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A n á l i s e s C l í n i ca s Ve t e r i n á r i a s
MANUAL DE COLETA E TRANSPORTE DEAMOSTRA PARA EXAMES VETERINÁRIOS
A n á l i s e s C l í n i ca s Ve t e r i n á r i a s
SUMÁRIO
1 APRESENTAÇÃO .................................................................................................. 1 2 TUBOS PARA COLETA ........................................................................................ 1 3 VARIÁVEIS PRÉ-ANALÍTICAS ............................................................................. 2 4 PREPARO DO MATERIAL PARA AMOSTRA ...................................................... 2 5 IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL ........................................................................... 2 6 ACONDICIONAMENTO E ENVIO DE MATERIAL BIOLÓGICO ........................... 3 7 RECEBIMENTO DE AMOSTRAS .......................................................................... 3 8 PERFIS DE COLETA ............................................................................................. 4 9 RESULTADOS DE EXAMES .................................................................................4 10 COLETA DE EXAMES ......................................................................................... 5
10.1 HEMATOLOGIA............................................................................................. 5 10.2 PESQUISA DE HEMOPARASITAS............................................................... 5 10.3 BIOQUÍMICA ................................................................................................. 6 10.4 HEMOSTASIA ............................................................................................... 6 10.5 IMUNOLOGIA, TOXICOLOGIA E HORMONAIS........................................... 6 10.6 HEMOCULTURA .......................................................................................... 7 10.7 URINÁLISE ................................................................................................... 7 10.8 PARASITOLOGIA......................................................................................... 8 10.9 MICOLÓGICO (DIRETO/CULTURA) ............................................................ 8 10.10 BACTERIOLÓGICO (GRAM/CULTURA) ................................................... 10 10.11 LÍQUIDO CÉFALO RAQUIDIANO (LIQUOR) ............................................ 11 10.12 LÍQUIDOS CAVITÁRIOS ............................................................................ 11 10.13 CITOLOGIA ................................................................................................ 11 10.14 BIÓPSIA ...................................................................................................... 12 10.15 BIOLOGIA MOLECULAR ........................................................................... 12 10.16 PESQUISA DE ECTOPARASITAS ............................................................ 13
A n á l i s e s C l í n i ca s Ve t e r i n á r i a s
1 APRESENTAÇÃO Atualmente exames laboratoriais tornaram-se aliados do profissional
médico veterinário, pois constituem uma ferramenta importante para auxiliar na
decisão e escolha dos procedimentos para cada animal, facilitando o diagnóstico, o
prognóstico e acompanhamento terapêutico.
A adequada interpretação dos laudos dos exames laboratoriais bem como
a obtenção de amostras de boa qualidade são procedimentos determinantes para a
confirmação do diagnóstico das diversas patologias que podem acometer os
animais.
A amostra enviada para análise sempre refletirá no resultado do exame.
Vários fatores podem interferir no resultado dos exames, inclusive os pré-analíticos
que estão ligados à coleta, conservação e envio da amostra biológica.
Este manual tem como objetivo aprimorar a qualidade da amostra colhida
e assegurar sua correta conservação e envio, garantindo maior confiabilidade e
segurança aos resultados liberados.
2 TUBOS PARA COLETA
Tampa Cor
Azul
Vermelho
Amarelo
Verde
Lilás
Cinza
Plasma
Soro
Soro
Plasma
Plasma
Plasma
Coagulação
Bioquímica Imunologia
Bioquímica, Hormônioe Imunologia
Bioquímica
Hematologia
Bioquímica
Aditivo Material apóscentrifugação
Setor
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3 VARIÁVEIS PRÉ-ANALÍTICAS Alguns fatores podem prejudicar os resultados e a qualidade dos exames.
Segue lista abaixo:
Falta de informações no cadastro do animal;
Coleta inadequada;
Demora para envio da amostra ao laboratório após a coleta;
Alto nível de stress do animal no momento da coleta;
Quantidade de amostra insuficiente;
Conservação inadequada;
Erro na proporção de sangue e anticoagulante;
Medicações administradas no animal;
Amostra contaminada;
Uso de garrote por muito tempo durante a coleta;
Jejum prolongado ou diminuído;
Escolha do tubo ou coletor errado;
Temperatura de armazenamento e transporte da amostra.
4 PREPARO DO MATERIAL PARA AMOSTRA
Verificar e separar materiais necessários e corretos para a coleta; Para evitar que amostras apresentem lipemia, o ideal é que o animal esteja
em jejum por 12 horas, pois isto pode alterar o resultado dos exames; Não agitar excessivamente a amostra coletada; Evitar deixar o material fora da refrigeração. Não congelar.
