente, para o Crocodilus porosus e Caiman latirostris, maiores do
que as relatadas neste experimento, embora os valores citados por Verdade (1995) sejam
ligeiramente maiores. Diferentemente ocorreu em relação aos valores obtidos por
Campos (2003) para o C. crocodilus crocodilus, sendo estes dados inferiores aos
encontrados no C. yacare. Embora se trate da mesma espécie, Miranda et al. (2002)
encontraram valores médios de massa inferiores aos obtidos neste experimento. A
diferença entre as dimensões dos ovos das espécies C. porosus e C. latirostris, que foram
maiores que a do C. yacare, e do C. crocodilus crocodilus, que foram um pouco menores,
pode ser justificada pelo fato de serem espécies distintas cujas dimensões corpóreas
também diferem entre elas, pois, o tamanho do ovo está positivamente correlacionado ao
tamanho da fêmea, em que fêmeas maiores são capazes de produzir ovos maiores e em
maior quantidade (FERGUNSON, 1985; PLATT e THORBJARNARSON, 2000;
HUCHZERMEYER, 2003; CAMPOS, 2003; LARRIERA et al., 2004; MONTINI et al., 2006;
RUEDA-ALMONACID et al., 2007). Além disto, Huchzermeyer (2003) afirmou que nos
crocodilianos o tamanho dos ovos varia com a idade das fêmeas, de modo que fêmeas
mais jovens apresentam ovos menores, o que pode justificar a diferença da massa
encontrada por Miranda et al. (2002) que foi inferior à relatada nesta investigação, ainda
que se tratando da mesma espécie.
5.3 Incubação artificial e taxa de eclosão
Para a incubação artificial de ovos de crocodilianos não são recomendadas
temperaturas abaixo de 27ºC ou acima de 34ºC, o que poderia comprometer a
sobrevivência dos embriões (SARKIS-GONÇALVES et al., 2001). Neste experimento,
embora tenha sido registrada uma temperatura de 23,6ºC, as médias ficaram
compreendidas dentro do intervalo citado como ideal para crocodilianos. A temperatura e
umidade relativa do ar são capazes de interferir na incubação dos ovos e
consequentemente modificar a taxa de eclosão (MIRANDA et al., 2002; PIÑA, LARRIERA
e CABRERA, 2003; PIÑA, SIMONCINI E LARRIERA, 2005; PIÑA et al., 2007a). A taxa de
eclosão obtida neste experimento (72,4%) provavelmente esteja associada ao número de
ovos comprometidos (fétidos com conteúdo caseoso e/ou pútrido) e não às variações da
49
temperatura durante o curto tempo de incubação artificial, pois os ovos foram coletados
no terço final do período de incubação. Alguns estudos sugeriram que temperaturas muito
altas ou baixas causam malformações e comprometem a sobrevivência dos filhotes
(WEBB e COOPER-PRESTON, 1989). Por outro lado, Miranda et al. (2002) relataram que
os ovos de Caiman crocodilus yacare que tiveram a temperatura reduzida de 30° C para
28° C sofreram danos severos.
O número de ovos por ninho encontrado para o C. yacare corrobora os dados
apresentados por Campos et al. (2010). Segundo Rueda-Almonacid et al. (2007), o
número de ovos produzidos está relacionado com o tamanho dos indivíduos e a espécie,
embora Campos (2003), em estudo com Caiman crocodilus crocodilus, Paleosuchus
palpebrosus e Melanosuchus Níger, concluiu que há outros fatores capazes de afetar a
produção de ovos, além do tamanho da fêmea como a idade, o estado nutricional e a
genética dos pais. Embora neste experimento não se tenha objetivado a captura e
biometria das fêmeas, vários autores correlacionaram o número de ovos de cada ninho
com a massa corporal de fêmeas de várias espécies de crocodilianos como o C.
crocodilus crocodilus (CAMPOS, 2003) e o C. latirostris (LARRIERA et al., 2004;
MONTINI et al., 2006). Todos eles afirmaram que existe uma correlação positiva entre o
número e o tamanho dos ovos e o tamanho das fêmeas, sendo que as fêmeas maiores
realizam a postura de mais e maiores ovos que as fêmeas menores. Além disso, Basseti
(2006) afirma que, o estresse no período pré-reprodutivo também pode afetar o
desenvolvimento gonadal de fêmeas de crocodilianos com baixa posição hierárquica,
impedindo que entrem no estro ou diminuindo o desenvolvimento folicular e,
consequentemente, o número de ovos. Esses fatores (tamanho, idade, genética e estado
nutricional dos pais), como explicado anteriormente, são capazes de interferir tanto na
biometria como no número de ovos por ninho, dessa forma, assim como também não
houve diferença estatística entre as quatro áreas no parâmetro biometria dos ovos,
compreende-se essa igualdade de resultados quando analisado o número de ovos por
ninho, já que esses parâmetros estão correlacionados por possuírem as mesmas causas.
Na tabela 4 apresentada nos resultados, observou-se que os ninhos 3, 5, 16 e 19
continham um número de ovos por ninho abaixo do que está descrito por Campos et al.
(2010) para o C. yacare que descrevem valores entre 22 a 35 ovos, com no máximo 42
ovos por ninho. Essa diferença pode ser justificada pelas descrições no parágrafo acima,
porém, Hunt (1989) descreve em seu trabalho, com ninhos de aligátores, que quando
ocorre a predação dos ninhos, as fêmeas os cobrem novamente, deixando-os
aparentemente intactos e com uma quantidade menor de ovos. O que também corrobora
50
essa hipótese é a taxa de eclosão desses ninhos que, com excessão do ninho 19
estavam abaixo ou em torno de 50%, pois os ovos de crocodilianos são altamente
sensíveis ao calor excessivo causado pela incidência solar direta (SARKIS-GONÇALVES
et al., 2001).
A taxa de eclosão verificada neste experimento (72,41%) apresenta valor próximo
àquele (79,83%) descrito por Verdade (2001) para o C. latirostris criado no sistema de
ciclo fechado (farming), assim como, nesta mesma espécie, Piña et al. (2007a) relataram
taxas de eclosão que variaram de acordo com a temperatura de incubação (79,3% a
29°C; 77,9% a 31°C e 50,6% a 33°C), obtendo, em outro experimento, média de sucesso
de eclosão de 73,4% (PIÑA et al., 2007b). Miranda et al. (2002) também revelaram taxas
de eclosão relacionadas à temperatura de incubação em C. yacare (66,63% a 28°C e de
83,3% a 30° C). O valor obtido neste experimento está compreendido entre os valores
mínimo e máximo obtidos por Miranda, mas, considerando-se que a temperatura média
de incubação neste experimento foi de 28,5°C, pode-se dizer que se obteve uma taxa de
eclosão superior a relatada por esses autores. Na Argentina, Martinéz et al. (2002)
revelaram taxas de eclosão de 77% em C. latirostris e C. yacare.
Quanto à taxa de ovos inférteis, Pérez (2001) relata taxas de 9,84% para o Caiman
crocodilus crocodilus e Martinéz et al. (2002) encontraram 9% em ovos de C. latirostris e
C. yacare. Neste experimento (C. yacare), os ovos inférteis, corresponderam a 4,1%,
sendo essa taxa inferior às citadas anteriormente.
Com relação aos ovos que não eclodiram (128) e foram abertos, em 15 deles
(12,1%) observou-se morte fetal, não sendo possível identificar morte embrionária, devido
ao grau de autólise dos tecidos, restando apenas conteúdo putrido no interior do ovo.
Conforme citação de Huchzermeyer (2003), é difícil a diferenciação entre um ovo infértil e
um com morte embrioária precoce. Martinéz et al. (2002) também obtiveram taxa de
mortalidade embrionária (14%) acima das obtidas neste experimento. Segundo
Huchzermeyer (2003), a infertilidade do ovo pode ser explicada por fatores genéticos,
doenças ou a condição nutricional da fêmea, o que poderia justificar a taxa de 4,09%
encontrada neste trabalho e a diferença com os dados de Pérez (2001), sendo que, em
nenhum dos trabalhos foi verificada a condição nutricional e sanitária das fêmeas.
No caso dos ovos que aparentemente não possuiam odor fétido (4; 3,1%), mas que
também não eclodiram, ao serem abertos, observou-se a presença de feto vivo, porém,
ainda com o vitelo exteriorizado, mostrando um retardo no desenvolvimento em relação
aos demais animais da ninhada. Sabe-se que alguns fatores, como a temperatura e
umidade, podem ser responsáveis pelo retardo no desenvolvimento embrionário de
51
crocodilianos (FERGUSON 1985, MIRANDA et al. 2002, HUCHZERMEYER, 2003). Isso
também pode ser justificado pela variação individual, em que os ovos em um mesmo
ninho são afetados de forma diferente pelo tratamento térmico, dependendo do potencial
de desenvolvimento de cada indivíduo, conforme relatado por Miranda et al. (2002).
