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UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS ESCOLA DE VETERINÁRIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL Disciplina: SEMINÁRIOS APLICADOS TORQUE TENO VIRUS: aspectos biológicos e epidemiológicos em humanos e suínos Thelma Michella Saddi Orientadora: Profª Drª Wilia M. E. Diederichsen de Brito GOIÂNIA 2010

TORQUE TENO VIRUS: aspectos biológicos e epidemiológicos ...portais.ufg.br/up/67/o/Thelma_Saddi_2c.pdf · sabe-se que as maiores responsáveis por quadros de doenças hepáticas

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS

ESCOLA DE VETERINÁRIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL

Disciplina: SEMINÁRIOS APLICADOS

TORQUE TENO VIRUS:

aspectos biológicos e epidemiológicos em humanos e suínos

Thelma Michella Saddi

Orientadora: Profª Drª Wilia M. E. Diederichsen de Brito

GOIÂNIA

2010

THELMA MICHELLA SADDI

TORQUE TENO VIRUS:

aspectos biológicos e epidemiológicos em humanos e suínos

Seminário apresentado junto à disciplina

Seminários Aplicados do Programa de Pós-

Graduação em Ciência Animal da Escola de

Veterinária da Universidade Federal de Goiás.

Nível: Doutorado

Área de Concentração:

Sanidade Animal, Tecnologia, Higiene

e Tecnologia de Alimentos (SANHTA)

Linha de Pesquisa:

Etiopatogenia, epidemiologia, diagnóstico e controle

das doenças infecciosas dos animais

Orientadora:

Profª Drª Wilia M. E. Diederichsen de Brito

Comitê de Orientação:

Prof. Dr. Francisco J. D. Souto – FCM/UFMT

Prof. Dr. Jurij Sobestiansky - EV/UFG

GOIÂNIA

2010

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO................................................................................................................. 1

2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ......................................................................................... 3

2.1 Agente ........................................................................................................................... 3

2.2 Epidemiologia ............................................................................................................. 7

2.3 Potencial patogênico em humanos e suínos ................................................... 13

2.4 Distribuição no organismo do hospedeiro ....................................................... 20

2.5 Diagnóstico................................................................................................................ 21

2.6 TTV como marcador de potabilidade e qualidade da água .......................... 21

3.0 CONSIDERAÇÃOES FINAIS .................................................................................. 24

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................. 25

LISTA DE FIGURA

FIGURA 1 Genoma do TTV humano

.............................................................. 5

FIGURA 2 Genoma do TTV suíno

.............................................................. 5

1 INTRODUÇÃO

A produção de suínos representa atualmente uma das mais

importantes atividades econômicas em diversos países. No Brasil, a produção

cresceu significativamente nos últimos anos sendo que entre 2000 e 2008, as

exportações de carne suína cresceram 708% em valor e 290% em volume

(RITTERBUSCH, 2009).

Com a busca por melhores índices produtivos e consequente aumento

da produção, houve um agravamento nos problemas sanitários dos rebanhos, fato

que favoreceu o surgimento de enfermidades que acarretam grandes prejuízos

econômicos (SOBESTIANSKY, 2002).

As doenças reprodutivas no plantel das granjas de suínos são

consideradas mundialmente a principal causa de prejuízo econômico. Muitos

agentes infecciosos têm sido associados às falhas reprodutivas na produção de

suínos, representando significativas perdas econômicas para os suinocultores

(RITTERBUSCH, 2009). Entre os agentes causadores dessas doenças pode-se

citar os parvovírus (PPV) e os circovírus (PCV).

Recentemente, um agente viral, torque teno vírus (TTV) já identificado

em outras espécies animais, foi identificado em suínos associado às infecções

causadas pelo circovírus suíno do tipo 2 (PCV-2). Apesar de disseminado nessa

espécie, a importância deste vírus ainda não está esclarecida. Alguns estudos já

indicaram um possível papel do TTV em exacerbar a patogenia causada pelo

PCV-2 em co-infecções nos leitões (KEKARAINEN et al., 2006; RITTERBUSCH,

2009).

O TTV foi isolado pela primeira vez no Japão, em 1997, no soro de um

paciente internado com um quadro de hepatite aguda pós-transfusional de

etiologia desconhecida. O vírus detectado, após a amplificação, clonagem e

sequenciamento do seu genoma, não apresentava similaridade com nenhuma

outra sequência conhecida (NISHIZAWA et al., 1997).

A sua denominação acredita-se estar associada às iniciais (TT) do

primeiro paciente investigado pelo grupo de pesquisadores, no entanto essas

iniciais também podem representar transfusion-transmitted vírus (WATANABE et

2

al., 2005; NASSER, 2007).

Desde o seu primeiro isolamento, o TTV é detectado em pacientes com

hepatite agudas ou crônicas sem etiologia definida, sendo altamente prevalente

entre doadores de sangue e indivíduos em risco de ter patógenos sanguíneos,

como os pacientes em hemodiálise e usuários de drogas injetáveis (BIAGINI,

1998; MACDONALD et al., 1999).

Inicialmente suspeitou-se que o TTV estivesse relacionado a quadros

de hepatites, mas esse é uma afirmação ainda controversa. Para ABE et al.

(1999) existe a possibilidade de que este vírus não provoque sérios problemas de

saúde. No entanto, TAKAHASHI et al. (1998) revelaram indícios de que vários

genótipos podem ser responsáveis por provocar doenças em humanos. Ao certo,

sabe-se que as maiores responsáveis por quadros de doenças hepáticas agudas

e crônicas são os agentes das hepatites virais. Estas podem ser agrupadas em

dois grandes grupos: hepatites virais de A a E, cujas etiologias são bem

conhecidas e descritas; e hepatites virais não-A a não-E. O segundo grupo inclui

vírus descobertos em um passado mais recente, como os vírus das hepatites G e

F, o vírus SEM (SENV) e o TTV (DEODHARE, 2000).

Neste contexto, tem o presente estudo o objetivo de realizar uma

revisão bibliográfica sobre o torque teno vírus, abordando tanto informações

inerentes à sua biologia, bem como alguns aspectos epidemiológicos e da

enfermidade em humanos e suínos.

3

2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 Agente

Inicialmente, devido a suas características morfológicas, o TTV foi

caracterizado como um parvovírus (MIYATA et al., 1999). No entanto,

observações posteriores sobre a estrutura biofísica e molecular do TTV, o

enquadraram junto aos circovírus (HIJIKATA et al.,1999, BENDINELLI et al.,

2001), em função do seu genoma circular não-segmentado com capsídeos

isométricos. Recentemente, foi proposta a criação de uma nova família,

Anelloviridae, contendo nove gêneros (Alphatorquevirus, Betatorquevirus,

Gammatorquevirus, Deltatorquevirus, Epsilontorquevirus, Zetatorquevirus,

Etatorquevirus, Thetatorquevirus, Iotatorquevirus) que engloba todas as espécies

de TTV. Já foram identificados pelo menos 47 espécies de TTVs (CARSTENS,

2010).

O TTV é um vírus pequeno, com cerca de 30-50 nanômetros de

diâmetro (JELCIC et al., 2004), não-envelopado, genoma DNA (ácido

desoxirribonucléico) circular de fita simples, polaridade negativa, 2,9 kb

(OKAMOTO et al., 2002) a 3,9 kb de comprimento (OKAMOTO et al, 1998;

MIYATA et al., 1999; MUSHAHWAR et al., 1999; JELCIC et al., 2004). Partículas

associadas ao TTV, com diâmetro de 30-32nm recuperadas de soro de humanos

infectados são observadas, à microscopia eletrônica, como agregados de vários

tamanhos (ITOH et al., 2000).

TTVs geneticamente relacionados ao vírus humano, mas distintos

desse, são relatados em diferentes espécies animais, incluindo os suínos. Até o

momento, dois genogrupos distintos foram identificados em suínos domésticos:

torque teno vírus do tipo 1 (TTV-1) e torque teno vírus do tipo 2 (TTV-2) (NIEL et

al., 2005). As amostras de origem suínas, detectadas em diversos países,

apresentam entre 71% e 100% de homologia de nucleotídeos (BIGARRÉ et al.,

2005).

As detecções virais por reação em cadeia de polimerase (PCR) para o

genogrupo 1 em amostras de soro do Canadá, China, Coréia, Espanha, França,

4

Tailândia e Estados Unidos revelaram prevalência que variam de 33% a 100%

(BIGARRÉ et al., 2005). Na Espanha a prevalência para o tipo 1 é de 60% e para

o tipo 2 de 77% (KEKARAINEN et al., 2006).

O TTV suíno está intimamente relacionado ao TTV humano e

apresenta uma organização de genoma semelhante a este. O comprimento do

genoma dos isolados parece diminuir conforme a ordem animal. As cepas suínas

apresentam um genoma de 2,9 kb, em vez de 3,4 a 3,9 kb de isolados humanos

(OKAMOTO et al., 2002).

O genoma do TTV humano é composto por 3.852 nucleotídeos sendo

dividido em duas regiões: uma sequência de codificação extremamente variável

(2,6 kb) e outra mais conservada não-codificadoras (UTR) de 1,2 kb, que varia de

comprimento entre 3,808 nucleotídeos (isolado SANBAN) e 3.853 nucleotídeos

(isolados TA 278 e JA 20) (ERKER et al., 1999; HIJIKATA et al., 1999;

TAKAHASHI et al., 2000a).

A região de codificação consiste em seis quadros de leitura aberta

(ORF1 até ORF6) (YOKOYAMA et al., 2002). Os dois principais genes

codificadores de proteínas são os ORF1 e ORF2 (OKAMOTO et al;., 1999;

MIYATA et al., 1999), de 770 e 150 aminoácidos respectivamente (HIJIKATA et

al., 1999). Em alguns isolados há também uma pequena ORF adicional (ORF3)

com capacidade para codificar 57 aminoácidos (ERKER et al., 1999) (Figura 1).

As outras ORFs adicionais podem estar presentes, no entanto estas não devem

ser funcionais (BENDINELLI et al., 2001). O TTV suíno apresenta organização

genômica similar, contém 3 ORFs (Figura 2) mas compartilha menos de 45% de

identidade de nucleotídeos (OKAMOTO et al., 2002).

Os produtos de ORF1 do TTV contém sequências curtas de

aminoácidos característicos das proteínas associadas à replicação (HAFNER et

al., 1997). A ORF2 codifica uma proteína não-estrutural envolvida na replicação e,

apesar de ser altamente heterogênea entre os isolados de TTV, seus segmentos

46-66 contém cinco regiões conservadas, quando considera-se os isolados

analisados por HIJIKATA et al. (1999). A região não codificadora está situada

entre o final e a ORF3 (ROMEO et al., 2000). Primers com PCR deduzidos da

região não-codificante (UTR) podem detectar DNA de TTV de diferentes

genótipos (OKAMOTO et al., 1999).