5 IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL
A identificação do material é de extrema importância para qualidade de
todo o processo. Os coletores e tubos devem ser identificados com as informações
corretas do animal. São informações essenciais: Nome do animal, idade, sexo,espécie e raça.
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Demais informações como suspeita clínica, medicação utilizada, exames solicitados,
nome e CRMV do médico veterinário devem constar na requisição.
A requisição deve vir separada do material, protegida por saco plástico, para evitar
rasuras e perda de informações.
6 ACONDICIONAMENTO E ENVIO DE MATERIAL BIOLÓGICO
A temperatura ideal para acondicionamento de amostras para análises e
exames laboratoriais é de 2°C a 8°C. Algumas dosagens particulares como
bilirrubinas e dosagem de vitaminas, podem sofrer alterações se a amostra ficar
exposta à luz, por isso devem ser armazenadas em tubo e/ou frasco âmbar.
O acondicionamento ou transporte de amostras, quando feito de forma
inapropriada, pode invalidar a coleta tornando a amostra rejeitável.
7 RECEBIMENTO DE AMOSTRAS
As amostras poderão ser entregues em qualquer uma de nossas
unidades, conforme endereços abaixo:
UNIDADE CRICIÚMA Rua Coronel Pedro Benedet, 350, sala 03.
Centro – Criciúma/SC
Horário de atendimento:
Segunda à Sexta – 7h às 18h.
UNIDADE COCAL DO SUL Rua Dr. Edson Gaidzinski, 189.
Centro – Cocal do Sul/SC
Horário de atendimento:
Segunda à Sexta – 7h às 17h.
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8 PERFIS DE COLETA
ANIMAIS LOCAL PARA PUNÇÃO
Equinos, Bovinos e Ovinos Veia jugular ou veia caudal.
Caninos Veia jugular, veia safena da perna ou veia
cefálica do membro dianteiro.
Felinos Veia marginal da orelha ou veia jugular.
Suínos Veia cava anterior, veia jugular ou veia cefálica.
Galinha/Ganso Veia da asa na articulação do cotovelo.
Coelho Veia da orelha ou da artéria.
Rato/Hamster Punção ou incisão da veia do rabo, veia jugular
ou veia femoral.
Porquinho da Índia Veias do lado dorsal da orelha ou punção
cardíaca.
Camundongo Punção das patas ou orelhas ou artéria do rabo.
Peixe Veia caudal.
9 RESULTADOS DE EXAMES
Disponível no balcão de atendimento (impresso); Por e-mail quando solicitado no ato do atendimento; Laudo online no site através de senha eletrônica do cliente; Laudo online no site através de senha eletrônica do Médico Veterinário.
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10 COLETA DE EXAMES
10.1 HEMATOLOGIA
O volume da amostra deve ser suficiente para preencher o tubo até a marca
indicada. Uma coleta insuficiente torna maior a proporção de anticoagulante
(EDTA), o que causa encolhimento das hemácias levando a alterações
morfológicas, alterações na coloração e erro na determinação do hematócrito e
contagem de hemácias.
Para coleta de sangue em aves deve ser utilizado a heparina como
anticoagulante e obter uma quantidade de sangue referente a 1% do peso
corporal do animal.
A fim de se evitar hemólise, é ideal que a agulha seja retirada da seringa antes do
sangue ser transferido para o tubo. Além disso, deve se homogeneizar a amostra,
invertendo o tubo de 8 a 10 vezes suavemente logo após a coleta, evitando
aglomerados plaquetários.
Deve-se conservar a amostra em temperatura ambiente por 12 horas ou até 24
horas se for refrigerada (2 a 8°C), após este período a amostra torna-se
inadequada para a análise.
10.2 PESQUISA DE HEMOPARASITAS
Deve ser realizada através de esfregaços sanguíneos finos, fixados por
METANOL.
O ponto a ser coletado (orelha ou cauda) deve ser escolhido e perfurado por uma
agulha estéril, assim a primeira gota de sangue extravasada deve ser coletada em
uma lâmina.
Com uma lâmina extensora deve-se realizar a extensão sanguínea e aguardar a
secagem de forma natural, antes de ser fixada por metanol.
É ideal que seja coletada adicionalmente, uma quantidade de sangue em tubo
contendo EDTA. Todas as amostras devem ser identificadas e encaminhadas ao
laboratório. Os esfregaços sanguíneos não devem ser refrigerados, diferente das
amostras em tubo de EDTA que devem ser refrigeradas em temperatura de 2 a
8°C, caso não forem encaminhadas ao laboratório em até 3 horas.