5.4 Biometria dos filhotes
O comprimento rostro-cloacal de filhotes recém-eclodidos de C. yacare mostrou-se
inferior aos valores apresentados para o Alligator mississippiensis (TEMSIRIPONG, 1999)
e C. yacare (MIRANDA et al., 1999), assim como, para o C. latirostris (VERDADE, 1995)
C. crocodilus crocodilus (PÉREZ, 2001), embora estes dois últimos autores tenham
realizado a mensuração do comprimento total. Quanto à massa corpórea, verificaram-se
neste experimento valores menores do que os citados, também para o C. yacare, por
Miranda et al. (1999). É possível que tal diferença esteja relacionada à temperatura de
incubação, pois, segundo Miranda et al. (1999), a temperatura de incubação é capaz de
afetar o desenvolvimento dos animais. A massa corpórea do C. yacare também foi menor
do que as citadas para o Alligator mississippiensis e C. latirostris, mas foi maior (45,1 g)
quando comparada à do C. crocodilus crocodilus (39,1 g). Huchzermeyer (2003) afirma
que o fator mais importante relacionado à ninhada é o tamanho do ovo e,
consequentemente, o tamanho do filhote, já que filhotes pequenos possuem, via de regra,
menor capacidade de desenvolvimento. Além disso, a massa dos filhotes está relacionada
com a espécie e o tamanho das fêmeas, assim como o tamanho dos ovos, como descrito
anteriormente (PLATT e THORBJARNARSON, 2000; HUCHZERMEYER, 2003).
5.5 Microbiota bacteriana
A amostra microbiológica que foi coletada na incubadora antes da chegada dos
ovos resultou em bactérias que estão naturalmente presentes no ambiente como
Alcaligenes sp., Bacillus cereus, Flavobacterium multivorum e Hafnia alvei (QUINN et al.,
1994; KONEMAN et al., 2001). Também houve a ocorrência de enterobactérias como o
Enterobacter aerogenes, Klebsiella pneumoniae e Shigella sp. que, além de possuírem
52
potencial patogênico, são bactérias comuns à microbiota dos crocodilianos, de outros
répteis e também à dos humanos (NOVAK e SEIGEL, 1986; FLANDRY et al., 1989;
MISRA, et al. 1993; HUCHZERMEYER, et al., 2000, KONEMAN et al., 2001; CUPUL-
MAGAÑA, RUBIO-DELGADO e REYES-JUÁREZ, 2005; JOHNSTON et al., 2010; UHART
et al., 2011). A presença dessas espécies pode ser atribuída ao fato de que as
instalações destinadas à incubação artificial já haviam sido utilizadas para a incubação de
ovos de jacarés-do-Pantanal em anos anteriores. Mesmo tendo sido realizada uma prévia
higienização do local, esse agentes podem ter permanecido pela característica quente e
úmida desse local, propício para o seu desenvolvimento. Além disso, o manuseio dos
tijolos (com os quais foram montadas as incubadoras) pelo ser humano também pode ser
considerado como possível fonte de contaminação, já que essas espécies também lhe
são comuns (KONEMAN et al., 2001). De forma semelhante, justifica-se a presença do
Streptococcus sp., pois também possui potencial patogênico (BARNETT e CARDEILHAC,
1995; BISHOP et al., 2007) e está presente em animais e seres humanos sadios
(MATUSHIMA e RAMOS, 1993; QUINN et al. 1994; HUCHZERMEYER et al. 2000).
Em relação à microbiota bacteriana de ovos de jacaré-do-Pantanal em ambiente
natural, das 22 espécies encontradas, 13 pertencem à família Enterobacteriacea
(Citrobacter freundii, Enterobacter aerogenes, Enterobacter aglomerans, Escherichia colli,
Escherichia hermanini, Hafnia alvei, Morganella morganni, Proteus vulgaris, P. mirabilis,
Salmonella sp., Serratia liquefacians, Serratia marcescens e Shigella sonnei), quatro se
classificam como bactérias gram negativas não fermentadoras da glicose (Acinetobacter
sp., Alcaligenes sp., Flavobacterium multivorum e Pseudomonas stutzeri), três são cocos
gram positivos (Streptococcus sp., Staphylococcus aureus e Staphylococcus intermedius),
e duas são, respectivamente, um bacilo gram positivo (Bacillus cereus,) e um bacilo gram
negativo (Aeromonas hydrophila).
A presença da espécie Bacillus cereus em 95% das amostras evidenciou a
característica do gênero, uma vez que as espécies pertencentes a este gênero são
amplamente encontradas no ar, solo e água (QUINN, et al. 1994) e podem estar
presentes em amostras de animais conforme relatado por outros autores que
identificaram a presença deste gênero no aparelho digestório de crocodilianos
aparentemente sadios (WILLIAMS et al., 1990; HUCHZERMEYER et al., 2000; SILVA et
al., 2009).
A espécie Flavobacterium multivorum também faz parte do grupo de bactérias que
estão naturalmente presentes no ambiente, estando amplamente distribuída no solo e na
água. Ela apresenta certo potencial patogênico em animais imunodeprimidos (QUINN et
53
al., 1994) e já foi relatada em répteis (CUBAS e BAPTISTOTTE, 2007) como cascavéis
(FERREIRA JÚNIOR et al., 2009); tracajá (GATTAMORTA, CARVALHO e CATÃO-DIAS,
2000); jararaca (BASTOS et al., 2008) e Alligator mississipiensis (WILLIAMS et al., 1990).
As espécies Citrobacter freundii, Enterobacter aerogenes, Enterobacter
aglomerans, Escherichia colli, Escherichia hermanini, Hafnia alvei, Morganella morganni,
Proteus vulgaris, P. mirabilis, Salmonella sp., Serratia liquefacians, Serratia marcescens e
Shigella sonnei são enterobactérias e têm sido identificadas em outros estudos como
integrantes comuns da microbiota do trato digestório de répteis, incluindo crocodilianos e
podem constituir-se agentes oportunistas de infecções (ROGGENDORF e MÜLLER,
1976; NOVAK e SEIGEL, 1986; FLANDRY et al., 1989; MISRA et al., 1993;
HUCHZERMEYER et al., 2000; CUPUL-MAGAÑA, RUBIO-DELGADO e REYES-
JUÁREZ, 2005; PESSOA et al., 2008; FERREIRA JUNIOR et al., 2009; JOHNSTON et
al., 2010; UHART et al., 2011). Espécies da família Enterobacteriacea, assim como
espécies já descritas na microbiota cloacal de crocodilianos eram esperadas, pois o ovo,
durante o processo de postura, passa pela cloaca da mãe no momento em que está
sendo posto no ninho e, consequentemente, entra em contato com os microorganismos
presentes nesta região. Além disso, a fêmea, durante a postura, defeca no ninho,
contaminando o ambiente com bactérias residentes do intestino (HUCHZERMEYER,
2003).
O estreptococo pode ser encontrado naturalmente em mucosas e no aparelho
respiratório e digestório de animais e seres humanos (QUINN et al., 1994). Este gênero
apresentou uma ocorrência de 45,45% dos isolamentos. Essa bactéria, além de ser
bastante comum em relatos de animais sadios (MATUSHIMA e RAMOS, 1993;
HUCHZERMEYER et al.; 2000), possui grande potencial patogênico. Bishop et al. (2007)
relataram casos de fasciíte necrosante em Crocodylus porosus causadas por
Streptococcus agalactiae. Madsen (1993) isolou Streptococcus sp. em carne congelada
de cauda de crocodilos no Zimbabwe. Barnett e Cardeilhac (1995) atribuíram a septicemia
ocorrida em filhotes de aligatores americanos como sendo causada por essa bactéria.
As bactérias gram negativas não fermentadoras da glicose encontradas foram:
Pseudomonas stutzeri, Acinetobacter sp. e Alcaligenes sp. A espécie Pseudomonas
stutzeri é amplamente distribuída em solos e águas e raramente associada a infecções
(KONEMAN et al., 2001). No entanto, o gênero Pseudomonas é considerado como uma
das principais causas de septicemia provocada por bactérias gram negativas em répteis
(MITCHELL, 2006). Ferreira Júnior et al. (2009) relataram a presença da espécie
Pseudomonas aeruginosa como sendo uma das de maior ocorrência na microbiota de
54
cascavéis, assim como Pessoa et al. (2008) relataram a presença dessa espécie em 16%
na microbiota de jabutis domiciliados no Estado de São Paulo. Por outro lado, a
Pseudomonas putida foi relatada por Gattamorta, Carvalho e Catão-Dias (2000), em
tracajá, como espécie de baixa ocorrência. O gênero Acinetobacter também está presente
no solo, na água (QUINN et al., 1994) e já foi relatado em tracajás (Podocnemis unifilis),
em baixos níveis, por Gattamorta Carvalho e Catão-Dias, (2000) e por Pessoa et al.
(2008) que relataram a espécie Acinetobacter iwoffii em 6% dos casos estudados de
jabutis (Geochelone carbonaria) domiciliados no Estado de São Paulo. Esta mesma
espécie foi descrita por Ferronato et al. (2009) em 40% dos casos da microbiota oral de
Phrynops geoffranus. As bactérias pertencentes ao gênero Alcaligenes são saprófitas e
frequentemente são isoladas dos intestinos dos vertebrados (QUINN et al., 1994),
podendo-se tornar um patógeno oportunista e causar infecções nosocomiais (KONEMAN
et al., 2001). Huchzermeyer et al. (2000) isolaram Alcaligenes faecalis em 6,89% dos
isolados de microbiota cloacal de crocodilos anões (Osteolaemus tetraspis).
A espécie Aeromonas hydrophila foi isolada em 25% dos ninhos estudados e
outros trabalhos relataram a sua presença em porcentagens variadas, como Gorden et al.