5

FIGURA 1: Genoma do TTV humano

Fonte: adaptado de COSTA, 2009.

FIGURA 2: Genoma do TTV suíno

Fonte: adaptado de http://www.cresa.es

6

Apesar do escasso conhecimento sobre suas propriedades biológicas,

sabe-se que o vírus apresenta sequências altamente divergentes (PENG et al.,

2002; MAGGI et al., 2007) que, teoricamente, podem apresentar diferentes níveis

de virulência (MAGGI et al., 2007). Vários genogrupos foram identificados, porém,

até o momento, o TTV não tem sido ligado a nenhuma doença específica (JELCIC

et al., 2004) e embora a associação do TTV com indução de patologia humana

seja discutível, estudos indicam que o genótipo 1, especificamente, tem possível

participação nestes processos (WATANABE et al., 2005).

Desde 1999, diversos vírus semelhantes ao TTV, como o YONBAN

(TAKAHASHI et al., 2000a), PMV (HALLET et al., 2000), SANBAM (HIJIRATA et

al., 1999), torque teno minivirus (TTMV) (TAKAHASHI et al., 2000b), vírus SEN

(SEM-V) (UEMURA et al., 2001) e o SAV (JONES et al., 2005) foram identificados

em humanos e esses estudos apontam a existência desses novos membros da

mesma família do TTV, como novas espécies virais com base nas divergências

genômicas presentes nas amostras (HALLETT et al., 2000; TAKAHASHI et al.,

2000a; DINIZ-MENDES et al., 2004).

Em suínos, dois genogrupos de TTV (TTV-1 e TTV-2) já foram

detectados (NIEL et al., 2005), no entanto, são escassas as informações

disponíveis sobre a epidemiologia da infecção pelo TTV (RITTERBUSCH, 2009).

O mecanismo de replicação do TTV permanece desconhecido, porém

especula-se, com base nas semelhanças existentes com outros vírus de DNA

circular, que o TTV use o mecanismo de círculo rolante. Assim, o vírus utiliza uma

fita de DNA intermediário gerada pela célula do hospedeiro durante a fase de

síntese do ciclo celular como molde para a geração do DNA viral (MUSHAHWAR

et al., 1999).

Os tratamentos com ação virucida conhecidos para inativação de vírus

envelopados (como exemplo, solvente-detergente e aquecimento a 65°C/96 horas

a seco) parecem ser pouco efetivos na destruição da infectividade por TTV

(CHEN et al., 1999, BERNS, 2007). No entanto, a purificação de imuno-afinidade

e tratamentos mais drásticos de aquecimento de fatores de coagulação

demonstram mais efetividade para a inativação viral (PRESCOTT & SIMMONDS,

1998; CHEN et al., 1999) do TTV. Esses dados, associados a sua estrutura viral,

sugerem que o vírus TTV possa ser tão estável quanto os parvovírus (BERNS,

7

2007).

2.2 Epidemiologia

O TTV é um agente infeccioso de distribuição mundial (PRESCOTT &

SIMMONDS, 1998; ABE et al., 1999).

Sua transmissão não se dá somente pela via parenteral, mas também

pela via fecal-oral, a partir da exposição às fezes (TAWARA et al., 2000). Ainda

que inicialmente se acreditasse que a principal via de transmissão do TTV fosse a

transfusão sanguínea, a presença de TTV nas fezes de indivíduos saudáveis é

ubíqua, sendo presumível que a infecção esteja amplamente disseminada na

população humana (FONG & LIPP, 2005).

A transmissão aerógena também é suposta. A elevada carga viral em

swabs de secreção nasal de crianças reforça a possibilidade de transmissão pela

via aérea. Essa via explicaria o fato de indivíduos saudáveis, sem histórico de

transfusões, provenientes de países considerados desenvolvidos serem positivos

para o vírus, quando as prevalências para outros vírus de transmissão enteral são

baixas (MAGGI et al., 2003).

Para MAGGI et al. (2007) o TTV persiste por períodos prolongados ou

indefinidamente no plasma de indivíduos infectados causando infecções crônicas

e estando presente no plasma, tecidos e fluidos corporais de mais de 80% de

doadores de sangue saudáveis. O TTV também já foi detectado na saliva, swab

da garganta, sêmen, lágrimas, pele, cabelo (SABACK et al., 1999; GOTO et al.,

2000; INAMI et al., 2000; OSIOWY & SAUDER, 2000) e leite cru ou pasteurizado

(AL-MOSLIH et al., 2007).

Elevadas soroprevalências são demonstradas em indivíduos saudáveis

em diversos pontos do mundo. Há grande diversidade genética em diferentes

áreas geográficas, no entanto alguns genótipos virais são distribuídos de forma

global, mesmo em locais onde o contato entre as populações é restrito, como no

caso de grupos que habitam florestas em Papua Nova Guiné, na Oceania

(PRESCOTT et al., 1999).

Em 1999, ABE et al. colheram amostras de soro de pessoas no Japão

8

(233 indivíduos sem histórico de patologia hepática), Miamar (51 indivíduos

saudáveis e 92 com patologia hepática), doadores de sangue do Nepal (177),

Egito (95), Bolívia (95), Vietnã (62 profissionais da saúde), Coréia (73 pacientes

de hemodiálise), soropositivos para HIV de Camboja (8), Gana (95) e EUA (68) e

encontraram prevalências que variaram entre 70% (Japão) a 100% (Camboja). Os

genótipos mais prevalentes foram o tipo 1 e 2, no entanto não houve qualquer

relação entre o genótipo encontrado e sua origem geográfica.

GALIAN et al. (1999) testaram 150 pessoas de duas unidades de

hemodiálise dos hospitais públicos de Marselha, na França, para a presença do

genoma do TTV, utilizando uma metodologia baseada em PCR. Os autores

encontraram a prevalência de viremia TTV de 28% (contra 5,3% em doadores de

sangue controles da mesma região). Também verificaram a existência de

infecções crônicas e superinfecções por estirpes pertencentes a diferentes

genótipos. A prevalência da infecção foi maior nos pacientes provenientes da

África, em pacientes com transfusão de sangue anteriores ou transplante de

órgãos, em pacientes com anticorpos para o antígeno da hepatite B e em

indívíduos com diabetes mellitus. A alta prevalência de infecção pelo TTV (50%)

também foi observada em uma população de pacientes com diabetes mellitus,

mas sem doença renal. No entanto, nenhuma relação significativa foi encontrada

entre a viremia de TTV e o vírus da hepatite C, transaminases, idade, sexo ou

duração do tratamento da hemodiálise.

HSIEH et al. (1999) em estudo avaliando a infecção pelo TTV em 148

indivíduos com testes bioquímicos normais do fígado, incluindo 30 recém-

nascidos (soro colhido a partir do cordão umbilical), 23 crianças, 16 crianças pré-

escolares, 21 indivíduos com idades entre 6 a 15 anos (considerados com idade

anterior à da experiência sexual), 15 adultos jovens (com idade inferior a 30 anos)

e 43 indivíduos com idade superior a 30 anos encontraram taxas de viremia de 0,

17, 25, 33, 47 e 54%, respectivamente. Os autores sugerem que estes achados

podem relacionar a transmissão do TTV principalmente através do contato diário

não-parenteral e que, frequentemente este contato ocorre muito precocemente.

A transmissão vertical foi verificada por MORRICA et al. (2000), na

Itália, que testaram o sangue do cordão umbilical de 15 bebês filhos de mulheres

positivas para TTV e encontraram o vírus em 12 (80%) desses, sugerindo que a

9

transmissão uterina poderia ser importante. GERNER et al. (2000) observaram

um aumento na prevalência da infecção pelo TTV em recém nascidos, após a

primeira semana do nascimento. Os pesquisadores sugeriram, a partir da

detecção viral no leite materno, que esta pode ser uma via de transmissão pós-

natal.

KREKULOVA et al. (2001) observaram correlação positiva entre a

infecção por TTV e o número crescente de parceiros sexuais, sustentando a

participação ocasional da via sexual na transmissão viral.

SALÁKOVÁ et al. (2004) ao investigarem a epidemiologia, transmissão

e filogenia de TTV na República Checa, em um grupo controle composto por 196

doadores de sangue, 20 pacientes hemofílicos, 49 usuários de drogas

intravenosas, 100 prostitutas, 50 presos penitenciários, 208 crianças saudáveis

(1-14 anos), 54 amostras de sangue de cordão umbilical, 52 pacientes com

hepatite não AE, 74 pacientes com hepatite C e 51 doadores de sangue com

níveis de ALT (alanino aminotransferase) aumentado, verificaram que a taxa de

prevalência de TTV entre a população Checa foi de 52,6%, sendo que os adultos

mostraram aumento na prevalência de TTV conforme aumenta a idade. A maior

prevalência do TTV foi encontrado no grupo de pacientes politransfundidos. Não

houve maior prevalência do TTV em indivíduos com risco aumentado de

transmissão sexual do que na população geral.

Em estudo realizado no Brasil por NIEL et al. (1999), analisando

amostras de soro de pessoas sem histórico transfusional, no estado do Rio de

Janeiro, encontraram uma prevalência de infecção por TTV em 65,4% dos

amostrados.

VASCONCELOS et al. (2001), em estudo realizado no sul do Brasil,

testaram soro de 130 indivíduos, sendo 91 adultos e 39 crianças (idade de 0-10

anos) e encontraram uma prevalência de 44% e 73%, respectivamente.

Também no Brasil, BASSIT et al. (2002), observaram a presença do

TTV em 85,3% dos doadores de sangue e em 81,2% das crianças e adolescentes

pesquisados. Esses resultados, além de revelarem um grande número de relatos

de detecção viral em indivíduos saudáveis e ausência de um modelo experimental

adequado para a infecção, não permitiram confirmar a participação do TTV como

agente etiológico de alguma doença específica em humanos, uma vez que o TTV

10

é um vírus presente em mais de 80% da população em todo o mundo. Os autores

afirmaram que, ao que parece, a infecção por TTV parece estar bem difundida no

Brasil, mesmo em indivíduos sem histórico transfusional.

PINTO et al. (2007) avaliando a soroprevalência do TTV em 186

amostras de pacientes com risco de exposição parenteral, na região

metropolitana de Belém (PA) detectaram positividade em 59,7% das amostras.

AMARANTE et al. (2007) realizaram um estudo no Brasil, com 270

amostras de soro de doadores de sangue saudáveis e 75 amostras de indivíduos

politransfundidos, sendo esses últimos divididos em dois grupos: grupo 1

(portadores de coagulopatias) e grupo 2 (portadores de hemoglobinopatias),

encontrando a prevalência de infecções pelo TTV de 50,5% entre os doadores,

95% no grupo 1 e 82% no grupo 2.