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10.3 BIOQUÍMICA
Deve ser coletado um volume de 2 a 5 ml de sangue venoso e
posteriormente deve-se retirar a agulha para a transferência da amostra para o
tubo seco ou tubo com ativador de coágulo.
Refrigerar a amostra em temperatura de 2 a 8°C e encaminhar ao laboratório o
quanto antes ou guardar por até 24 horas. Para determinações de glicose ou
ácido lático deve-se realizar a coleta em tubo de fluoreto.
Caso a amostra não seja encaminhada no mesmo dia ao laboratório, deve-
se centrifugá-la após ocorrer a coagulação e em seguida separar o soro em tubo
seco ou eppendorf, antes de ser congelada.
10.4 HEMOSTASIA
Deve-se obter 4 ml de amostra através de punção venosa, retirar a agulha e
realizar a transferência para um tubo contendo citrato de sódio, até a marca
indicada.
A amostra deve ser homogeneizada invertendo o tubo de 8 a 10 vezes
suavemente e posteriormente deve ser refrigerada.
Caso a amostra não possa ser enviada ao laboratório imediatamente, deve-se
centrifugar e guardar o plasma em eppendorf ou tubo seco com tampa, por até 30
minutos.
O garroteamento prolongado pode influenciar no resultado do exame, por isso
deve ser evitado, assim como outros possíveis traumas.
10.5 IMUNOLOGIA, TOXICOLOGIA E HORMONAIS
Diferentes tipos de amostras podem ser utilizados para realização de exames
toxicológicos, imunológicos e hormonais. Deve-se consultar a lista de exames
com as legendas disponíveis no site ou consultar o próprio laboratório via
ligação telefônica/whatsapp em caso de dúvidas.
É necessário jejum de 6 a 12 horas para animais saudáveis, animais debilitados
podem realizar jejum de apenas 1 a 2 horas.
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A área da coleta deve ser uma área livre de machucados ou infecções.
Deve-se coletar de 3 a 5 ml de sangue, respeitando a marcação do tubo.
Lembrando sempre de retirar a agulha para fazer a transferência para o tubo, a
fim de se evitar hemólise.
Coletas em tubo com anticoagulante deve se realizar a homogeneização da
amostra invertendo o tubo de 8 a 10 vezes devagar.
Coletas em tubo seco devem ficar imóveis em temperatura ambiente até ocorrer a
coagulação.
Amostras que não podem ser enviadas ao laboratório em até 3 horas devem ser
refrigeradas em temperatura de 2 a 8°C.
10.6 HEMOCULTURA
Após a antissepsia do local a ser puncionado, coletar entre 1 a 5 ml de sangue e
transferir para um frasco estéril e específico para realização da hemocultura.
É de extrema importância que a tampa do frasco seja desinfetada com álcool
70%.
Homogeneizar a amostra e manter em temperatura ambiente até o
encaminhamento ao laboratório.
10.7 URINÁLISE
Deve-se obter uma quantidade mínima de 5 ml de urina do animal através de
cistocentese, sondagem uretral ou micção espontânea e deve ser devidamente
especificada na amostra.
A amostra deve ser refrigerada em temperatura de 2 a 8°C logo após a coleta, até
ser enviada ao laboratório.
Após 30 minutos da coleta, artefatos e alterações degenerativas podem surgir
dificultando a análise.
A amostra se mantém estável por 6 a 12 horas refrigeradas. Não refrigeradas
possui estabilidade por apenas 1 hora.
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10.8 PARASITOLOGIA
Uma quantidade mínima de 3 gramas de fezes deve ser coletada em frasco
estéril.
Fezes pastosas/líquidas devem ser coletadas um volume mínimo de 10 ml.
Animais de grande porte devem ter as fezes coletadas do reto, a fim de evitar
exposição solar.
As amostras devem se manter refrigeradas em temperatura de 2 a 8°C até serem
encaminhadas para o laboratório. A partir de 12 horas a amostra encontra-se
imprópria para análise.
O uso de laxantes deve ser evitado.
Caso o animal tenha sido submetido à procedimentos radiológicos que
necessitaram da utilização de contraste, o exame parasitológico deve ser
realizado apenas 3 dias após o procedimento.
10.9 MICOLÓGICO (DIRETO/CULTURA)
Diversos tipos de amostras podem ser coletados para a realização da cultura
fúngica, como fragmentos de órgãos, pelos, raspado de pele, unhas, crostas,
secreções, fezes, entre outros.
Para evitar resultados falsos-negativo é de extrema importância que o animal não
esteja sob o uso de medicamentos tópicos nas últimas duas semanas antes da
coleta.