(1979) que isolaram esta mesma espécie em 85% de amostras da cavidade oral e em
70% de amostras obtidas a partir de tecido interno de aligatores americanos que vieram a
óbito sem causa aparente, sugerindo que esta espécie poderia estar envolvida na causa
da morte. A Aeromonas hydrophila já foi isolada em filhotes de aligatores americanos
(BARNETT e CARDEILHAC, 1995). Gattamorta, Carvalho e Catão-Dias (2000)
encontraram uma prevalência de 58,62% desta espécie em swabs cloacais de
Podocnemis unifilis. Pessoa (2008) relatou apenas 4% de isolados de Aeromonas em
Geochelone carbonaria. Johnston et al. (2010) estudaram a microbiota presente nas fezes
de aligatores americanos e a Aeromonas hydrophila estava presente em 59 dos 70
isolados. Ferronato et al. (2009) relataram a presença de 25% desta espécie em
Phrynops geoffranus. A diferença de resultados obtidos nesta investigação com os
trabalhos supracitados pode ser explicada pelo uso de métodos diferentes de isolamento
bacteriano (SANTOS et al., 2010). Além disso, Michael (2006) afirma que a presença do
gênero Aeromonas sp. é relatada como um dos principais agentes envolvidos em casos
patológicos em répteis, o que pode justificar a alta ocorrência desta bactéria em relatos de
animais já doentes.
O gênero Staphylococcus sp. é um grupo de bactérias patogênicas que colonizam,
além de outras estruturas, as membranas mucosas do intestino (QUINN et al., 1994). Este
gênero já foi relatado por estar presente na microbiota oral e intestinal de variadas
55
espécies de crocodilianos como aligatores americanos (MAINSTER et al., 1972;
BARNETT e CARDEILHAC, 1995), em um crocodilo anão cativo com artrite séptica
(HEARD et al., 1988), em gaviais (MISRA et al., 1993), em jacarés-do-papo-amarelo
(MATUSHIMA e RAMOS, 1993) e em crocodilos anões (HUCHZERMEYER et al., 2000).
Silva et al. (2009) relataram que o gênero Staphylococcus sp. foi o de maior ocorrência
com 14,74% na microbiota oral e cloacal de C. latirostris.
As amostras do conteúdo dos ovos com odor fétido e dos filhotes sem aparente
decomposição e com retardo no desenvolvimento resultaram em bactérias que também
foram isoladas da casca dos ovos em ambiente natural, indicando que, mesmo que essas
bactérias sejam necessárias para colonização da microbiota dos recém-nascidos, elas
também oferecem risco de contaminação, pois a bactéria pode infectar o ovo tanto
transovarialmente, através de uma infecção do vitelo, ou após a postura, através da
casca. A casca e as membranas apresentam uma certa barreira para a penetração da
bactéria, porém, pequenas rachaduras na casca permitem facilmente o acesso à bactéria
(HUCHZERMEYER, 2003). Em média, 3 a 15% dos ovos têm a casca rachada durante o
processo de postura (JOANEN, 1969; POOLEY, 1969; WEBB, MESSEL e MAGNUSSON,
1977; GOODWIN e MARION, 1978) e, se um ovo sofre uma contaminação, ele pode
representar um perigo para os ovos adjacentes no ninho, o que pode explicar a taxa de
27,6% de ovos não eclodidos. Além disso, a terra onde os ninhos são construídos
também se torna contaminada com o tempo, principalmente se algum ovo é quebrado
antes da eclosão (HUCHZERMEYER, 2003).
5.6 Microbiota fúngica
Os fungos isolados neste experimento são fungos saprófitas, ou seja, amplamente
encontrados no solo e meio ambiente e alguns deles, já foram descritos como
componentes da microbiota oral e cloacal de crocodilianos ou mesmo como causadores
de algum tipo de transtorno patológico (QUINN et al., 1994; HUCHZERMEYER, 2000;
HUCHZERMEYER, 2003; SUMMERBELL, 2003). Huchzermeyer (2003) afirma que a
maioria das infecções por fungos são oportunistas e que aqueles que fazem parte da
microbiota intestinal são excretados diariamente com as fezes e, sob condições
favoráveis como o calor e umidade, podem-se multiplicar, o que justifica a presença dos
fungos em ovos de C. yacare, pois, além de o ninho ser um ambiente úmido e quente, as
56
fêmeas de crocodilianos aí defecam no momento da postura, contaminando o ambiente
com os microorganismos presentes na microbiota intestinal. Este mesmo autor ainda
afirma que o risco de uma infecção fúngica é maior em ninhos feitos em formato de
monte, devido ao tipo de material utilizado para a construção dos mesmos, como é o
caso do C. yacare. Além disso, a incubação artificial com o material proveniente do ninho
pode oferecer um risco de contaminação dos ovos, principalmente contaminações
fúngicas (HUCHZERMETER, 2003). Os fungos presentes no material do ninho são
capazes de penetrar a casca do ovo, conforme descrito por Hibberd (1994), que
descobriu que o tamanho dos poros da casca de ovos de Crocodylus porosus era
suficiente para permitir que hifas e esporos penetrassem. Relatou, também, que houve o
crescimento de hifas ao longo de pequenas rachaduras presentes na casca.
A maioria dos fungos encontrados neste trabalho pertence ao Filo Ascomycota
(Aspergillus sp.; Fusarium sp.; Geotrichum sp.; Mycelia sterilia, Penicillium sp. e
Trichoderma sp.), sendo apenas a espécie Cunninghamella echinulata pertencente ao Filo
Zygomicota (SUMMERBELL, 2003).
A amostra microbiológica que foi coletada na incubadora antes da chegada dos
ovos resultou em fungos que estão naturalmente presentes no ambiente como Aspergillus
sp., Mycelia sterilia e Penicillium sp. (QUINN et al., 1994; KONEMAN et al., 2001).
O Fusarium sp. foi isolado em 40% das amostras. Esse gênero é principalmente
encontrado em estudos agrícolas, ecológicos ou de biodiversidade (SUMMERBELL,
2003), estando amplamente distribuído no ambiente e, consequentemente, está presente
no ambiente de nidificação. Algumas espécies como o Fusarium nygamai estão
associadas com raízes de plantas e grãos (BURGESS e TRIMBOLI, 1986) e, como foi
descrito neste trabalho, as raízes estão presentes na constituição do ninho de jacarés-do-
Pantanal. Já o F. proliferatum tem sido frequentemente isolado no substrato de plantas,
em insetos e no solo (O‟DONEL et al., 1998). O F. sacchari na natureza é comumente
isolado de uma variedade de plantas tropicais (O‟DONEL et al., 1998). O F. solani é uma
espécie bem conhecida pela associação com vários tipos de solo e plantas, assim como o
F. oxysporum, que também é relatado em lagos, rios e esgotos (DOMSCH, GAMS e
ANDERSON, 1993). O gênero Fusarium, além de estar normalmente presente no
ambiente, também é capaz de causar doença tanto em crocodilianos, como em outros
répteis e mamíferos. O Fusarium moniliforme já foi isolado dos pulmões de um Alligator
mississippiensis que apresentou pneumonia (FRELIER, SIGLER e NELSON, 1985). O
Fusarium solani foi isolado de órgãos internos de Crocodilus porosus de cativeiro que
também estavam doentes (HIBBERD e HARROWER, 1993; BUENVIAJE et al., 1994).
57
Fusarium sp. foi isolado de C. porosus cativos (HIBBERD et al., 1996), da gengiva de um
C. crocodilus fuscus de cativeiro (KUTTIN et al., 1978) e da pele de um C. porosus cativo
(BUENVIAJE, LADDS e MARTIN, 1998). Hibberd e Harrower (1993) descreveram uma
alta mortalidade em filhotes de Crocodylus porosus que foi atribuída ao Fusarium solani,
que estava presente em amostras do fígado, dos pulmões e do intestino delgado. Nestes
mesmos animais também foram isolados Paecilomyces lilacinus, Cladosporium spp. e
Aspergillus spp., mas em uma frequência mais baixa. Amostras ambientais mostraram
que este patógeno estava amplamente distribuído no ambiente da fazenda. Uma
contaminação dos ovos pelo fungo foi determinada como a causa primária provável da
infecção juntamente com subsequente trauma físico nos filhotes. O material do ninho foi
implicado como a maior fonte de contaminação do ovo (HIBBERD et al., 1994; 1996).
O Penicillium sp. foi isolado em 35% dos ninhos e este gênero está entre os fungos
mais comuns de decomposição da natureza, sendo comumente encontrado no solo e
também em serrapilheiras (SUMMERBELL, 2003). Este fungo também possui potencial
patogênico. Em crocodilianos, ele já foi isolado dos pulmões de crocodilos e aligatores
(KEYMER, 1974), da pele de C. porosus (BUENVIAJE et al., 1994; HIBBERD et al., 1996)
e Huchzermeyer et al. (2000) relatam a presença deste fungo na microbiota intestinal de
Osteolaemus tetraspis.
O gênero Aspergillus sp. ocorreu em 25% dos casos. Este também é classificado
como um fungo saprófita, chamado comumente de “fungo do solo” e é um agente
oportunista de infecções em animais e humanos (SUMMERBELL, 2003). Em
crocodilianos, já foi relatado em C. porosus doentes (BUENVIAJE et al., 1994; HIBBERD
et al., 1996; BUENVIAJE, LADDS e MARTIN, 1998) e de lesões da pele de jacarés
(gênero Caiman) de cativeiro (TROIANO e ROMÁN, 1996). Além de também já ter sido
isolado a partir da microbiota intestinal de Osteolaemus tetraspis (HUCHZERMEYER et
al., 2000).
A espécie Cunninghamella echinulata também foi isolada em 25% das amostras.
Os membros deste gênero são saprófitas que vivem normalmente no solo, na vegetação
em decomposição e podem ser parasitas facultativos de plantas. A patogenicidade da
Cunninghamella echinulata é essencialmente determinada pelas condições do hospedeiro
ou do ambiente, capazes de favorecer sua multiplicação e instalação (SCHIPPER e
STALPERS, 2002).