Para BENDINELLI et al. (2001), diferentes espécies animais podem

albergar o vírus, promovendo transmissões inter-espécie, onde a necessidade de

adaptação ao novo hospedeiro representaria um forte impulso a mudança

genética. Infecções mistas com diferentes genótipos também são frequentes e a

combinação genética entre eles poderiam ser fatores que contribuiriam à

variabilidade. Por fim, a grande habilidade em promover infecções crônicas,

caracterizadas por uma viremia persistente que segue por anos, poderia ser um

fator que levaria o sistema imune hospedeiro a uma frequente pressão, induzindo

o vírus a uma evolução.

As transmissões espécie-específicas são relatadas com elevadas

frequências entre chimpanzés e outros primatas não-humanos (LEARY et al.,

1999; THOM et al., 2003; BARNETT et al., 2004). Relatos da transfecção

experimental de TTV humano em chimpanzés e macacos Rhesus já foram feitos

(OKAMOTO et al., 1999). Porém não há evidências sobre transfecção em

mamíferos menores, devido à grande dificuldade de se obter a replicação desse

vírus em cultura de tecido (MAGGI et al., 2001). Um estudo da transmissão

experimental nos chimpanzés mostrou que esses animais podem ser infectados

de forma cruzada por espécies humanas (OKAMOTO et al., 2000a, OKAMOTO

et al., 2000b).

Para entender mais sobre a relação entre o TTV e seus hospedeiros,

ABE et al. (2000) testaram 400 amostras de soro de 24 espécies de primatas não-

11

humanos para a presença do DNA de TTV por PCR. O DNA viral foi detectado em

89% dos chimpanzés (87/98) e 14% (3/21) dos macacos caranguejeiros. Os

autores puderam observar que as sequências de nucleotídeos dos produtos de

PCR tinham entre 80 e 100% de identidade entre as duas espécies e que diferiam

dos isolados em humanos em 24 a 33% ao nível de nucleotídeos e 36 a 50% no

nível de aminoácidos. A análise filogenética demonstrou que todos os isolados de

TTV símios eram distintos dos isolados humanos. Os autores afirmaram que

estes resultados indicam que o TTV em símios representa um grupo diferente,

mas está estreitamente relacionado TTV em seres humanos.

CATROXO et al. (2008) visando uma melhor compreensão da relação

entre o TTV e seus hospedeiros, conduziram um estudo de detecção viral no soro

e sangue total de primatas não-humanos e no plasma de frangos, através da

técnica de PCR para a região conservada UTR-A. O DNA viral foi detectado em

soros de 5,3% (4/75) Cebus apella, 40% (2/5) de Alouata fusca, 20% (1/5) de

Alouata caraya, 5,2% (1/19) de Callithrix penicilata, 4% (1/25) de Callithrix

jacchus, 20% (1/5) de Saimiri sciureus e 25% (1/4) de Leontopithecus

chrysomelas. A análise filogenética revelou que três sequências detectadas

apresentaram similaridade com o torque teno minivirus humano (TLMV), um dos

genótipos do TTV. O DNA de TTV foi detectado em uma amostra de soro e uma

amostra de sangue total de primatas não-humanos e em uma amostra de plasma

de frango, caracterizando este trabalho como o primeiro relato de TTV, nas

Américas, em primatas não-humanos e frangos brasileiros.

LEARY et al. (1999) observaram a presença de TTV em animais de

produção, como em ovinos (30%), bovinos (25%), suínos (20%) e frangos (19%) e

chegaram a sugerir que o consumo de carnes mal cozidas desses animais

poderiam ser fonte de infecção para os humanos, porém seus estudos não foram

conclusivos.

O TTV suíno foi também reconhecido primeiramente no Japão

(OKAMOTO et al., 2002), mas já foi relatado nos Estados Unidos, Canadá,

Espanha, França, Itália, China, Coréia, Tailândia e também no Brasil (THOM et

al., 2003; BIGARRÉ et al., 2005; NIEL et al., 2005; MARTELLI et al., 2006).

Segundo SIBILA et al. (2009), a infecção pelo TTV ocorre

precocemente nos sistemas de produção de suínos e pode ser transmitido tanto

12

da matriz aos leitões, quanto de leitão para leitão. No entanto afirmaram que

maiores estudos devem ser realizados para elucidar as rotas de transmissão do

TTV suíno, que ainda permanecem desconhecidas.

BERNS (2007) afirmou que, embora sejam necessários estudos

complementares para compreender o agente, as pesquisas moleculares apontam

a presença do TTV em 60% a 80% da população suína em análises de amostras

de soro. Resultados semelhantes foram encontrados por MCKEOWN et al.

(2004), que identificaram a presença de TTV suíno em até 66% de amostras

coletadas de animais sadios.

Como a epidemiologia do TTV ainda é pouco compreendida, a rota

fecal-oral é elencada como uma possível e importante via de transmissão do TTV

também para os suínos (BERNS, 2007).

BRASSARD et al. (2008) reportaram o TTV suíno em amostras de

soro, plasma e fezes. Os pesquisadores afirmaram que esses resultados são

indicativos de que a transmissão fecal-oral seja um importante meio de

disseminação viral.

BIGARRÉ et al. (2005) em um levantamento de TTV em rebanhos

suínos da Bretanha e França, pelo método de PCR, relataram prevalências de 93

e 73% em 15 leitões e 33 suínos adultos, respectivamente. O pulmão foi o órgão

que apresentou maior positividade por PCR. Os autores afirmaram que apesar de

não haver confirmação do potencial patogênico do vírus, a potencial carga viral

transportada pelos suínos deve ser avaliada como uma ameaça sanitária.

MARTINEZ et al. (2006) realizaram o primeiro levantamento

soroepidemiológico de torque teno vírus (TTV) em javalis (Sus scrofa) na Europa

(Espanha). Analisando os dois genogrupos distintos de TTV suíno em 178 soros

de javalis selvagens espanhóis de diferentes regiões geográficas, pelo método de

PCR nested, verificaram a prevalência geral de 84% (58% para genogrupo 1 e

66% para genogrupo 2), sendo esta significativamente maior para o genogrupo 2,

em animais jovens e fêmeas. Na análise filogenética perceberam que a infecção

por TTV em javalis e suínos domésticos se dá pelos mesmos genogrupos. Os

autores afirmaram que estes resultados indicam que o TTV é, aparentemente,

onipresente nas populações de javalis da Espanha.

KEKARAINEN et al. (2007) relataram elevada prevalência dos

13

genogrupos de TTV em amostras de sêmen, sugerindo que a transmissão vertical

via sêmen pode contribuir para a disseminação do vírus.

MARTINÉZ-GUINÓ et al. (2009) realizando testes no soro de fetos e

frações de colostro provenientes de fêmeas suínas negativas e positivas para

TTV-1 e TTV-2, concluíram que porcas negativas sempre originavam leitões

negativos. Contudo, porcas positivas podiam originar produtos negativos ou

positivos. Além disso, os fetos positivos eram sempre infectados com o mesmo

genogrupo da mãe, gerando fortes indícios da transmissão transplacentária do

vírus. Os autores relataram que a detecção do agente em tecidos reprodutivos

das fêmeas são os primeiros indícios de transmissão in útero ou transplacentária

de TTV suíno e que isso pode possibilitar a contaminação intra-uterina e favorecer

a disseminação do vírus do plantel.

No estado de Goiás, SOARES et al. (2010b) buscando a identificação

do DNA viral de TTV-1 e TTV-2 em suínos mantidos em sistema de criação

intensivo analisaram 47 amostras de soro sanguíneo, pela técnica de PCR. O

DNA viral foi detectado em 46,8% das amostras, sendo que 12,8% foram

positivos para TTV-1 e 21,3% para TTV-2. Ambos os vírus foram identificados em

12,8% dos soros amostrados. Os autores afirmaram que o papel do TTV como

agente causador de doenças deve ser avaliado. Este é a primeira identificação de

co-infecção entre o TTV e PCV-2 no estado de Goiás.

2.3 Potencial patogênico em humanos e suínos

Os estudos sobre o potencial patogênico do TTV foi realizado

inicialmente em amostras identificadas em humanos. A relação entre a infecção

pelo TTV e a doença hepática permanece controversa (WATANABE et al., 2005).

Inicialmente os estudos sugeriam que o vírus causaria um aumento das

transaminases hepáticas e que possuía capacidade de induzir a quadros agudos

de hepatite (TAWARA et al., 2000).

OKAMOTO et al. (1998) identificaram a presença do TTV em

aproximadamente 50% dos casos de hepatites crônicas ou agudas, além de em

12% de doadores de sangue em uma pesquisa realizada no Japão.

14

Visando avaliar o papel patogênico do TTV em doenças hepáticas e

potenciais modos de transmissão, HSIEH et al. (1999) usaram a técnica de PCR

para detectar DNA viral no soro sanguíneo. As taxas de viremia de TTV

encontradas em 13 pacientes com hepatite aguda idiopática, 14 pacientes com

hepatite fulminante idiopática, 22 pacientes com doenças hepáticas crônicas e 19

pacientes com cirrose hepática foram 46, 64, 55 e 63%, respectivamente, e os

resultados encontrados não foram significativamente diferentes daqueles

encontrados em 50 indivíduos saudáveis (53%). Os autores afirmaram que a

infecção pelo TTV não teve um efeito significativo sobre a doença hepática.

SALÁKOVÁ et al. (2004) ao investigarem a epidemiologia, transmissão

e filogenia de TTV na República Checa, em vários grupos, incluindo 52 pacientes

com hepatite não AE e 74 pacientes com hepatite C verificaram que a taxa de

soroprevalência de TTV foi maior entre os indivíduos positivos para VHB e/ou

VHC. Os autores acreditam existir uma via comum de transmissão destas três

infecções.

HAFEZ et al. (2007), em pesquisa realizada no Egito, tentando

esclarecer a relação entre TTV e a presença de carcinoma hepatocelular em

pacientes egípcios, analisaram o soro de indivíduos com histórico de cirrose

hepática e carcinoma hepatocelular e de pessoas saudáveis, por nested-PCR.

Detectaram a presença viral em 46,7% dos pacientes com carcinoma

hepatocelular, 40% dos com cirrose hepática e 36,7% dos indivíduos saudáveis,

sendo o genótipo 1 o mais prevalente. Os autores sugeriram que este estudo foi

indicativo de que o TTV parece não contribuir para o aumento da gravidade

dessas patologias.

No Brasil, o TTV foi detectado em pacientes com doenças hepáticas

crônicas nas Regiões Sudeste (São Paulo) e Norte do país (Pará), onde os

índices de positividade encontrados foram de 20% e 45%, respectivamente

(PINTO et al., 1998).

Apesar dos indícios que associavam o TTV à doença hepática e a

elevada mortalidade entre pacientes com hepatite aguda, causadas pelo vírus da

hepatite B (HBV), esta associação não foi confirmada por estudos mais recentes.