Uma boa assepsia utilizando álcool 70% evita que microrganismos saprófitos
interfiram no resultado da análise.
Evitar realizar a coleta logo após o banho do animal.
Deve-se realizar tricotomia parcial em animais que possuem pelos longos,
deixando aproximadamente 1 cm de comprimento.
Os pelos devem ser coletados com a raiz, na borda da lesão e depositados entre
duas lâminas, envelope ou frasco estéril. Se forem utilizadas lâminas, todas as
bordas devem ser seladas com esparadrapo.
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Em casos de raspado de pele, as crostas e escarificação devem ser coletadas
com auxílio de lâmina de bisturi estéril. O material deve ser depositado entre duas
lâminas vedando as bordas com esparadrapo. É permitido alojar as lâminas em
papel seco para diminuir a umidade.
Demais secreções devem ser coletas com swab e depositadas em meio Stuart
para transporte.
Para coletas quando se suspeita de sarna demodécica, a pele deve ser
comprimida com os dedos fortemente para que a sarna seja exposta.
Pouca amostra pode provocar resultado falso-negativo.
A amostra deve ser depositada em frasco estéril devidamente identificada e em
temperatura ambiente em casos de unha, pelos e pele, demais amostras devem
ser acondicionadas em temperatura de 2 a 8 °C.
A requisição deve informar quais sintomas motivaram a solicitação do exame
micológico, como exemplo, perda de pelos, descamações, crostas, entre outras.
Para pesquisa de malassezia deve-se higienizar a região ulcerada com solução
fisiológica e gaze, afim de livrar a região do excesso de sangue e outros fluídos
que podem estar depositados. Uma lâmina limpa deve ser pressionada contra a
lesão, de forma suave. Se não houve lesão e a amostra a ser coletada for de
pelos, deve se realizar o raspado com auxílio de bisturi e o material deve ser
transferido para uma lâmina limpa. Para se realizar coletas no ouvido do animal,
deve-se utilizar um swab estéril, passado levemente no local e transferir a
amostra para uma lâmina limpa. Todas as lâminas que possuírem amostra devem
ser alojadas em um “porta lâminas” e levadas ao laboratório em temperatura
ambiente.
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10.10 BACTERIOLÓGICO (GRAM/CULTURA)
A amostra deve ser coletada sem que o animal esteja em uso de antibióticos, ou
sob pausa de 7 dias desde a última administração.
Para coletas de secreção auricular deve-se higienizar a parte externa do ouvido,
utilizando uma gaze embebida em salina ou álcool 70%. O swab deve ser
passado sobre a secreção e enviado ao laboratório em meio Stuart.
Coletas de líquidos corporais exige assepsia do local a ser puncionado com álcool
70% e tubo estéril para que seja depositada a amostra após a coleta. A amostra
não deve ser encaminhada ao laboratório dentro de seringa e sim em recipiente
adequado.
Para coletas de secreções diversas é também necessária a realização de
antissepsia do local com álcool 70%. A amostra deve ser coletada com swab
estéril e encaminhada ao laboratório em meio Stuart.
A urina deve ser coletada através do procedimento cistocentese. É necessário
que a amostra se mantenha refrigerada por até 6 horas, após esse período a
amostra é considerada inadequada.
Amostras de fezes para exames bacteriológicos devem ser coletadas in natura,
mantidas em meio de transporte Cary-Blair e refrigeradas em temperatura de 2 a
8°C. Caso seja enviada fora do meio Cary-Blair, as fezes devem ser
encaminhadas o mais rápido possível (ou em até 2 horas) ao laboratório.
Presença de muco, sangue e pus pode tornar a análise mais completa.
Para realização do Gram, a amostra pode ser coletada de qualquer região
suspeita desde que seja devidamente identificada sobre o tipo de material e local
da coleta. O material para o Gram deve ser coletado assepticamente e depositado
em movimentos circulares sobre duas lâminas no mínimo. Estas devem ser secas
em temperatura ambiente e encaminhadas ao laboratório. Amostras de fezes,
espermas e amostras líquidas para Gram, devem aguardar sob refrigeração em
temperatura de 2 a 8°C.
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10.11 LÍQUIDO CÉFALO RAQUIDIANO (LIQUOR) A coleta de LCR não deve ser realizada nas seguintes situações: Dermatite local,
desidratação do animal, paralisia respiratória, fratura ou subluxação que envolvam
a articulação atlanto-occipital e aumento da pressão intracraniana.
Inicialmente, deve-se realizar a tricotomia no local a ser puncionado.
Após a tricotomia, o animal deve ser anestesiado e em seguida, o local onde
ocorrerá a punção, deve ser limpo.