O gênero Geotrichum sp. foi isolado em 10% dos ninhos e este também é um
fungo do solo, água, ar e plantas, ele também é comumente encontrado na microbiota de
seres humanos (SUMMERBELL, 2003) e também em crocodilianos (HUCHZERMEYER et
58
al., 2000) e, assim como os anteriormente descritos, também é capaz de causar infecções
em crocodilianos como em C. porosus (HIBBERD et al., 1996).
A Micelia sterilia é um grupo de fungos no qual não há produção de conídios,
apenas de hifas (HOWARD, 2002). Este grupo de fungos é comumente isolado a partir de
substrato de plantas (LACAP, HYDE e LIEW, 2003).
O fungo Trichoderma sp. foi isolado em 10% das amostras e, assim como os
outros, este também está presente no solo e plantas (HARMAN et al., 2004) e também
existe relato deste gênero causando doença na pele de aligatores americanos selvagens
(FOREYT, LEATHERS e SMITH, 1985) e como componente da microbiota de
Osteolaemus tetraspis sadios (HUCHZERMEYER et al., 2000).
59
6 CONCLUSÕES
Diante dos resultados apresentados, julgamos poder concluir que:
A constituição dos ninhos está relacionada à disponibilidade de material no
ambiente.
É frequente a presença de invertebrados nos ninhos sem que, contudo, fosse
possível relacionar tal fato a quaisquer danos ou benefícios aos animais.
A fitofisionomia das áreas selecionadas pelas fêmeas para a construção dos
ninhos era diversificada, mas estava sempre associada a curso d‟água.
Não houve diferença estatisticamente significativa entre as quatro regiões
estudadas para o parâmetro tamanho do ninho.
O número de ovos por ninho também não variou estatisticamente de acordo com a
região analisada.
Não houve diferença estatisticamente significativa entre as quatro regiões
estudadas para o parâmetro tamanho dos ovos e dos filhotes.
A taxa de eclosão foi de 72,4% e os ovos que não eclodiram (128; 27,6%)
apresentaram morte fetal, conteúdo caseoso ou pútrido ou retardo no
desenvolvimento fetal.
A microbiota bacteriana encontrada na superfície dos ovos apresentou-se ampla e
reflete a origem a partir do solo, da água e do organismo da mãe.
A microbiota fúngica é saprófita e também reflete sua origem.
60
7 CONSIDERAÇÕES FINAIS
Tanto na microbiota bacteriana quanto na fúngica existem espécies com potencial
patogênico para o Caiman yacare, seja durante a vida embrionária/fetal ou pós-eclosão.
Todavia, os fatores predisponentes que viabilizam a instalação do processo patológico,
ainda precisam ser explorados do ponto de vista científico, para que se estabeleça o limite
entre as perdas por processo seletivo daquelas efetivamente oriundas do desequilíbrio
entre agente etiológico e hospedeiro.
Dessa forma, talvez seja possível compreender os fatores que culminam com a
perda da viabilidade dos ovos, sejam eles genéticos, ambientais ou patológicos.
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REFERÊNCIAS
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74
APÊNDICE A - ARTIGO CIENTÍFICO
Trabalho 2616 WM
(Adapt.p.PVB, 14.12.11)
Taxa de eclosão e microbiota bacteriana de ovos de jacaré-do-
Pantanal (Caiman yacare Daudin, 1802)1
ABSTRACT.- 2012. [Hatch rate and bacterial microbiota of the Pantanal caiman (Caiman yacare
Daudin, 1802) eggs.] Taxa de eclosão e microbiota bacteriana de ovos de jacaré-do-Pantanal (Caiman
yacare Daudin, 1802).
The commercial breeding of the Pantanal Caiman has been growing in the State of Mato Grosso and
the success of this activity is strongly related to the species reproductive efficiency in the wild, particularly
with the conditions of the artificial incubation which interfere directly in the hatch rates. The sanitary
conditions of the incubation process (asepsis during the collection and artificial incubation of the eggs) are
barely explored. Thus, this paper aims at characterizing both the hatch rates and the bacterial microbiota of
the C. yacare eggs at the moment of collection for artificial incubation, as well as at correlating the
microbiota and the hatch rates with the environment (phytophysiognomy) in which the nests were collected.
Microbiological samples were collected from the surface of eggs in twenty nests, located at a farm in North
Pantanal, in the city of Poconé. After being collected, the eggs were counted and prepared to be taken to the
incubator. Among these twenty nests, there was a total of 464 eggs in which 336 animals hatched (72.41%).
The remaining eggs where opened and 124 (26.72%) of them were fetid and had putrid contents and 4
(0.86%) didn`t have fetid smell but had hatchlings with the yolk-sac still outside the abdominal cavity.
Among the 124 eggs, in 15 of them (12.1%) it was possible to see a hacthling and/or embryo, not being
possible to see them in the rest (109; 87.9%), due to advanced decomposition. The comparison from the
hatch rate with the four areas didn´t show significance (p>0.05), indicating that these parameters were not
influenced by the factor area. In the samples from 20 nests, 22 different bacteria were identified: Bacillus
cereus (95%), Flavobacterium multivorum (80%), Citrobacter freundii (75%), Enterobacter aerogenes
(75%), Streptococcus sp. (45%), Escherichia colli (40%), Acinetobacter sp. (35%), Alcaligenes sp. (30%),
Proteus vulgaris (30%), Pseudomonas stutzeri (30%), Aeromonas hydrophila (25%), Proteus mirabilis
(20%), Enterobacter agglomerans (15%), Staphylococcus aureus (15%), Serratia liquefacians (10%),
Staphylococcus intermedius (10%), Escherichia hermanini (5%), Hafnia alvei (5%), Morganella morganni
(5%), Salmonella sp. (5%), Serratia marcescens (5%) and Shigella sonnei (5%). When the areas were
compared in terms of microbiota, statistical difference was observed for two species (p<0.05) Citrobacter
freundii and Enterobacter agglomerans. However, for the other species, the area effect was not significant
(p>0.05). The hatch rates in this paper were 72.41% , and aspects which determine them, whether in natural
or artificial environments, still need to be more explored from the scientific point of view. Regarding the
microbiota, all the bacteria isolated at this study had already been related by other authors as part of the
crocodilians oral and/or cloacal microbiota or as ethiological agents of infectious processes.
INDEX TERMS: nest, commercial breeding, ranching, enterobacteria.
RESUMO.- A criação comercial do jacaré-do-Pantanal tem alcançado grande destaque econômico no
Estado de Mato Grosso e o sucesso dessa atividade está diretamente relacionado à eficiência reprodutiva da espécie
1 Recebido em 14 de dezembro de 2011.
Aceito pra publicação em ......................................
75 na natureza, em especial, às condições de incubação que interferem diretamente nas taxas de eclosão. As condições
sanitárias do processo de incubação (assepsia durante a coleta e incubação artificial dos ovos) são pouco
exploradas. Dessa forma, o presente trabalho teve como objetivo verificar as taxas de eclosão dessa espécie e
caracterizar a microbiota bacteriana de ovos de C. yacare no momento da coleta para a incubação artificial,
assim como correlacionar tanto a microbiota como as taxas de eclosão com o ambiente (fitofisionomia) em
que os ninhos foram coletados. Foram coletadas amostras microbiológicas da superfície dos ovos em 20
ninhos, localizados em uma fazenda no Pantanal Norte, município de Poconé. Após a coleta, os ovos foram
contados e preparados para o transporte até a incubadora. Desses 20 ninhos, obteve-se um total de 464 ovos
dos quais eclodiram 336 animais (72,41%). Os ovos remanescentes foram abertos e 124 (26,72%) deles
apresentaram odor fétido e conteúdo pútrido e 4 (0,86%) não possuíam odor fétido mas continham filhotes
com vitelo ainda fora da cavidade abdominal. Dentre os 124 ovos, em 15 deles (12,1%) foi possível observar
a presença de feto e/ou embrião, não sendo possível a identificação deles no restante (109; 87,9%), devido à
decomposição avançada. A comparação da taxa de eclosão com as quatro áreas não mostrou significância
(p>0,05), indicando que esses parâmetros não sofreram influência do fator área. Nas amostras dos 20 ninhos,
foram identificadas 22 bactérias diferentes: Bacillus cereus (95%), Flavobacterium multivorum (80%),
Citrobacter freundii (75%), Enterobacter aerogenes (75%), Streptococcus sp. (45%), Escherichia colli
(40%), Acinetobacter sp. (35%), Alcaligenes sp. (30%), Proteus vulgaris (30%), Pseudomonas stutzeri
(30%), Aeromonas hydrophila (25%), Proteus mirabilis (20%), Enterobacter agglomerans (15%),
Staphylococcus aureus (15%), Serratia liquefacians (10%), Staphylococcus intermedius (10%), Escherichia
hermanini (5%), Hafnia alvei (5%), Morganella morganni (5%), Salmonella sp. (5%), Serratia marcescens
(5%) e Shigella sonnei (5%). Quando as áreas foram comparadas em termos de microbiota, observou-se
diferença estatística para duas espécies (p<0,05) Citrobacter freundii e Enterobacter agglomerans, porém,
para as demais espécies, o efeito de área não foi significativo (p>0,05). A taxa de eclosão neste trabalho foi
de 72,41% e aspectos que as determinam, sejam em ambientes natural ou artificial, ainda precisam ser
melhor explorados do ponto de vista científico. Em relação à microbiota, todas as bactérias isoladas já
haviam sido relatadas por outros autores como fazendo parte da microbiota oral e/ou cloacal de crocodilianos
ou como agentes etiológicos de processos infecciosos.
TERMOS DE INDEXAÇÃO: ninho, criação comercial, ranching, enterobactéria.