Não foram verificadas quaisquer alterações morfológicas nos hepatócitos

infectados pelo TTV, bem como não foram evidenciadas diferenças entre o curso

15

clínico e os parâmetros laboratoriais dos pacientes co-infectados com TTV,

daqueles sem a co-infecção (WATANABE et al., 2005).

Estudos epidemiológicos têm evidenciado a presença de TTV em

diversas outras patologias, tais como: doença de Hodkin, anemia aplásica, fibrose

pulmonar idiopática, doença pulmonar aguda, pênfigo bolhoso, piora de

prognóstico de câncer de laringe e redução da sobrevida em pacientes

soropositivos para HIV (CHRISTENSEN et al., 2000; MAGGI et al., 2003; JONES

et al., 2005). No entanto, esses estudos não conseguiram caracterizar, de fato, o

real significado do vírus nessas enfermidades (GERGELY et al., 2006).

CHRISTENSEN et al. (2000) sugeriram que o vírus da imunodeficiência

humana (HIV) poderia, de forma indireta, facilitar a replicação de TTV devido ao

seu efeito imunossupressor. Além disso, observaram que o TTV estava

relacionado à piora do prognóstico dos pacientes infectados por HIV. DINIZ-

MENDES et al. (2004) observaram soroprevalências mais elevadas, inclusive por

genótipos diferentes (co-infecções) em indivíduos soropositivos para HIV do que

em indivíduos sadios controles.

De acordo com o estudo feito por NASSER (2007), o TTV é mais

prevalente em indivíduos soropositivos ao HIV em comparação com indivíduos

saudáveis. Embora a significância clínica da associação do TTV com HIV

necessite ser elucidada, é sugerido que a presença do TTV pode estar

relacionada a uma diminuição da carga viral do HIV em indivíduos portadores.

A frequência de TTV em pessoas consideradas com alto risco de

infecções sexuais e parenterais foi investigada por MACDONALD et al. (1999) em

52 prostitutas, 81 homossexuais do sexo masculino e 65 usuários de drogas

injetáveis visando avaliar o seu modo de transmissão. Após busca do DNA viral

por PCR observaram a frequência de viremia em 4,5% a 13,0% dos indivíduos do

estudo, o que não foi significativamente diferente do encontrado nas amostras

controle (4,5%). Puderam observar ainda o aumento significativo da viremia de

acordo com a idade, porém sem associação alguma com a co-infecção vírus da

imunodeficiência humana. Os autores relataram que a baixa frequência de

infecção detectadas em ambos os grupos de risco sugere que a via sexual ou

parenteral (uso de drogas intravenosas) é relativamente ineficaz e pouco provável

para explicar a alta prevalência de TTV observadas mundialmente.

16

ÀLVAREZ-LAFUENTE et al. (2005) tem discutido o papel das infecções

virais em patologias auto-imunes e os conhecimentos mais atuais sobre a biologia

do TTV permitiram elaborar a hipótese de que o vírus possa agir desencadeando

doenças reumáticas auto-imunes (GERGELY et al., 2006).

No que diz respeito a correlação entre a infecção pelo TTV e doenças

auto-imunes, MAGGI et al. (1999) pesquisou o DNA viral em grupo de 660

indivíduos, sendo 221 pacientes de diferentes diagnósticos e idades, que tinham o

soro estocado no Centro de Virologia da Universidade de Pisa (Itália) e outros 439

indivíduos escolhidos com base em diagnóstico clínico específico, entre eles

lúpus eritematoso sistêmico, artrite reumatóide e psoríase. A prevalência

detectada para a infecção viral nestas doenças auto-imunes foi igual ou inferior,

no caso da artrite reumatóide, que a do grupo de soros estocados o que levou os

autores a sugerirem que o TTV não representa um fator importante ao

desenvolvimento dessas doenças.

SEEMAYER et al. (2001) em estudo sorológico de pacientes com

esclerodermia, artrite reumatóide e osteoartrite e indivíduos doadores de sangue

saudáveis, não encontraram diferenças significativas na prevalência da infecção

pelo TTV entre os portadores das patologias e os controles saudáveis. Já

GERGELY et al. (2005a) ao buscar o DNA de TTV em indivíduos com lúpus, em

seus parentes de primeiro grau saudáveis e em doadores de sangue encontraram

prevalência mais elevada em pacientes lúpicos (58,87%) do que nos saudáveis

(33,16%). A prevalência dos parentes de primeiro grau (51,3%) também foram

maiores que as dos indivíduos saudáveis sugerindo que fatores genéticos

desconhecidos para lúpus eritematoso sistêmico poderiam influenciar a infecção

por TTV.

No Brasil, COSTA (2009) fez um estudo para avaliar a frequência da

infecção pelo TTV em pacientes com lúpus eritematoso sistêmico, onde buscou

verificar se existe alguma correlação entre a presença de vírus, as manifestações

clínicas e o perfil sorológico de auto-anticorpos apresentados pelos pacientes

lúpicos. Nesse estudo observou haver uma relação significativa entre os

pacientes com lúpus e o TTV, onde 37% (17/46) apresentavam-se TTV positivos

e apenas 15% (7/46) dos controles apresentavam a infecção viral. No entanto não

foi possível estabelecer relação entre a sintomatologia clínica e o perfil sorológico

17

dos pacientes e a infecção pelo TTV.

Em outro estudo realizado por GERGELY et al.(2005b) não houve

diferença entre a prevalência de infecção por TTV entre pacientes com miopatia

inflamatória idiopática, portadores de artrite reumatóide e doadores de sangue

saudáveis.

GERGELY at al. (2006) afirmaram que devido a sua ampla distribuição

geográfica e sua presença em populações de indivíduos saudáveis, o TTV pode

se comportar como uma agente comensal. No entanto diversos aspectos da sua

interação com o hospedeiro ainda permanecem desconhecidos e mais estudos

precisam ser realizados para que o seu potencial patogênico possa ser

determinado.

Sangue e produtos derivados de sangue usados em medicamentos

humanos podem conter TTVs. AZZI et al. (2001) relataram que 35% dos produtos

comerciais de fatores VIII e IX, produtos aos quais a albumina humana foi

adicionada, foram PCR positivo para o TTV. Assim os autores observaram que as

amostras de albumina humana podem estar contaminadas com TTV. AZZI et al.

(2006) constataram que a profundidade de filtração utilizada para a albumina

humana no processo de purificação é incapaz de eliminar o vírus.

Os materiais de suínos são importantes fontes de componentes utilizados

na fabricação de vacinas suínas, medicamentos humanos e enzimas comerciais.

No entanto, há pouca informação disponível sobre a possível existência de vírus

em produtos que contenham componentes derivados de suínos (KEKARAINEN et

al., 2009a).

KEKARAINEN et al. (2009b) testaram 26 vacinas comerciais suína, sete

medicamentos de uso humano e três produtos enzimáticos para a presença de

genomas TTV-1 e TTV-2, pela técnica de PCR e, observaram que quatro vacinas

contra Mycoplasma hyopneumoniae foram positivas para TTV-2 e três delas para

TTV-1, bem como uma contra o vírus da parvovirose suína e uma contra a

síndrome respiratória e reprodutiva suína foram PCR positivos para TTV-1. Uma

droga humana continha DNA de TTV-1, bem como uma enzima tripsina, um

produto derivado de elastase porcina foi positivo para ambos os genogrupos de

TTVs. Os autores afirmaram que estes resultados revelam que TTVs suína são

contaminantes, não só das vacinas suínas, mas também de medicamentos de

18

uso humano que contenham componentes suínos e de enzimas para uso

laboratórial. Este foi o primeiro estudo que avaliou a presença de TTVs suína em

produtos comerciais utilizados para suínos ou mesmo medicamentos para uso

humano.

Em suínos, O TTV isoladamente não tem se mostrado patogênico.

Contudo, seu papel em co-infecções com outros patógenos, principalmente com o

PCV-2 vem sendo investigado (RITTERBUSCH, 2009). Alguns estudos já

indicaram um possível papel do TTV em exacerbar a patogenia causada pelo

circovírus suíno tipo 2 (PCV-2) em leitões, na ocorrência da síndrome

multissistêmica de definhamento dos suínos (SMDS) (KEKARAINEN et al., 2006)

porém, não se sabe qual a sua importância em animais adultos em fase

reprodutiva. Relatos evidenciam a prevalência de TTV suíno em amostras de soro

(SIBILA et al., 2009), porém, poucos dados foram encontrados referindo-se à

detecção do vírus em tecidos.

KEKARAINEN et al. (2006) relataram que o TTV está disseminado na

população de suínos da Espanha, pois ao investigarem a presença de TTV-1 e

TTV-2 em amostras de soro de suínos infectados e não infectados pela SMDS,

verificaram elevada prevalência dos dois genogrupos nos animais testados. A

maior prevalência da infecção por TTV foi encontrado em soros de animais

afetados pela SMDS (97%); os não afetados pela síndrome, porém positivos para

TTV, corresponderam a 78%. Houve diferença estatística significativa e os suínos

afetados pela síndrome tinham risco de 1,25 vezes maior de estareem infectados

por TTV do que os suínos não afetados pela SMDS.

ELLIS et al. (2008) relataram que a inoculação de TTV-1 em leitões

gnotobióticos antes da infecção pelo PCV-2, facilitou o desenvolvimento da

SMDS.

TAIRA et al. (2009) analisaram a prevalência do TTV (TTV-1) e 2

(TTV-2) em populações de suínos do Japão com suspeita síndrome

multissistêmica de definhamento dos suínos e doença respiratória de suínos,

utilizando um método de nested-PCR. Das amostras de soro de rebanhos

diferentes no Japão, TTV-1 foi detectado em 30% das amostras, TTV-2 em 31% e

ambos em 10% das amostras. A prevalência geral de genogrupos TTV foi

significativamente menor nos suínos com menos de 30 dias de idade (11%) em

19

relação ao que nos grupos etários mais velhos (54-82%). Estes resultados

sugerem que o TTV suína pode ser disseminada em suínos pós-desmame e que

poderia desempenhar papéis etiológicos em doenças de suínos no Japão. Este foi

o primeiro relatório sobre a prevalência do TTV suína no Japão.

RITTERBUSCH (2009) observou a presença de TTV suíno em órgãos

reprodutivos de porcas de rebanhos comerciais do sul do Brasil, verificando maior

ocorrência de TTV-2 nas amostras testadas. Detectou a presença de TTV suíno

em ambos os sistemas reprodutores, tanto em fêmeas quanto em machos

testados. Para o pesquisador, este fato levanta a hipótese de que o TTV pode ser

mais importante do que já se imaginou, considerando a via de transmissão

reprodutiva.