A quantidade de liquor a ser retirada do animal deve ser proporcional ao seu
peso.
A amostra deve ser coletada em três tubos secos e identificados numericamente
de 1 a 3. Em caso de amostra contaminada com sangue, deve-se coletar em
tubos contendo EDTA.
10.12 LÍQUIDOS CAVITÁRIOS
Líquidos cavitários englobam líquido pleural, peritoneal, articular, císticos, entre
outros.
É importante realizar tricotomia no local da punção, de forma a facilitar a coleta.
Após a tricotomia deve-se realizar a assepsia do local a ser puncionado.
A coleta deve ser realizada por punção com agulha estéril.
A amostra deve ser depositada em parte em tubo contendo EDTA e outra parte
em tubo seco.
Manter a amostra em temperatura de 2 a 8°C por até 48 horas.
10.13 CITOLOGIA
Para exames de citologia deve-se colher o material utilizando uma seringa estéril
de 20 ml.
A agulha deve ser introduzida no tecido com movimento de "vai e vem" e puxando
o êmbolo até a marcação de 6 a 10 ml. Além disso, a agulha deve seguir em
diversas direções dentro do tecido.
O conteúdo dentro da seringa deve, então, ser depositado evm uma lâmina e
realizado o esfregaço.
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Deixar a lâmina secar em temperatura ambiente e posteriormente fixar com
metanol.
Caso não seja possível a confecção do esfregaço a amostra deve ser
encaminhada ao laboratório imediatamente após a coleta, ainda dentro da
seringa.
10.14 BIÓPSIA
O material para biópsia deve ser encaminhado ao laboratório em frascos de boca
larga com formol a 10%. Devidamente identificado com as seguintes informações:
Local de retirada do material, histórico clínico do animal, descrição macroscópica
da amostra.
Os fragmentos devem ser cortados com 0.5 cm de espessura, no máximo, de
forma a facilitar a fixação pelo formol.
A amostra não deve ser mergulhada diretamente no formol, sendo assim é
necessário que uma gaze seja deposta no fundo do frasco e outra sobre as
amostras. Após esse procedimento o frasco pode ser cheio com formol até o
gargalo.
A amostra deve ser encaminhada imediatamente ao laboratório.
Peças grandes ou tumores não devem ser refrigeradas ou congeladas.
10.15 BIOLOGIA MOLECULAR
Para exames que utilizem metodologia de biologia molecular diversos materiais
podem ser encaminhados ao laboratório.
O médico veterinário deve definir qual o material ideal para determinada análise, baseado na suspeita clínica.
Para coletas de sangue total para fins de testes moleculares, aproximadamente 2
ml de amostra deve ser colhida e armazenada em tubo contendo EDTA.
Para a realização de sexagem de aves, preferencialmente deve-se colher 2 penas
novas ou de 8 a 15 penas do peito. A sexagem também pode ser realizada
através de sangue em kit específico fornecido pelo laboratório ou por pedaços da
casca do ovo logo após o nascimento.
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Para todos os tipos de amostras é imprescindível o armazenamento em frascos
estéreis. Além disso, a amostra deve ser refrigerada em temperatura de 2 a 8°C,
até ser encaminhada ao laboratório.
Não se deve coletar de animais recém-vacinados. O ideal é aguardar no mínimo
21 dias após a vacina.
10.16 PESQUISA DE ECTOPARASITAS
Para a pesquisa de parasitas na pele é necessário 1 lâmina de bisturi, lâminas
não lapidadas e óleo mineral ou de soja.
Devem-se pingar poucas gotas de óleo sobre o local onde acontecerá o raspado.
Caso o animal possua pelos longos, se deve realizar tricotomia no local, deixando
os pelos com comprimento máximo de 1 cm.
Segurar a lâmina de bisturi de forma leve e realizar a raspagem,
preferencialmente incluindo as bordas. Devem-se manter pelos e sangue na
amostra.
Comprimir a lesão cutânea com os dedos a fim de expelir os ácaros escavadores
do folículo piloso.
O material deve ser depositado entre duas lâminas de vidro não lapidadas, e com
as bordas posteriormente cobertas por esparadrapo.
O local onde foi realizado o raspado deve ser vedado com curativo simples, a fim
de evitar a exposição.
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Criciúma: Rua Coronel Pedro Benedet, 350, S.3 Centro - CEP: 88.801-250 Telefones: (48) 3433-7488 / (48) 3045-7983 [email protected]
Cocal do Sul: Rua Dr. Edson Gaidzinski, 189 Centro – CEP: 88.845-000 Telefone: (48) 3447-0855 [email protected]