INTRODUÇÃO
O jacaré-do-Pantanal (Caiman yacare Daudin, 1802) é uma das seis espécies de crocodilianos de ocorrência
no Brasil (Bérnils 2010), cuja criação comercial tem alcançado grande destaque econômico no Estado de
Mato Grosso a partir da regulamentação do sistema de criação pelo Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e
dos Recursos Naturais Renováveis (Ibama) denominado “ranching” (Brasil 1990, 2009). Este sistema
fundamenta-se na coleta de filhotes ou de ovos na natureza, mediante prévio levantamento populacional da
espécie na área pretendida, na incubação artificial desses ovos e na recria dos jovens em instalações
apropriadas (Campos et al. 2005). Dessa forma, verifica-se que o sucesso dessa atividade está diretamente
relacionado à eficiência reprodutiva da espécie na natureza, em especial, às condições de incubação.
Em ambiente natural, o período reprodutivo de C. yacare se estende de janeiro a março (Coutinho & Campos
2006), época em que as fêmeas realizam a postura de 22 a 35 ovos, sendo no máximo 42 ovos por ninho
(Campos et al. 2010). O período de incubação de C. yacare varia com a temperatura e umidade durante a
incubação, podendo ir de 70 a 90 dias (Miranda et al. 1999). Joanen & McNease (1981) revelaram que, além
de fatores ambientais, o estado da incubação dos mesmos no momento da coleta também influencia a
eclosão.
Em cativeiro, Verdade (2001) relatou uma taxa de eclosão de 79,83% de ovos de jacaré-de-papo-
amarelo (Caiman latirostris) no sistema de ciclo fechado (“farming”), caracterizado pela reprodução,
oviposição e incubação em cativeiro. Em ovos de Caiman crocodilus crocodilus incubados artificialmente,
Pérez (2001) encontrou 84,1% de sucesso de eclosão em que 1,71% dos ovos não eclodidos apresentaram
morte embrionária, 9,84% eram inférteis e 4,22% possuíam malformações que foram atribuídas a fatores
hereditários. Miranda et al. (2002) relataram taxas de eclosão relacionadas à temperatura de incubação em C.
yacare de 66,63% a 28°C e de 83,3% a 30°C. Montini et al. (2006) relataram, em C. latirostris, baixa taxa de
eclosão (62%) na incubação natural em virtude do local de nidificação, em que o sucesso dessa taxa foi
maior em ninhos de vegetação flutuante do que naqueles construídos em matas. Para esta mesma espécie,
76
Piña et al. (2007b) relataram uma taxa de eclosão de 73,4% no sistema “ranching”. Huchzermeyer (2003)
afirmou que as taxas de eclosão na crocodilicultura são baixas e as atribuiu à utilização de técnicas
inadequadas na incubação artificial. Além dos fatores já citados por Joanen e McNease (1981), Grigg (1987)
relatou que o sucesso da taxa de eclosão está diretamente relacionado às condições de transporte do ovo do
ninho ao setor de incubação e às condições físicas e sanitárias da incubadora. As condições sanitárias do
processo de incubação (assepsia durante a coleta e incubação artificial dos ovos) são pouco exploradas,
embora fatores como exposição a alta temperatura e umidade (Ferguson 1981a) e manuseio no momento da
coleta (Bassetti 2006) já tenham sido relatados como condições que favorecem o processo de contaminação
de ovos por fungos e bactérias. Por outro lado, Ferguson (1981a) relatou que a presença de bactérias no
ninho durante a incubação natural facilita a eclosão do filhote pela ação dos ácidos oriundos do metabolismo
bacteriano sobre a camada externa do ovo, mas não especificou quais espécies bacterianas poderiam estar
envolvidas nesse processo. Existem poucas informações referentes à constituição dessa microbiota, mas
Schumacher Cardeilhac (1990) encontraram Enterobacter cloacae, Citrobacter sp., Proteus sp. e
Pseudomonas aeruginosa da membrana de ovos de Alligator mississipiensis com lesões características de
contaminação. Todas essas espécies fazem parte da microbiota intestinal de crocodilianos, indicando uma
contaminação fecal como fonte do problema. Salmonella arizona, Pseudomonas aeruginosa e Aeromonas
hydrophila foram isoladas de membranas da casca de ovos de crocodilos do Nilo que não eclodiram no
Zimbábue (Foggin 1992). Gattamorta et al. (2002) investigaram a presença de Salmonella sp. no conteúdo de
ovos recém-eclodidos de C. latirostris, porém, não isolaram nenhuma espécie.
Em contrapartida, a microbiota oral e cloacal de crocodilianos tem sido descrita sem, no entanto, ser
correlacionada à microbiota dos ovos (Ramos et al. 1992, Huchzermeyer et al. 2000, Germino et al. 2008,
Silva et al. 2009).
Considerando a escassez de informações sobre a composição da microbiota bacteriana de ovos de C.
yacare incubados naturalmente, o presente trabalho teve como objetivo verificar as taxas de eclosão dessa
espécie e caracterizar a microbiota de ovos no momento da coleta para a incubação artificial, assim como
correlacionar tanto a microbiota como as taxas de eclosão com o ambiente (fitofisionomia) em que os ninhos
foram coletados.
MATERIAL E MÉTODOS
O experimento foi realizado em uma fazenda localizada no município de Poconé, durante os meses de
março e abril de 2011, conforme aprovação pelo Comitê de Ética em Pesquisa Animal (Cepa/UFMT,
protocolo 23108.044293/10-8). Esta propriedade realiza a coleta e a incubação artificial de ovos destinados
à criação comercial. Para tanto, durante o mês de março foram realizados nesta propriedade o censo de
ninhos e a respectiva identificação. De um total de 103 ninhos encontrados, 20 foram coletados para a
incubação artificial, sendo definidos por sorteio, levando-se em conta quatro áreas da fazenda que
apresentaram maior ocorrência: a área designada de Piuval (Ninhos 1-6), a Estrada Parque (Ninhos 7-11), a
Vazante (Ninhos 12-16) e a Lixeiro (Ninhos 17-20).
No local de cada ninho trabalhado, foram coletados dados referentes à fitofisionomia da área
escolhida pela fêmea para a construção do ninho, que foi descrita segundo Cunha, Junke & Leitão-Filho
(2007), e realizado o georreferenciamento. Após a abertura do ninho, procedeu-se à coleta das amostras
microbiológicas da superfície dos ovos por “swabs”, sendo então acondicionados em meio de transporte
(meio de Stuart), resfriados a aproximadamente 4ºC em recipiente isotérmico e transportados para o
processamento, não excedendo o período de 24 horas até a semeadura. Após a coleta, os ovos de cada
ninhada foram identificados na parte superior, indicando a sua posição original no ninho e transportados até a
incubadora, sendo acondicionados em caixas forradas com o material vegetal do ninho. No local destinado à
incubação, cada ninho foi mantido separadamente em pequenos recintos delimitados por tijolos de oito furos
(Figura 1), forrados pelo material oriundo do ninho, conforme procedimento adotado na propriedade em
coletas anteriores. Os ovos foram depositados nesses compartimentos forrados e cobertos com o mesmo
material vegetal onde permaneceram, por no máximo 39 dias, até o momento da eclosão. Neste mesmo
recinto, foi instalado um termômetro de mínima e máxima e higrômetro, para o acompanhamento,
respectivamente, da temperatura (em °C) e umidade relativa do ar (em %) que foram mensuradas a cada seis
horas durante todo o período da incubação. Após a eclosão, os filhotes foram transferidos para as instalações
da criação comercial e os ovos remanescentes foram contados para a verificação da taxa de eclosão. Todos
os ovos passaram pelo exame de ovoscopia e foram classificados de acordo com o grau de desenvolvimento
embrionário segundo Ferguson (1981b), sendo considerados inférteis, de grau 0, aqueles que se apresentaram
77 totalmente translúcidos e de grau 4 aqueles que não apresentaram nenhuma translucidez ao referido exame.
Nos ovos em que não ocorreu a eclosão foram abertos através de um corte longitudinal com lâmina de bisturi
e o conteúdo foi inspecionado quanto à presença ou não de embrião/feto. Os ovos com odor fétido foram
caracterizados não só pela presença dessa característica, mas também pela observação de uma coloração
escurecida, manchas circulares na casca e/ou tamanho diminuído.
As amostras coletadas foram semeadas em ágar sangue e ágar Mac Conckey para a identificação de
bactérias, sendo incubadas em ambiente aeróbico e anaeróbico a 37°C e observadas a cada 24 horas por até
72 horas. Após a observação do crescimento bacteriano, as colônias foram identificadas de acordo com suas
características morfotintoriais e provas bioquímicas. As análises foram realizadas segundo a metodologia
descrita por Quinn et al. (1994) e Koneman et al. (2001). A colônia condizente com Salmonella sp. foi
confirmada através da técnica de reação em cadeia de polimerase (PCR) em que foram realizadas a extração
segundo a metodologia de fervura-centrifugação descrita por Soumet et al. (1994) e o PCR segundo Suh &
Song (2005), utilizando um par de primers que originam produtos de amplificação de 298 pares de base
correspondente ao gene “invA”.
O delineamento estatístico utilizado foi o inteiramente casualizado com quatro tratamentos (áreas
Piuval, Estrada Parque, Vazante e Lixeiro). Todos os ovos de um determinado ninho foram considerados
uma parcela. O número de repetições de cada tratamento foi diferente em função da proporção de ninhos
encontrados em cada área.