Ao analisar amostras de fetos positivas para PCV-2 pela técnica de

PCR, também as testaram para TTV, observando a ocorrência de coinfecção

entre estes agentes. Os resultados obtidos em seus estudos evidenciaram o

provável envolvimento do PCV-2 em falhas reprodutivas em fêmeas suínas, bem

como revelam que o TTV estava presente nas amostras analisadas, confirmando

a associação com o PCV-2 (RITTERBUSCH, 2009).

SOARES et al. (2010a) visando detectar a infecção pelo PCV-2

associado ao TTV, em suínos criados de forma intensiva, analisaram 47 amostras

de soro de animais com idade compreendida entre 20 e 121 dias de idade, pela

reação em cadeia da polimerase (PCR). O DNA de PCV-2 associado ao TTV-1 foi

identificado em 12,8% das amostras e a associação de DNA de PCV-2 com TTV-

2, também em 12,8% das amostras. O PCV-2 associado tanto ao DNA de TTV-1

e TTV-2 foi detectado em 10,6% dos soros amostrados. As amostras de soro, as

quais foram observadas as co-infecções com qualquer TTV e PCV-2 coincidiram

com os animais que apresentavam sinais clínicos sugestivos de síndrome SMDS.

Os pesquisadores afirmaram ser necessários mais estudos para entender melhor

o papel desta co-infecção na ocorrência da síndrome. Esta é a primeira

identificação de co-infecção entre o TTV e PCV-2 no estado de Goiás.

20

2.4 Distribuição no organismo do hospedeiro

Na espécie humana, o TTV faz sua replicação, preferencialmente, em

células hematopoiéticas da medula óssea, mas também o faz nos hepatócitos

(IRSHAD et al., 2006). Além disso, o TTV é capaz de replicar-se no fígado, sendo

eliminado pelas fezes (OKAMOTO et al., 1998). O DNA viral já foi quantificado em

sangue, linfonodos, musculatura esquelética, tireóide, pâncreas, rins, pulmões,

baço, fígado e medula óssea, sendo os títulos mais elevados encontrados nos

quatro últimos órgãos (ABRAHAM, 2005). O vírus também já foi detectado na

saliva, swab da garganta, sêmen, lágrimas, pele, cabelo (SABACK et al., 1999;

GOTO et al., 2000; INAMI et al., 2000; OSIOWY & SAUDER, 2000) e leite cru ou

pasteurizado (AL-MOSLIH et al., 2007).

Em estudo com pacientes infectados por TTV, TAKAHASHI et al.

(2002) observaram, que a carga viral no sangue total era muito superior a

encontrada no plasma sanguíneo. Ao analisarem isoladamente indivíduos com

elevada viremia, visando detectar a carga viral nas diferentes células sanguíneas,

observaram as maiores em neutrófilos, seguidos por monócitos, células natural

killer (NK) e linfócitos T e B. Não houve detecção viral nas hemácias.

Apesar do TTV não se replicar em células mononucleares em repouso,

quando ocorre um estímulo um processo de replicação muito ativo é iniciado

(MAGGI et al., 2001). A possibilidade do TTV invadir e se replicar de forma ativa

em células responsáveis pela resposta imune, poderia desencadear a longo

prazo, anormalidades no sistema imune (TAKAHASHI et al., 2002).

O DNA de TTVs é relatado em soro sanguíneo de diferentes espécies

animais como suínos, frangos, vacas, ovelhas (LEARY et al., 1999; OKAMOTO et

al., 2002; BIGARRÉ et al., 2005; NIEL et al., 2005; KEKARAINEN et al., 2006;

SOARES et al, 2010a,b), cães e gatos (OKAMOTO et al., 2002), além de primatas

não-humanos (LEARY et al., 1999; ABE et al., 2000) e em um mamífero chamado

Tupaia belangeri chinensis (OKAMOTO et al., 2001). Sabe-se que o DNA em

tecidos de suínos já foi isolado em material proveniente de sistemas reprodutores

de machos e fêmeas (RITTERBUSCH, 2009), no entanto esses estudos ainda

são escassos.

21

2.5 Diagnóstico

O TTV pode ser detectado por meio de ensaios moleculares que

possuem características de sensibilidade e rapidez como, por exemplo, a reação

em cadeia de polimerase (PCR) (GRIFFIN et al., 2008).

O desenho de oligonucleotídeos para detecção de TTV muitas vezes

está voltado para a amplificação de sequências de uma região codificante, com

sucesso para detectar TTV do grupo 1, ao passo que para detectar TTV de todos

os grupos conhecidos normalmente têm sido utilizados iniciadores baseados em

uma região não codificante (OKAMOTO et al., 1998; OKAMOTO 2000b). Além

disso, regiões conservadas do genoma viral podem constituir alvos capazes de

permitir a detecção de um número maior de amostras de TTV, mesmo de

genogrupos não conhecidos (DEVALLE & NIEL 2004).

O uso da PCR é de grande importância na detecção viral (VAIDYA et

al., 2002). Essa metodologia ainda tem o benefício adicional da determinação de

sequências específicas do material genético detectado, auxiliando na

caracterização dos agentes encontrados por filogenia molecular. A principal

desvantagem é que a PCR ou outros métodos de detecção molecular não

permitem distinguir partículas virais viáveis de partículas não infecciosas na

amostra em teste, o que só é possível complementando os ensaios com cultivos

celulares (TAVARES et al., 2005).

2.6 TTV como marcador de potabilidade e qualidade da água

No sistema atual de monitoramento da qualidade da água, a

Escherichia coli, bem como os demais microrganismos pertencentes ao grupo dos

coliformes termotolerantes são as bactérias marcadoras da poluição fecal em

águas e esgoto (Resolução CONSEMA nº 128/2006). No entanto, tal indicador

tem se mostrado insuficiente, pois esses microrganismos podem não atestar o

real risco virológico ambiental. Muitas doenças de origem viral podem ser

provenientes de águas nas quais a ausência de bactérias tenha sido detectada e

de se observar que após o tratamento da água ainda se existe a presença do TTV

22

e de outros vírus (GRIFFIN et al., 2008).

Os vírus não envelopados são geralmente mais resistentes às

intempéries ambientais, aos métodos químicos e físicos utilizados no tratamento

de água e esgoto. Assim, os vírus apresentam vantagens quando comparados às

bactérias, se utilizados como marcadores de eficiência do processo de

descontaminação da água (JIANG et al., 2007).

O TTV, assim como outros vírus entéricos, pode estar presente em

esgotos e contaminarem ambientes aquáticos que poderiam ser fontes de água

potável futura. TEIXEIRA & LEAL (2002) relataram a contaminação viral por TTV

de águas subterrâneas e poços.

O TTV tem sido considerado como um possível agente biológico

marcador no estudo de contaminação fecal de águas, tal como ocorre com outros

microrganismos dotados de disseminação hídrica (FONG & LIPP, 2005).

A presença de TTV é relatada em diversos estudos realizados com

amostras de águas, antes e após tratamento (GRIFFIN et al., 2008).

Estudo semelhante foi realizado por VAIDYA et al. (2002), na Índia, no

qual observaram a presença de 14,5% e 2% de amostras positivas para o TTV,

respectivamente antes e após tratamento, o que significa prevalência muito mais

baixa, quando comparados aos dados japoneses (HARAMOTO et al., 2005a).

Em análise realizada no Japão, o TTV foi detectado em 97% das

amostras de esgoto, sendo 18% antes da cloração e 24% após a cloração, o que

indica que o vírus esteve amplamente disseminado na população japonesa

durante um ano de estudo (HARAMOTO et al., 2005).

Em estudo conduzido na cidade de Manaus por DINIZ-MENDEZ et al.

(2008) testando amostras de água colhidas em cursos d’água que atravessam a

cidade observou-se presença de TTV em 92% das amostras de água analisadas

e processadas por PCR em tempo real. Na mesma pesquisa também foram

analisadas as amostras seguindo a metodologia por PCR convencional, na qual o

resultado positivo para o TTV foi de 36,5%.

DALLA VECCHIA & SPILKI (2009), avaliando amostras de diferentes

procedências, como água de rio, de estações de tratamento, água mineral e

efluentes de origem pecuária, através da técnica de PCR detectaram a presença

de TTV em aproximadamente 10,7% (3/28) das amostras analisadas. Os autores

23

afirmam que, de acordo com seus dados, a ocorrência do TTV é apenas

esporádica em água considerada contaminada, na região e que mais amostras

devem ser analisadas para que haja a certificação de tais resultados.

24

3.0 CONSIDERAÇÃOES FINAIS

Novos estudos devem ser realizados com o propósito de investigar o

comportamento e o papel do TTV na natureza. Além disso é importante buscar

métodos e protocolos que passem a fazer parte das rotinas dos sistemas de

monitoramento de águas e esgoto, que sejam efetivos e ajam de forma

complementar à análise de contaminação fecal da água, bem como à análise do

impacto causado ao ambiente relacionado à ocupação humana.

É necessário que sejam realizados novos estudos que envolvam a

pesquisa do TTV, associada ou não à detecção de outros agentes virais,

buscando relacionar a possibilidade de este vírus estar relacionado ao

desenvolvimento de patologias em humanos e animais.

Até o momento não há evidências do desenvolvimento de doenças

diretamente associadas à presença deste vírus, assim como não há

manifestações clínicas exclusivas do TTV. Portanto, é necessária a realização de

estudos complementares que levem à compreensão da biologia e especialmente

das estratégias de disseminação deste agente em populações humanas e

animais.

25

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

1. ABE, K.; INAMI, T.; ASANO, K.; MIYOSHI, C.; MASAKI, N.; HAYASHI, S.;

ISHIKAWA, K.; TAKEBE, Y.; WIN, KM.; EL-ZAYADI, A.R.; HAN, K.H.; ZHANG, D.Y. TT virus infection is widespread in the general populations from different geographic regions. Journal of Clinical Microbiology, Washington, v. 37, p. 2703-2705, out. 1999.

2. ABE, K.; INAMI, T.; ISHIKAWA, K.; NAKAMURA, S.; GOTO, S. TT Virus

Infection in Nonhuman Primates and Characterization of the Viral Genome: Identification of Simian TT Virus Isolates. Journal of Virology, Washington, v. 74, n. 3, p. 1549–1553, nov. 2000.

3. ABRAHAM, P. TT viruses: how much do we know? Indian Journal

Medical Research, Calcuttá, v.122, n.1, p. 7-10, fev 2005.

4. ÀLVAREZ-LAFUENTE, R.; FERNANDEZ-GUTIÉRREZ, B.; MIGUEL, S.; JOVER, J.A. ROLLIN, R.; LOZA, E. Potential relationship between herpes viruses and rheumatoid arthritis:analysis with quantitative real time polymerase chain reaction. Annals of Rheumatic Disease, London, v.64, n. 9, p. 1357-1359, set. 2005.

5. AMARANTE, M.F.C.; KASHIMA, S.; COVAS, D.T. TT vírus (TTV)

genotyping in blood donors and multiple transfused patients in Brazil. Virus Genes, Norwell, v.35, n.3, p. 503-509, mar. 2007.