A correlação da taxa de eclosão, da quantidade de ovos inférteis e dos ovos em que não houve
eclosão por odor fétido ou retardo no desenvolvimento em relação aos outros filhotes eclodidos no mesmo
ninho com as regiões estudadas foi submetida à análise de variância (Anova) e teste de médias Tukey
conforme Banzato e Kronka (1992), utilizando o software Saeg. A correlação da microbiota bacteriana
encontrada em cada ninho com as quatro áreas foi realizada segundo um modelo linear generalizado com
função de ligação logística, por meio do pacote estatístico R (2010), em que, para cada bactéria encontrada,
foi feita uma análise de deviance. O modelo estatístico que descreve as observações é dado por:
ij i ijy (Cordeiro & Demétrio 2007).
RESULTADOS
Os ninhos de Caiman yacare dos quais o material biológico foi coletado, localizados na área Piuval, foram
construídos pelas fêmeas no interior de capões de gravatás e próximos à água. Eles eram formados por
raízes, terra úmida e uma pequena quantidade de material em decomposição no solo (serrapilheira). Os
ninhos localizados na Estrada Parque eram construídos em campos de murundus e, em sua maior parte, eram
constituídos de serrapilheira e, em menor proporção, de terra e raízes. Na Vazante, os ninhos foram
encontrados em cambarazais (ninhos 12 e 14) e campos de murundus (ninhos 13, 15 e 16) e eram formados
por serrapilheira, gravetos e uma quantidade menor de terra. Os ninhos localizados na área do Lixeiro foram
construídos em campos de murundus e continham terra, gravetos e pouca serrapilheira. Todos os ninhos
investigados neste trabalho possuíam sombreamento parcial oferecido por árvores localizadas ao redor dos
ninhos e foram construídos em camada única. Nos ninhos das quatro áreas foi observada a presença de
invertebrados como cupins em 40% dos ninhos, formigas em 30%, diplópodas em 25% e lacraias em 5%
conforme mostrado no quadro 1, assim como as coordenadas geográficas de cada ninho.
Com relação à temperatura e umidade no ambiente durante a incubação dos ovos, a temperatura
média foi de 28,5°C, tendo sido observada uma temperatura mínima de 23,6°C e máxima de 33,7°C. A
umidade relativa do ar média foi de 81,3%, sendo o valor mínimo igual a 57,4% e o valor máximo igual a
95,8%. A variação da temperatura (em °C) e da umidade relativa do ar (em %) durante o período de
incubação está descrita na figura 2.
Desses 20 ninhos obteve-se um total de 464 ovos (sendo 407 férteis; 38 fétidos e 19 se apresentaram
translúcidos ao exame de ovoscopia). Após o termino da incubação, 336 filhotes (72,41%) eclodiram, dos
128 (27,58%) que não eclodiram, 124 (26,72%), ao serem abertos, se apresentaram com odor fétido e
conteúdo pútrido e 4 (0,86%) não possuíam odor fétido e continham filhotes que, quando comparados com
os filhotes do mesmo ninho já eclodidos, estavam atrasados quanto ao desenvolvimento, o que foi
evidenciado pela presença do vitelo ainda fora da cavidade abdominal. Dentre os 124 ovos, em 15 deles
(12,1%) foi possível observar a presença de feto e/ou embrião (Figura 3), não sendo possível a identificação
deles no restante (109; 87,9%), devido à decomposição avançada (Quadro 1). A comparação da taxa de
eclosão, do número de ovos inférteis e dos outros ovos em que não ocorreu a eclosão (odor fétido ou retardo
78 no desenvolvimento) entre as quatro regiões não mostrou significância (p>0,05), indicando que esses
parâmetros não sofreram influência do fator área (Quadro 2).
Nas amostras de ovos de C. yacare oriundas de 20 ninhos coletados, foram identificadas 22 bactérias
diferentes que estão relacionadas no quadro 3. Quando a microbiota foi comparada entre as áreas, a análise
estatística mostrou que, para a maioria das espécies, o efeito de área não foi significativo (p>0,05), indicando
que não existe diferença entre as mesmas (Quadro 4). No entanto, para as espécies Citrobacter freundii e
Enterobacter agglomerans observou-se diferença estatística (p<0,05).
DISCUSSÃO
O local de nidificação de Caiman yacare caracterizado neste trabalho se assemelha às descrições encontradas
para outros crocodilianos (Greer 1970, Ferguson 1985, Pérez 2001, Miranda et al. 2002, Huchzermeyr 2003,
Avanzine et al. 2007). Na natureza, são encontrados ninhos com diferentes itens em sua constituição, de
acordo com a espécie e os recursos disponíveis no ambiente de nidificação. Há ninhos, por exemplo,
constituídos por material vegetal como capim e gravetos,eventualmente misturados com terra (Sarkis-
Gonçalves et al. 2001), como descrito para os ninhos das regiões Estrada Parque e Vazante. As espécies que
vivem em florestas constroem ninhos a partir de montes de folhas encontradas no chão da floresta e
dependem do calor produzido pela compostagem, e não do sol, para incubar os ovos. As espécies que vivem
em pântanos fazem o ninho a partir da vegetação de mangue e também dependem do calor da compostagem,
bem como do sol para a incubação dos ovos (Huchzermeyer 2003). Villamarín-Jurado e Suárez (2007)
descreveram ninhos de Melanosuchus niger como montes cônicos feitos de serrapilheira e raízes e ainda
afirmaram que todos os ninhos encontrados estavam próximos a uma lagoa, o que corrobora os dados obtidos
nesta investigação pois, como descrito acima, os ninhos de C. yacare encontrados estavam sempre
localizados próximo à água e eram formados por montes de serrapilheira, raízes e terra. Segundo Verdade
(1995), em C. Latirostris, a presença da terra pode ser justificada pela necessidade de complementação do
tamanho "normal" do ninho onde, aparentemente, não há folhas em quantidade suficiente para sua
construção.
A semelhança do observado nos ninhos de C. yacare, Magnusson et al. (1985) e Allen et al. (1997)
também relataram a presença de invertebrados como cupins e formigas, respectivamente para Paleosuchus
trigonatus e Alligator mississipiensis. No entanto, esses autores não relataram a presença de diplópodas
como observado para C. yacare. Embora não se tenha objetivado a identificação desses invertebrados nem as
interrelações entre eles e o jacaré-do-Pantanal, Allen et al. (1997) investigaram os efeitos da formiga de fogo
(Solenopsis invicta) sobre filhotes de aligátores. Esta espécie frequentemente se instala nos ninhos desses
crocodilianos, e, à medida que se inicia o processo de eclosão, elas podem penetrar nos ovos e consumir o
conteúdo do mesmo, picando os filhotes até que a mãe os leve para a água, o que, se ocorrer de forma rápida,
não trará maiores consequências para os filhotes, mas, se houver demora, poderão aparecer edemas,
principalmente ao redor dos olhos e extremidades dos membros. As lacraias são invertebrados que
pertencem à classe quilópoda que tem como característica o hábito de viver escondida nos habitats escuros e
úmidos, entre as folhas e galerias no solo (Couto 2008), de forma que se verifica que os ninhos de
crocodilianos, que são montes de folhas úmidas e escuras, são um ambiente adequado para a instalação
dessas espécies.
Com relação à temperatura e umidade relativa do ar na incubadora, sabe-se que, para a incubação de
ovos de crocodilianos, não são recomendadas temperaturas abaixo de 27°C ou acima de 34°C, o que poderia
comprometer a sobrevivência dos embriões (Sarkis-Gonçalves et al. 2001). Embora se saiba que a
temperatura e umidade relativa do ar sejam capazes de interferir na incubação dos ovos (Miranda et al. 2002,
Piña et al. 2003, 2005, 2007a.), não se acredita que essa seja a causa da taxa de eclosão obtida neste
experimento, pois os ovos foram coletados no último terço do período de incubação e a taxa de ovos fétidos
foi alta com 26,72% de todos os ovos acometidos. Alguns estudos sugeriram que temperaturas muito altas ou
baixas causam malformações e comprometem a sobrevivência dos filhotes (Webb & Cooper-Preston 1989,
He et al. 2002, Zhu et al. 2006). Miranda et al. (2002) relataram os efeitos da temperatura de incubação em
ovos de Caiman crocodilus yacare e os ovos que tiveram a temperatura reduzida de 30°C para 28°C
sofreram danos severos e afirmam ainda que esses danos foram causados não pela temperatura de 28° C, e
sim pela mudança, o que também ocorreu neste trabalho.
A taxa de eclosão verificada neste experimento (72,41%) assemelha-se às taxas descritas por
Verdade (2001), que relatou uma taxa de eclosão de 79,83% de ovos de C. latirostris em cativeiro no sistema
de ciclo fechado (“farming”). Miranda et al. (2002) também revelaram taxas de eclosão relacionadas à
79 temperatura de incubação em C. yacare de 66,63% a 28°C e de 83,3% a 30°C. Piña et al. (2007a) relataram
taxas de eclosão de 79,3% a 29°C, 77,9% a 31°C e 50,6% a 33°C para C. latirostris e, em ovos armazenados
em caixas para o transporte de ovos de jacaré (“harvest containers”), Piña et al. (2007b) verificaram média
de sucesso de eclosão de 73,4%. Em C. latirostris e C. yacare na Argentina, Martinez et al. (2002) revelaram
taxas de eclosão de 77%. Quanto à taxa de ovos inférteis, Pérez (2001) relata taxas de 9,84% para Caiman
crocodilus crocodilus e Martinéz et al. (2002) encontraram 9% de infertilidade em ovos de C. latirostris e C.
yacare, sendo essas taxas neste trabalho para C. yacare inferiores (4,09%). Segundo Huchzermeyer (2003), a
infertilidade do ovo pode ser explicada por fatores genéticos, doenças ou a condição nutricional da fêmea, o
que poderia justificar a taxa de 4,09% encontrada neste trabalho e a diferença com os dados de Pérez (2001),
sendo que, em nenhum dos trabalhos foi verificada a condição sanitária das fêmeas. A taxa de eclosão deste
experimento está entre os valores citados para outros crocodilianos, embora nem todos os autores refiram-se
a esse índice como sendo baixo. Para que a criação comercial dessa espécie seja economicamente viável, há
a necessidade da otimização dos esforços logístico e financeiro em todas as etapas do processo produtivo,
inclusive na coleta e incubação dos ovos. Dessa forma, o índice de 27,6% de ovos que não eclodiram
resultam no final do processo, custos de obtenção de matéria prima (ovos) que não geram um produto (carne
e couro) a ser comercializado, sendo assim, a melhoria na taxa de eclosão resultaria em melhor
aproveitamento do recurso natural.