6. AL-MOSLIH, M. I.; PERKINS, H.; HU, Y. W. Genetic relationship of Torque

teno virus (TTV) between humans and camels in United Arab Emirates (UAE). Journal Medical Virology, London, v.79, p.188-91, ago. 2007.

7. AZZI, A.; DE SANTIS, R.; MORFINI, M.; ZAKRZEWSKA, K.; MUSSO, R.;

SANTAGOSTINO, E.; CASTAMAN, G. TT virus contaminates firstgeneration recombinant factor VIII concentrates. Blood, New York, v. 98, p. 2571– 2573, jul. 2001.

8. AZZI, A.; MAGGI, F.; ZAKRZEWSKA, K.; MENCONI, M. C.; DI PIETRO, N.;

SALOTTI, V.; FARINA, C.; ANDREOLI, E.; FIORENTINO, B.; ANGELINI, C.; CORCIOLI, F.; BENDINELLI, M. Different behavior of erythrovirus B19 and torque teno virus in response to a single step of albumin purification. Transfusion, Paris, v. 46, n.7, p.1162–1167, jul. 2006.

9. BARNETT, O. E.; WOROBEY, M.; HOMES, E. C.; COOPER, A. Detection

of TT virus among chimpanzees in the wild using a noninvasive technique. Journal of Wildlife Disease, Atlanta, v.40, p. 230-237, set. 2004.

10. BASSIT, L.; TAKEI, K.; HOSHINO, S.S.; NISHIY, A.S.; SABINO, E.C.;

BASSITT, R.P.; FOCACCIA, R.; D’AMICO, E. CHAMONE, D.F.; RIBEIRO-

26

DOS-SANTOS, G. New prevalence estimate of TT virus (TTV) infection in lowand high-risk population from São Paulo, Brazil. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, São Paulo, v.44, p. 233-234, mar. 2002.

11. BENDINELLI, M.; PISTELLO, M.; MAGGI, F.; FORNAI, C.; FREER, G.;

VATTERONI, M. L. Molecular properties, biology, and clinical implications of TT virus a recently identified widespread infectious agent of humans. Clinical Microbiology Revew, Washington, v. 14, n. 1, p. 98-113, jun. 2001.

12. BERNS, K. I. Parvoviridae: the virus and their replication. In: FIELDS, B. N.

et al. Fields virology. 5 ed. Philadelphia: Lippincott-Williams & Wilkins, 2007. p. 2438-2477.

13. BIAGINI, P. Presence of TT virus em French blood donors and intravenous

drug users. Journal of Hepatology, Oxfordshire, v. 29, p.684-5, set. 1998.

14. BIGARRÉ, L.; BEVEN, V.; BOISSÉSON, C.; GRASLAND, B.; ROSE, N.; BIAGINI, O.; JESTIN, A. Pig anelloviruses are highly prevalent in swine herds in France. Journal General Virology, Spencer, v. 86, p. 631-635, nov. 2005.

15. BRASSARD, J.; GAGNE, M.J.; LAMOUREUX, L.; INGLIS, G.D.; LEBLANC,

D.; HOUDE, A. Molecular detection of bovine and porcine Torque Teno Vírus in plasma and feces. Veterinary Microbiology, Amsterdam, v. 126, p. 271-276, ago. 2008.

16. CARSTENS, E.B. Ratification vote on taxonomic proposals to the

International Committee on Taxonomy of Viruses (2009). Archives of Virology, New York, v. 15, n.1, p. 155:133–146, set. 2010.

17. CATROXO, M. H. B; NISHIYA, A; SABINO, E; TEIXEIRA, P. S;

PETRELLA, S; MILANELO, L; VIEIRA, J. C. F; DIAZ, R. S. Torque teno virus (TTV) is prevalent in Brazilian non-human primates and chickens (Gallus gallus domesticus). International Journal of Morphology, 26(2):363-372, Jun. 2008.

18. CHEN, B.P.; RUMI, M.G.; COLOMBO, M.; LIN, Y.H.; RAMASWAMY, L.;

LUNA, J.; LIU, J.K., PRATI, D.; MANNUCCI, P.M. TT virus is present in a high frequency of Italian hemophilic patients trans- fused with plasma-derived clotting factor concentrates. Blood, New York, v.94, p.4333-6, mar.1999.

19. CHRISTENSEN, J.K; EUGEN-OSLEN, J.; SORENSEN, M.; ULLUM, H.;

GJEDDE, S.B.; PETERSEN, B.K. Prevalence and Prognostic significance of infection with TT virus in patients infected with human immunodeficiency virus. Journal of Infectious Disease, Chicago, v. 181, n.5, p. 1796-199, fev. 2000.

27

20. COSTA, M.R. Frequência da infecção pelo Torque teno Vírus (TTV),

Gênero Anellovirus, e sua diversidade genética em pacientes com lúpus eritematoso sistêmico. 2009. 76f. Dissertação (Mestrado em Saúde e Desenvolvimento) Universidade Federal do Mato Grosso do Sul, Campo Grande.

21. DALLA VECCHIA, A.; SPILKI, F.R. Torque teno Vírus e poluição fecal. Revista de Patologia Tropical, Goiânia, v. 38, n. 3, p. 145-154. jul./set. 2009.

22. DEODHARE, S. G. Viral hepatitis: recent progress. TT Virus (TTV).

Patho articles. Disponível em: http://www.pathoindia.com/ update2.html (2000). Acesso em: 19 out. 2010.

23. DEVALLE, S.; NIEL, C. Multiplex PCR assay able to simultaneously detect

Torque teno virus isolates from phylogenetic groups 1 to 5. Brazilian Journal of Medical Biology Research, Ribeirão Preto, 38: 853-860, mar. 2005.

24. DINIZ-MENDES, L.; DEVALE, S.; NIEL, C. Genomic characterization of a

Brazilian TT virus isolate closely related to SEN Virus- F. Memórias do instituto Oswaldo Cruz., Rio de Janeiro, v. 99, p. 301-6, 2004.

25. ELLIS, J.; ALLAN, G.; KRAKOWKA, S. Effect of coinfection with genogroup

1 porcine Torque teno virus on porcine circovirus type 2-associated postweaning wasting syndrome in gnotobiotic pigs. American Journal of Veterinary Research, Chicago, v. 69, p. 1608–1614, 2008.

26. ERKER, J. C.; LEARY, T. P.; DESAI, S. M.; CHALMERS, M. L.;

MUSHAHWAR, I. K. Analyses of TT virus full-length genomic sequences. Journal of General Virology, London, v. 80, p.1743–1750, fev.1999.

27. FONG, T.T.; LIPP, E.K. Enteric Viruses of Humans and Animals in Aquatic

Environments: Health Risks, Detection, and Potential Water Quality Assessment Tools. Microbiology and Molecular Biology Reviews, Washington, v. 69, p. 357-371, 2005.

28. GALIAN, P.; BERLAND, Y.; OLMER, M.; RACCAH, D.;MICCO,

P.;BIAGINI, P.; SIMON, S.; BOUCHOUAREB, D.; MOUREY, C.; ROUBICEK, C.; TOUINSSI, M.H.; CANTALOUBE, J.F.; DUSSOL, B.; LAMBALLERIE, X. TT Virus Infection in French Hemodialysis Patients: Study of Prevalence and Risk Factors. Journal Of Clinical Microbiology, Washington, v.37, n.8, p. 2538–2542, ago. 1999.

29. GERGELY JR, P.; PULLMANN, R.; STANCATO, C.; OTVOS, L.; KONCZ,

A.; BLAZSEK, A. Increased prevalence of transfusion-transmited virus and cross-reactivity with immunodominant epitopes of the HRES-1/p28

28

endogenous retroviral autoantogen in patients with systemic lupus erythematosus. Clinical Immunology, Orlando, v. 116, n.2, p.124-134, ago. 2005a.

30. GERGELY JR, P.; BLAZSEK, A.; DNKÓ, K.; POYI, A.; POOR, G. Detection

of TT virus in patients with idiopathic inflammatory myopathies. Annals of New York Academy of Science, New York, v. 1050, p. 304-313, nov. 2005b.

31. GERGELY JR, P.; PEARL, A.; POOR, G. Possible pathogenic nature of the

recently discovered TT virus: does it play a role in autoimmune rheumatic disease? Autoimmunity Reviews, London, v.6, n.1, p. 5-9, fev. 2006.

32. GERNER, P.; OETTINGER, R.; GERNER, W.; FALBREDE, J.; WIRTH, S.

Mother to infant transmission of TT virus: prevalence, extent and mechanism of vertical transmission. Pediatric Infectious Disease Journal, Ancara, v. 19, n.11, p. 1074-1077, set. 2000.

33. GOTO, K.; SUGIYAMA, K.; ANDO, T.; MIZUTANI, F.; TERABE, K.;

TANAKA, K.; NISHIYAMA, M.; WADA, Y. Detection rates of TT virus DNA in serum of umbilical cord blood, breast milk and saliva. Tohoku Journal of Experimental Medicine, Tokyo, v.191, n.4, p. 203-207, mar. 2000.

34. GRIFFIN, J.S.; PLUMMER, J.D.; LONG, S.C. Torque teno virus: an

improved indicator for viral pathogens in drinking waters. Journal of Virology, Washington, v.5: 112, nov. 2008.

35. HAFEZ, M.M.; SHAARAWY, S.M.; HASSAN, A.A.; SALIM, R.F.; SALAM,

F.M.A.E.; ALI, A.E. Prevalence of transfusion transmitted virus (TTV) genotypes among HCC patients in Qaluobia governorate. Virology Journal, London, v.4, n.135, p.1-6, dez. 2007.

36. HAFNER, G. J.; STAFFORD, M. R.; WOLTER, L. C.; HARDING, R. M.;

DALE, J. L. Nicking and joining activity of banana bunchy top virus replication protein in vitro. Journal of General Virology, London, v. 78, p. 1795–1799, set. 1997.

37. HALLET, R.L.; CLEWLEY, J.P.; BOBET, F.; MCKIERNAN, P.J.; TEO, C.G.

Characterization of a highly divergent TT virus genome. Journal of General Virology, London, v.81, n.9, p. 2273-2279, 2000.

38. HARAMOTO, E.; KATAYAMA, H.; OGUMA, K.; YAMASHITA, H.;

NAKAJIMA, E.; OHGAKI, S. One-year monthly monitoring of Torque teno virus (TTV) in wastewater treatment plants in Japan. Water Research, New York, v. 39, p. 2008-2013, mar.2005a.

39. HIJIKATA, M.; TAKAHASHI, K.; MISHIRO, S. Complete circular DNA

genome of a TT virus variant (isolate name SANBAN) and 44 partial ORF2

29

sequences implicating a great degree of diversity beyond genotypes. Virology, New York, v. 260, p. 17-22, 1999.

40. HSIEH, S.Y.; WU, Y.H. HO, Y.P.; TSAO, K.C.; CHAU, T.Y.; LIAW, Y.F.

High Prevalence of TT Virus Infection in Healthy Children and Adults and in Patients with Liver Disease in Taiwan. Journal of Clinical Microbiology, Washington, v.37, n.6, p. 1829–1831, Jun. 1999.

41. INAMI, T.; OBARA, T.; MORIYAMA, M.; ARAKAWA, Y.; ABE, K. Fulllenght

nucleotide sequence of a simian TT virus isolate obtained from a chimpanzee: evidence for a new TT viruslike species. Virology, New York, v. 277, p.:330-335, fev. 2000.

42. IRSHAD, M.; JOSHI, Y.K.; SHARMA, Y.; DHAR, I. Transfusion transmitted

virus: a review on its molecular characteristics and role in medicine. World Journal of gastroenterology, Tokyo, v.12, n.32, p.5122-5134, dez.2006.

43. ITOH, J.; TAKAHASHI, M.; FUKUDA, M.; SHIBAYAMA, T.; ISHIKAWA, T.;

TSUDA, F.; TANAKA, T.; NISHIZAWA, T.; OKAMOT, H. Visualization of TT virus particles recovered from the sera and feces of infected humans. Biochemical and Biophysical Research Communication, Orlando,v.279, p.718-24, nov. 2000.

44. JELCIC, I.; HOTZ-WAGENBLATT, A.; HUNZIKER, A.; ZUR HAUSEN, H.;

DE VILLIERS, E.M. Isolation of multiple TT virus genogroups from spleen biopsy tissue from a Hodgkin’s disease patient: genome reorganization and diversity in the hypervariable region. Journal of Virology, Washington, v. 78, p. 7498–7507, jun. 2004.

45. JIANG, S.C.; CHU, W.; HE, J.W. Seasonal Detection of Human Viruses and

coliphage in Newport Bay, California. Applied and Environmental Microbiology, Washington, v. 73, p. 6468-6474, jan. 2007.

46. JONES, M.S.; KAPOOR, A.; LUKASHOV, V.V.; SIMMONDS, P.; HECHT,

F.; DELWART, E. New DNA viruses identified in patients with acute viral infection syndrome. Journal of Virology, Washington, v.79, n.13, p.8230-8236, abr. 2005.

47. KEKARAINEN, T.; SIBILA, M.; SEGALÉS, J. Prevalence of swine Torque

teno virus in postweaning multisystemic wasting syndrome (PMWS)-affected and non-PMWS-affected pigs in Spain. Journal of General Virology, London, v. 87, p. 833– 837, jun. 2006.

48. KEKARAINEN, T.; LOPEZ-SORIA, S.; SEGALÉS, J. Detection of swine

Torque teno virus genogroups 1 and 2 in boar sera and semen. Theriogenology, Stonehan, v. 68, p. 966–71, set. 2007.

30

49. KEKARAINEN, T.; SEGALÉS, J. Torque teno virus (TTV) infection in sows andsuckling piglets. Veterinary Microbiology, Amsterdam, v. 137, p. 354–358, fev. 2009a.

50. KEKARAINEN, T.; MARTÍNEZ-GUINÓ, L.; SEGALÉS, J. Swine torque teno

virus detection in pig commercial vaccines, enzymes for laboratory use and human drugs containing components of porcine origin. Journal of General Virology, London, v. 90, p. 648–653, jul. 2009b.

51. KREKULOVA, L.; REHAK, V.; KILLORAM, P.; MADRIGAL, N.; RILEY, L.W.

Genotipic distribution of TT vírus (TTV) in Czech population: evidence for sexual transmission of the virus. Journal of Clinical Virology, Amsterdam, v. 23, n.1-2, p.31-41, abr. 2001.

52. LEARY, T. P.; ERKER, J. C.; CHALMERS, M. L.; DESAI, S. M.;

MUSHAHWAR, I. K. Improved detection systems for TT virus reveal high prevalence in humans, non-humans primates and farm animals. Journal of General Virology, London, v. 80, p. 2115-20, ago.1999.

53. MACDONALD, D.M.; SCOTT, G.R.; CLUTTERBUCK, D.. SIMMONDS, P.

Infrequent Detection of TT Virus Infection in Intravenous Drug Users, Prostitutes, and Homosexual Men. The Journal of Infectious Diseases, Chicago, v. 179, p. 686–589, mar. 1999.

54. MAGGI, F.; FORNAI, C.; MORRICA, A.; CASULA, F.; VATTERONI, M.L.;

MARCHI, S. High prevalence of TT virus viremia in italians patients, regardless of age, clinical diagnosis, and previous interferon treatment. Journal of Infectious Disease, Chicago, v.180, n.3, p. 838-842, jun. 1999.

55. MAGGI, F.; FORNAI, C.; ZACCARO, L.; MORRICA, A.; VATTERONI, M.L.;

ISOLA, P. TT virus (TTV) loads associated with different peripheral blood cell types and evidence for TTV replication in activated mononuclear cells. Journal of medical Virology, New York, v. 64, n. 2, p. 190-194, out. 2001.

56. MAGGI, F.; PIFFERI, M.; FORNAI, C.; ANDREOLI, E.; TEMPESTINI, E.

VATTERONI, M. TT virus in the nasal secretions of children with acute respiratory diseases: relations with viremia and disease severity. Journal of Virology, Washington, v. 77, n. 4, p. 2418-2425, dez.2003.

57. MAGGI, F.; ANDREOLI, E.; RIENTE, L.; MESCHI, S.; ROCCHI, J.; SEDIE,

D.A.; VATTERONI, M.L.; CECCHERINI-NELLI, L.; SPECTER, S.; BENDINELLI, M. Torquetenovirus in patients with arthritis. Rheumatology, Oxford, v. 46, p. 885-886, ago. 2007.

58. MARTELLI, F.; CAPRIOLI, A.; DI BARTOLO, I.; CIBIN, V.; PEZZOTTI, G.

RUGGERI, F. M.; OSTANELLO, F. Detection of swine Torque teno virus in Italian pig herds. Journal of Veterinary Medical, Washington, v.53, p. 234-238, mar. 2006.

31

59. MARTINÉZ-GUINÓ, L., KEKARAINEN, T., SEGALÉS, J. Evidence of Torque teno virus (TTV) vertical transmission in swine. Theriogenology. v. 71, p. 1390–1395, 2009.

60. MARTINEZ, L.; KEKARAINEN, T.; SIBILA, M. RUIZ-FONS, F.; VIDAL, D.;

GORTÁZAR, C.; SEGALÉS, J. Torque teno virus (TTV) is highly prevalent in the European wild boar (Sus scrofa). Veterinary microbiology, v. 118, n. 3-4, p. 223-229, dez. 2006.

61. MCKEOWN, N.E.; FENAUX, M.; HALBUR, P.G.; MENG, X.J. Molecular

characterization of porcine TT virus, an orphan virus, in pigs from six different countries. Veterinary Microbiology, Amsterdam, v. 104, p. 113-117, set. 2004.

62. MIYATA, H.; TSUNODA, H.; KAZI, A.; YAMADA, A.; KHAN, M. A.;

MURAKAMI, J.; KAMAHORA, T.; SHIRAKI, K.; HINO, S. Identification of a novel GC-rich 113-nucleotide region to complete the circular, single-stranded DNA genome of TT virus, the first human circovirus. Journal of Virology, v. 73, p. 3582-3586, ago. 1999.

63. MORRICA, A.; MAGGI, F,; VETTERONI, M.L.; FORNAI, C.; PISTELLO, M.;

CICCOROSSI, P. TT virus: evidence for transplacental transmission. Journal of Infect Disease, Chicago, v. 181, n.2, p. 803-804, abr. 2000.

64. MUSHAHWAR, I. K.; ERKER, J.C.; MUERHOFF, A.S.; LEARY, T.P.; SIMONS, J.N.; BIRKENMEYER, L.G.; CHALMERS, M.L.; PILOT-MATIAS, T.J.; DEXAI, S.M. Molecular and biophysical characterization of TT virus: evidence for a new virus family infecting humans. Proceedings of National Academy of Science of United States of America, Washington, v. 96, p. 3177-3182, mar. 1999.

65. NASSER, T.F. Detecção do Torque teno Vírus em pacientes infectados

e em indivíduos expostos ao HIV na região norte do Paraná. 2007. 78f. Dissertação (Mestrado em Patologia Experimental), Universidade Estadual de Londrina, Londrina.

66. NIEL, C.; OLIVEIRA, J.M.; ROSS, R.S.; GOMES, S.A.; ROGGENDORF,

M.; VIAZOV, S. High prevalence of TT virus infection in brazilian blood donors. Journal of Medical Virology, New York, v.57, n.3, p. 259-263, jun. 1999.

67. NIEL, C.; DINIZ-MENDES, L.; DEVALLE, S. Rolling-circle amplification of

Torque teno virus (TTV) complete genomes from human and swine sera and identification of a novel swine TTV genogroup. Journal of General Virology, London, v. 86, p.1343-7, abr.2005.

68. NISHIZAWA, T.; OKAMOTO, H.; KONISHI, K.; YOSHIZAWA, H.;

MIYAKAWA, Y.; MAYUMI, M. A novel DNA virus (TTV) associated with

32

elevated transaminase levels in posttransfusion hepatitis of unknown etiology. Biochemical and Biophysical Research Communication, Orlando, v.241, p.92-97, jan.1997.

69. OKAMOTO, H.; NISHIZAWA, T.; KATO, N.; UKITA, M.; IKEDA, H.; IIZUKA,

H.; MIYAKAWA, Y.; MAYUMI, M. Molecular cloning and characterization of a novel DNA virus (TTV) associated with post-transfusion hepatitis of unknown etiology. Hepatology Research, Tokyo, v. 10, n.1, p. 1-16, fev. 1998.

70. OKAMOTO, H.; TAKAHASHI, M.; NISHIZAWA, T.; UKITA, M.; FUKUDA,

M.; MIYAKAWA, Y.; MAYUMI, M. Marked genomic heterogeneity and frequent mixed infection of TT virus demonstrated by PCR with primers from coding and noncoding regions. Virology, New York, v. 259, n. 2, p. 428-436, dez. 1999.

71. OKAMOTO, H.; FUKUDA, M; TAWARA, A.; NISHIZAWA, T.; ITOH, Y.;

AYASAKA, I.; TSUDA, F.; TANAKA, T.; MIYAKAWA, Y.; MAYUMI, M. Species-specific TT virus and cross-species infection in nonhuman primates. Journal of Virology, Washington, v. 74, n. 3, p.1132-1139, out. 2000a.