Com relação aos ovos que não eclodiram (128) e foram abertos, só foi possível observar a fertilidade
de 15 deles (12,1%), que apresentavam feto em avançado estágio de desenvolvimento, pois, no início do
desenvolvimento, uma vez contaminado, o conteúdo do ovo se torna pútrido e o embrião acaba se
dissolvendo. Dessa forma, torna-se difícil diferenciar um ovo infértil de um com morte embrionária precoce
(Huchzermeyer 2003). No caso dos ovos que aparentemente não possuiam odor fétido (4; 0,86%), mas que
também não eclodiram, ao serem abertos, observou-se a presença de feto vivo, porém, ainda com o vitelo
para fora, mostrando um retardo no desenvolvimento em relação aos outros. Sabe-se que alguns fatores,
como a temperatura e umidade, podem ser responsáveis pelo retardo no desenvolvimento embrionário de
crocodilianos (Ferguson 1985, Miranda et al. 2002, Huchzermeyer 2003), no entanto, outro fator mais
provável para esse achado é a variação individual, em que os ovos em um mesmo ninho são afetados de
forma diferente pelo tratamento térmico, dependendo do potencial de desenvolvimento de cada indivíduo,
conforme relatado por Miranda et al. (2002).
Teoricamente, a bactéria pode infectar o ovo tanto transovarialmente, através de uma infecção do
vitelo, ou após a postura, através da casca. A casca e as membranas apresentam uma certa barreira para a
penetração da bactéria, porém, pequenas rachaduras na casca, permitem facilmente o acesso à bactéria
(Huchzermeyer 2003). Em média, 3 a 15% dos ovos têm a casca rachada durante o processo de postura
(Joanen 1969, Pooley 1969, Webb et al. 1977, Goodwin Marion 1978) e, se um ovo sofre uma
contaminação, ele pode representar um perigo para os ovos adjacentes no ninho, o que pode explicar a taxa
de 26,72% de ovos com odor fétido. Além disso, a terra onde os ninhos são construídos também se torna
contaminada com o tempo, principalmente se algum ovo é quebrado antes da eclosão.
Em relação à microbiota bacteriana de ovos de jacaré-do-Pantanal em ambiente natural, das 22
espécies encontradas, 13 pertencem à família Enterobacteriaceea (Citrobacter freundii, Enterobacter
aerogenes, Enterobacter aglomerans, Escherichia coli, Escherichia hermanini, Hafnia alvei, Morganella
morganni, Proteus vulgaris, P. mirabilis, Salmonella sp., Serratia liquefacians, Serratia marcescens e
Shigella sonnei), quatro se classificam como bactérias gram negativas não fermentadoras da glicose
(Acinetobacter sp., Alcaligenes sp., Flavobacterium multivorum e Pseudomonas stutzeri), três são cocos
gram positivos (Streptococcus sp., Staphylococcus aureus e Staphylococcus intermedius), e duas são,
respectivamente, um bacilo gram positivo (Bacillus cereus,) e um bacilo gram negativo (Aeromonas
hydrophila).
A diferença estatística entre as espécies Citrobacter freundii e Enterobcter aglomerans nas quatro
áreas avaliadas aconteceram, pois a primeira ocorreu em 100% dos ninhos das regiões Vazante e Lixeiro e a
segunda foi isolada apenas na Vazante, em 60% dos ninhos. Além do efeito área sobre essas duas espécies,
alguns autores inferem ainda que diferenças podem ocorrer devido à redução da população bacteriana
durante o transporte/estocagem das amostras, mesmo em meio e em temperatura adequadas (Santos et al.
2010), assim como o antagonismo bacteriano, em que certas bactérias acabam por inibir o desenvolvimento
de outras, podendo estas estarem presentes no ambiente, mas não prevalecerem durante a semeadura e
incubação (Quinn et al. 1994).
A presença da espécie Bacillus cereus em 95% das amostras evidenciou a característica do gênero,
uma vez que as espécies pertencentes a este gênero são amplamente encontradas no ar, solo e água (Quinn et
80 al. 1994), e podem estar presentes em amostras de animais conforme relatado por outros autores que
identificaram a presença deste gênero no aparelho digestório de crocodilianos aparentemente sadios
(Williams et al. 1990, Huchzermeyer et al. 2000, Silva et al. 2009).
A espécie Flavobacterium multivorum também faz parte do grupo de bactérias que estão
naturalmente presentes no ambiente, estando amplamente distribuída no solo e na água. Ela apresenta certo
potencial patogênico em animais imunodeprimidos (Quinn et al. 1994) e já foi relatada em répteis (Cubas &
Baptistotte 2007) como em cascavéis (Ferreira Júnior et al. 2009), tracajá (Gattamorta et.al. 2000), jararaca
(Bastos et al. 2008) e em Alligator mississipiensis (Williams et al. 1990).
As espécies Citrobacter freundii, Enterobacter aerogenes, Enterobacter aglomerans, Escherichia
coli, Escherichia hermanini, Hafnia alvei, Morganella morganni, Proteus vulgaris, P. mirabilis, Salmonella
sp., Serratia liquefacians, Serratia marcescens e Shigella sonnei são enterobactérias e têm sido identificadas
em outros estudos como integrantes comuns da microbiota do trato digestório de répteis, incluindo
crocodilianos e podem-se constituir agentes oportunistas de infecções (Roggendorf & Müller 1976, Novak &
Seigel 1986, Flandry et al. 1989, Misra et al. 1993, Huchzermeyer et al. 2000, Cupul-Magaña et al. 2005,
Pessoa et al. 2008, Ferreira Junior et al. 2009, Johnston et al. 2010, Uhart et al. 2011). Espécies da família
Enterobacteriaceae, assim como espécies já descritas na microbiota cloacal de crocodilianos eram esperadas,
pois o ovo, durante o processo de postura, passa pela cloaca da mãe no momento em que está sendo posto no
ninho e consequentemente entra em contato com os microorganismos presentes nesta região. Além disso, a
fêmea, durante a postura, defeca no ninho, contaminando o ambiente com bactérias residentes do intestino
(Huchzermeyer 2003).
O Estreptococos pode ser encontrado naturalmente em mucosas e no aparelho respiratório e
digestório de seres humanos e animais. Este gênero apresentou uma ocorrência de 45,45% dos isolamentos.
Essa bactéria, além de ser bastante comum em relatos de animais sadios (Matushima & Ramos 1993,
Huchzermeyer et al. 2000), possui grande potencial patogênico. Bishop et al. (2007) relataram casos de
fasciite necrosante em Crocodylus porosus causadas por Streptococcus agalactiae. Madsen (1993) isolou
Streptococcus sp. em carne congelada de cauda de crocodilos no Zimbábue. Barnett e Cardeilhac (1995)
atribuíram a septicemia ocorrida em filhotes de aligátores americanos como sendo causada por essa bactéria.
As bactérias gram negativas não fermentadoras da glicose encontradas foram: Pseudomonas stutzeri,
Acinetobacter sp. e Alcaligenes sp. A espécie Pseudomonas stutzeri é amplamente distribuída em solos e
águas e raramente associada a infecções (Koneman et al. 2001), no entanto, o gênero Pseudomonas é
considerado como uma das principais causas de septicemia causada por bactérias gram negativas em répteis
(Mitchell 2006). Ferreira Júnior et al. (2009) relataram a presença da espécie Pseudomonas aeruginosa como
sendo uma das de maior ocorrência na microbiota de cascavéis, assim como Pessoa et al. (2008) relataram a
presença dessa espécie em 16% na microbiota de jabutis domiciliados no Estado de São Paulo. Por outro
lado, Pseudomonas putida foi relatada por Gattamorta, Carvalho e Catão-Dias (2000), em tracajá, como
espécie de baixa ocorrência. O gênero Acinetobacter também está presente no solo, na água (Quinn et al.
1994) e já foi relatado em tracajás (Podocnemis unifilis), em baixos níveis, por Gattamorta et al. (2000) e por
Pessoa et al. (2008) que relataram a espécie Acinetobacter iwoffii em 6% dos casos estudados de jabutis
(Geochelone carbonaria) domiciliados no Estado de São Paulo. Esta mesma espécie foi descrita por
Ferronato et al. (2009) em 40% dos casos da microbiota oral de Phrynops geoffroanus. As bactérias
pertencentes ao gênero Alcaligenes são saprófitas e frequentemente são isoladas dos intestinos dos
vertebrados (Quinn et al. 1994), podendo-se tornar um patógeno oportunista e causar infecções nosocomiais
(Koneman et al. 2001). Huchzermeyer et al. (2000) isolaram Alcaligenes faecalis em 6,89% dos isolados de
microbiota cloacal de crocodilos anões (Osteolaemus tetraspis).
A espécie Aeromonas hydrophila foi isolada em 25% dos ninhos estudados e outros trabalhos
relataram a sua presença em porcentagens variadas, como Gorden et al. (1979) que isolaram esta mesma
espécie em 85% de amostras da cavidade oral e em 70% de amostras obtidas a partir de tecido interno de
aligátores americanos que vieram a óbito sem causa aparente, sugerindo que esta espécie poderia estar
envolvida na causa da morte. Aeromonas hydrophila já foi isolada em filhotes de aligátores americanos
(Barnett & Cardeilhac 1995). Gattamorta et al. (2000) encontraram uma prevalência de 58,62% desta espécie
em swabs cloacais de Podocnemis unifilis. Pessoa (2008) relatou apenas 4% de isolados de Aeromonas em
Geochelone carbonaria. Johnston et al. (2010) estudaram a microbiota presente nas fezes de aligátores
americanos e a Aeromonas hydrophila estava presente em 59 dos 70 isolados. Ferronato et al. (2009)
relataram a presença de 25% desta espécie em Phrynops geoffroanus. A diferença de resultados obtidos nesta
investigação com os trabalhos supracitados pode ser explicada pelo uso de métodos diferentes de isolamento
bacteriano (Santos et al. 2010). Além disso Michael (2006) afirma que a presença do gênero Aeromonas sp. é
81 relatada como um dos principais agentes envolvidos em casos patológicos em répteis, o que pode justificar a
alta ocorrência desta bactéria em relatos de animais já doentes.
O gênero Staphylococcus sp. é um grupo de bactérias patogênicas que colonizam, além de outras
estruturas, as membranas mucosas como o aparelho intestinal (Quinn et al. 1994). Este gênero já foi relatado
por estar presente na microbiota oral e intestinal de variadas espécies de crocodilianos como aligátores
americanos (Mainster et al. 1972, Barnett & Cardeilhac 1995), em um crocodilo anão cativo com artrite
séptica (Heard et al. 1988), em garials (Misra et al. 1993), em jacarés-do-papo-amarelo (Matushima &
Ramos 1993) e em crocodilos anões (Huchzermeyer et al. 2000). Silva et al. (2009) relataram que o gênero
Staphylococcus sp. foi o de maior ocorrência com 14,74%.
CONCLUSÕES
A taxa de eclosão verificada neste experimento foi de 72,41%, e os aspectos que a determinam,
sejam em ambiente natural ou artificial, ainda precisam ser melhor explorados do ponto de vista científico.
Quanto à constituição da microbiota, verificou-se diversidade de espécies bacterianas, sendo estas já
relatadas na microbiota de crocodilianos e outros répteis, em especial na microbiota da cloaca, possuindo,
também, potencial patogênico e, sob certas condições, como rachaduras na casca ou a presença de ovos
quebrados no ninho, podem contaminar o ovo e afetar a taxa de eclosão.
Agradecimentos.- À Fazenda Ypiranga e Pousada Piuval, na pessoa dos senhores João Losano Eubank de
Campos e Eduardo Matos Eubank de Campos, por viabilizarem a realização desse experimento.
Quadro 1. Coordenadas geográficas, taxas de eclosão, número médio de ovos inférteis, número médio
de ovos com odor fétido e a ocorrência de invertebrados por ninho coletado de Caiman yacare em uma
fazenda no município de Poconé, durante os meses de março/abril de 2011
Área Ninho Coordenadas
geográficas
Taxa de
eclosão
(%)
Nº ovos
inférteis
Nº ovos
com odor
fétido
Invertebrados
Piuval
1 S 16° 24'59''
WO 56° 36'38.8'' 80 5 0 Cupins/formigas
2 S 16° 25'05.5''
WO 56° 36'33.2'' 81,81 0 6 Cupins/formigas
3 S 16° 24'49.1''
WO 56° 36'33.6'' 36,36 1 4 Cupins/diplópodas
4 S 16° 24'59.8''
WO 56° 36'33.6'' 88 0 3 Cupins
5 S 16° 24'42.7''
WO 56° 36'31.5'' 0 0 5 ----
6 S 16° 25'03.3''
W 56° 36'32.9'' 91,3 0 2 Diplópodas
Estrada
Parque
7 S 16° 23'07.8''
W 56° 37' 40.2'' 88,88 0 3 Formigas
8 S 16° 23'06.0''
W 56° 37'42.2'' 52 0 12 ---
9 S 16° 23'13.7''
W 56° 37'40.4'' 60 0 12 Cupins
10 S 16° 23'16.0''
W 56° 37'42.7'' 84,61 0 4 Diplópodas/cupins
11 S 16° 22'52.5''
W 56° 37'47.2'' 0 9 16 ---
Vazante
12 S 16° 22'37.3''
W 56° 36'45.3'' 76,66 0 7 Diplópodas/formigas
13 S 16° 22'38''
W 56° 36'44.1'' 73,07 0 7 Cupins/formigas
14 S 16° 22'07.1'' 76,92 0 6 ---
82
W 56° 36'45.8''
15 S 16° 21'59.3''
W 56° 36'54.5'' 92,85 0 3 Cupins
16 S 16° 21'598.7''
W56°36'57.1'' 26,66 1 7 ---
Lixeiro
17 S 16°22'10.3''
W 56°37'58'' 77,27 1 4 Formigas/lacraia
18 S 16° 22'6.0''
W 53° 38'5.3'' 85 1 2 ---
19 S 16° 21'57.9''
W 56° 38'05.5'' 80 0 2 ---
20 S 16° 22'9.8''
W 56° 37'34'' 96,87 1 0 Diplópodas
Total 20 72,41 19 105
Quadro 2. Médias da taxa de eclosão, do número médio de ovos inférteis e com odor fétido em
diferentes áreas do Pantanal de Poconé, MT
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste Tukey (P<0,05).
Taxa de eclosão (%) Nº de ovos inférteis Nº de ovos com odor fétido
Piuval 77,04 a 4,91 a 16,39 a
Estrada Parque 57,91 a 6,76 a 35,33 a
Vazante 73,60 a 0,80 a 25,6 a
Lixeiro 86,90 a 3,57 a 9,57 a
83 Quadro 3. Ocorrência das bactérias encontradas nas diferentes áreas do Pantanal de Poconé, MT Áreas
Piuval Total
(%) Estrada Parque
Total
(%) Vazante
Total
(%) Lixeiro
Total
(%)
Total
(%)
Ninhos 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20
Bactérias
Acinetobacter sp. X 16,66 X X X 60% X 20% X X 50% 35
Aeromonas hydrophila X 16,66 X 20% X 20% X X 50% 25
Alcaligenes sp. 0 X X 40% X X X 60% X 25% 30
Bacillus cereus X X X X X X 100 X X X X X 80% X X X X 80% X X X X 100% 95
Citrobacter freundii X X X X 66,66 X X 40% X X X X X 100% X X X X 100% 75
Enterobacter aerogenes X X X X 66,66 X X 40% X X X 60% X X X 75% 60
Enterobacter aglomerans 0 0% X X X 60% 0% 15
Escherichia colli; X X X 50 X 20% X X X 60% X 25% 40
Escherichia hermanni X 16,66 0% 0% 0% 5
Flavobacterium
multivorum X X X X 66,66 X X X X 80% X X X X 80% X X X X 100% 80
Hafnia alvei 0 X 20% 0% 0% 5
Morganella morganni 0 X 20% 0% 0% 5
Proteus mirabilis X X 33,33 X 20% X 20% 0% 20
Proteus vulgaris X X 33,33 X 20% X X X 60% 0% 30
Pseudomonas stutzeri. X X 33,33 X X X 60% X 20% 0% 30
Salmonella sp. X 16,66 0% 0% 0% 5
Staphylococcus aureus 0 X 20% X X 40% 0% 15
Staphylococcus intermedius 0 X 20% X 20% 0% 10
Serratia liquefacians X X 33,33 0% 0% 0% 10
Serratia marcescens 0 0% X 20% 0% 5
Shigella sonnei 0 0% 0% X 25% 5
Streptococcus sp. X X X X 66,66 X 20% X X X 60% X 25% 45
84 Quadro 4. Resumo da análise de deviance para as diferenças encontradas, entre as regiões, quanto à
presença de diferentes espécies de bactérias
Bactéria Valor-p
Acinetobacter sp. 0,3601
Aeromonas hydrophila 0,6746
Alcaligenes sp. 0,0906
Bacillus cereus 0,4015
Citrobacter freundii 0,0435
Enterobacter aerogenes 0,7236
Enterobacter agglomerans 0,0171
Escherichia colli 0,4993
Escherichia hermanini 0,4692
Flavobacterium multivorum 0,2341
Hafnia alvei 0,4015
Morganella morganni 0,4015
Proteus mirabilis 0,4993
Proteus vulgaris 0,1673
Pseudomonas stutzeri 0,1673
Salmonella sp. 0,4692
Staphylococcus aureus 0,1595
Staphylococcus intermedius 0,3924
Serratia liquefacians 0,1469
Serratia marcescens 0,4015
Shigella sonnei 0,3284
Streptococcus sp 0,3013
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Fig.1. Sistema de incubação artificial de ovos de C. yacare, adotado na propriedade rural no Pantanal Norte,
município de Poconé/MT.
Fig.2. Variação da temperatura média (em °C) e umidade relativa do ar (em %) no ambiente durante a
incubação dos ovos.
Fig.3. Fotografia digital de um feto em autólise encontrado dentro de um ovo com odor fétido.
26,0
27,0
28,0
29,0
30,0
31,0
70,0
75,0
80,0
85,0
90,0
5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15
Tem
pe
ratu
ra (
C)
Um
idad
e (
%)
Dias de amostragem (abril/2010)
Média diária de Umidade (%)
Pulcherio, 2011
Pulcherio, 2011