72. OKAMOTO, H.; NISHIZAWA, T.; TAWARA, A.; PENG, Y.; TAKAHASHI,

M.; KISHIMOTO, J.; TANAKA, T.; MIYAKAWA, Y.; MAYUMI, M. Species-specific TT viruses in humans and nonhuman primates and their phylogenetic relatedness. Virology, New York, v. 277, n. 2, p. 368-378, fev. 2000b.

73. OKAMOTO, H.; NISHIZAWA, T.; TAKAHASHI, M.; TAWARA, A.; PENG,

Y.; KISHIMOTO, J.; WANG, Y. Genomic and evolutionary characterization of TT virus (TTV) in Tupaias and comparison with species-specific TTVs in humans and nonhuman primates. Journal of General Virology, London, v.82, p. 2041-2050, jan. 2001.

74. OKAMOTO, H.; TAKAHASHI, M.; NISHIZAWA, T.; TAWARA, A.; FUKAI,

K.; MURAMATSU, U.; NAITO, Y.; YOSHIKAWA, A. Genomic characterization of TT viruses (TTVs) in pigs, cats and dogs and their relatedness with species-specific TTVs in primates and tupaias. Journal of General Virology, London, v. 83, p.1291-1297, nov. 2002.

75. OSIOWY, C.; SAUDER, C. Detection of TT virus in human hair and skin.

Hepatolology Research, Tokyo, v.16, p.155-162, nov. 2000.

76. PENG, Y. H.; NISHIZAWA, T.; TAKAHASHI, M.; ISHIKAWA, T.; YOSHIKAWA, A.; OKAMOTO, H. Analysis fo the entire genomes of thirteen TT virus variants classifiable into the fourth and fifth genetic groups, isolated from viremic infants. Archives of Virology, New York, v.147, p.21-41, fev. 2002.

33

77. PINTO, W.V.M.; ASSIS, M.F.L.; LEMOS, J.A.R. Prevalência do TTV em doadores de sangue, na região metropolitana de Belém-Pará. Caderno de Saúde Coletiva, Rio de Janeiro, v. 15, n. 3, p. 349 - 356, mai. 2007.

78. PRESCOTT, L.E. ; MACDONALD, D.M.; DAVIDSON, F.; MOKILI, J.;

PRITCHARD, D.I.; ARNOT, D.E. Sequence diversity of TT virus in geographically dispersed human populations. Journal of General Virology, London, v. 80, n.7, p. 1751-1758, jul. 1999.

79. PRESCOTT, L.E.; SIMMONDS, P. Serological genotyping using synthetic

peptides derived from the NS4 region. In: LAU, JOHNSON YIU-NAM. Hepatitis C protocols: methods in molecular medicine. 1. ed. Totowa: Humana Press, 1998, cap.17, p. 199-205.

80. Resolução CONSEMA nº 128/2006. Estado do Rio Grande do Sul –

Secretaria do Meio Ambiente, Conselho Estadual do Meio Ambiente – CONSEMA. Disponível em http://www.mp.rs.gov.br/ambiente/legislacao/ id4890.htm. Acesso em 15 out. 2010.

81. RITTERBUSCH, G.A. Estudo da patogenicidade e investigação de

coinfecção por Circovirus suíno e Torque teno vírus suíno em material proveniente de porcas com patologias reprodutivas. 2009. 76f. Dissertação (Mestrado em Ciência Animal) - Faculdade de Medicina Veterinária, Universidade do Estado de Santa Catarina, Florianópolis.

82. ROMEO, R.; HEGERICH, P.; EMERSON, S. U.; COLOMBO, M.;

PURCELL, R. H.; BUKH, J. High prevalence of TT virus (TTV) in naive chimpanzees and in hepatitis C virus-infected humans: frequent mixed infections and identification of new TTV genotypes in chimpanzees. Journal of General Virology, London, v. 1, p. 1001-7, fev.2000.

83. SABACK, F. L.; GOMES, S. A. S.; PAULA, V. S.; DA SILVA, R. R. S.;

LEWIS-XIMENEZ, L. L.; NIEL, C. Age specific prevalence and transmission of TT virus. Journal of Medical Virology, New York, v. 59, p. 318-22, dez.1999.

84. SALÁKOVÁ, M.; NЕMEČEK, V.; KÖNIG, J.; TACHEZY, R. Age-specific

prevalence, transmission and phylogeny of TT virus in the Czech Republic. BMC Infectious Diseases, London, v.4, n.56, p.1-9. 2004. Disponível em: http://www.biomedcentral.com/1471-2334/4/56. Acesso em: 20 set. 2010.

85. SEEMAYER, C.A.; VIZOV, S.; BRUHLMANN, P.; MICHEL, B.A.; GAY,

R.E.; ROGGENDORF, M. Prevalence of TTV DNA and GBV-C RNA in patients with systemic sclerosis, rheumatoid arthritis, and osteoarthritis does not differ from that healthy blood donors. Annals of the Rheumatic Disease, London, v.60, n.8, p. 806-809, mai. 2001.

86. SIBILA, M.; MARTÍNEZ-GUINÓ, L.; HUERTA, E.; MORA, M.; GRAU-

ROMA, L.; KEKARAINEN, T.; SEGALÉS, J. Torque teno virus (TTV)

34

infection in sows and suckling piglets. Veterinary Microbiology, Amsterdam, v. 137, p. 354–358, set. 2009.

87. SOARES, P.; SILVA, D.A.; SOUZA, K. M.; SALES, T. P.; CASTRO, M. C.;

GONÇALVES, P.C.; BRITO, W. M. E. D. PCV-2 and TTV-1/TTV-2 co-infection in pigs in State of Goias, Brazil In: Congresso Nacional de Virologia, 2010a, Gramado. Resumo.

88. SOARES, P.; RAMOS, T. S.; SILVA, D. A.; CASTRO, M. C.; GONÇALVES,

P. C.; ARAÚJO, E. G.; SOBESTIANSKY, J.; BRITO, W. M. E. D. Molecular detection of torque teno virus (TTV-1 AND TTV-2) DNA in pig’s serum in Goiás, Brazil. In: Congresso Nacional de Virologia, 2010b, Gramado. Resumo.

89. SOBESTIANSKY, J. Circovirose suína e circovirus suíno. Goiânia:

Gráfica Art 3, 2002. p. 34-43. 90. TAIRA, O.; OGAWA, H.; NAGAO, A.; TUCHIYA, K.; NUNOYA, T.; UEDA,

S. Prevalence of swine Torque teno virus genogroups 1 and 2 in Japanese swine with suspected post-weaning multisystemic wasting syndrome and porcine respiratory disease complex. Veterinary Microbiology, Amsterdam, v.139; n. 3-4, p. 347-350, nov. 2009.

91. TAKAHASHI, K.; HOSHINO, H.; OHTA, Y.; YOSHIDA, N.; MISHIRO, S.

Very high prevalence of TT virus (TTV) infection in general population of Japan revealed by a new set of PCR primers. Hepatology Research, Tokyo, v.12, p. 233-239, mar. 1998.

92. TAKAHASHI, K.; HIJIKATA, M.; SAMOKHAVALOV, E.L.; MISHIRO, S. Full

or near full length nucleotide sequences of TT virus variants (Types SANBAN and YONBAN) and the TT virus-like mini virus. Intervirology, Basel, v.43, n.2, p.119-123, abr.2000a.

93. TAKAHASHI, K.; IWASA, Y. HIJIKATA, M. MISHIRO, S. Identification of a

new human DNA virus (TTV-like mini virus, TLMV) intermediately related to TT virus and chicken anemia virus. Archives of Virology, New York, v. 145, n.5, p. 979-993, ago. 2000b.

94. TAKAHASHI, K.; ASABE, S.; GOTANDA, Y.; KISHIMOTO, J.; TSUDA, F.;

OKAMOTO, H. TT virus is distributed in various leukocyte subpopulations at distinct levels, with the highest viral load in granulocytes. Biochemical and Biophysical Research Communication, Orlando, v. 290, n.1, p. 242-248, fev. 2002.

95. TAVARES, T.M.; CARDOSO, D.D.P.; BRITO, W.M.E.D. Vírus entéricos

veiculados por água: aspectos microbiológicos e de controle de qualidade da água. Revista de Patologia Tropical, Goiânia, v.34, p. 85-104, out. 2005.

35

96. TAWARA, A.; AKAHANE, Y.; TAKAHASHI, M.; NISHIZAWA, T.; ISHIKAWA, T.; OKAMOTO, H. Transmission of human TT virus of genotype 1a to chimpanzees with fecal supernatant or serum from patients with acute TTV infection. Biochemical and Biophysical Research Communication, Orlando,v. 278, n.2, p. 470-6, jun. 2000.

97. TEIXEIRA, J.C.; LEAL, F.C.T. Desafios no controle de doenças de

veiculação hídrica associadas ao tratamento e ao abastecimento de água para consumo humano. In: Simpósio ítalo brasileiro de engenharia sanitária e ambiental, 6., 2002, Vitoria, Resumo.

98. THOM, K.; MORRISON, C.; LEWIS, J. C. M.; SIMMONDS, P. Distribution

of TT virus (TTV), TTV-like minivirus, and related viruses in humans and nonhuman primates. Virology, New York, v. 306, p.324-33, mar.2003.

99. UEMURA, T.; YEL, A.E.; SOTTINI, A.; MORATTO, D.; TANAKA, Y.;

WANG, R.Y.; Sen virus infection and its relationship to transfusion-associated hepatitis. Hepatology, Orlando, v.33, n.5, p. 1303-1311, 2001.

100. VASCONCELOS, H.C.F.; MENEZES, M.E.; NIEL, C. TT Virus Infection in

Children and Adults who Visited a General Hospital in the South of Brazil for Routine Procedure. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, v. 96, n. 4, p. 519-522, mai. 2001.

101. VAIDYA, S.R.; CHITAMBAR, S.D.; ARANKALLE, V.A. Polymerase chain

reaction-based prevalence of hepatitis A, hepatitis E and TT viruses in sewage from an endemic area. Journal of Hepatology, Oxfordshire, v. 37, p. 131-136, fev. 2002.

102. WATANABE, M.A.E.; MIRANDA, H.C.; OLIVEIRA, K.B.; OLIVEIRA,

C.E.C.; TRISTÃO, F.S.M.; DUARTE, L.M.; SILVA, L.L.; CORTE, A.C.; GUARNIER, F.A.; KAMINAMI, M.S. Aspectos patológicos, imunológicos e propriedades moleculares do TT vírus. Jornal Brasileiro de Patologia Médica, Rio de Janeiro, v. 41, p. 223-228, jan. 2005.

103. YOKOYAMA, H.; YASSUDA, J.; OKAMOTO, H.; IWAKURA, Y.

Pathological changes of renal epithelial cells in mice transgenic for the TT virus ORF1 gene. Journal of General Virology, London, v.83, n. 1, p.141-50, abr. 2002.