MANUAL DE NORMAS E ROTINAS SCIH/HUJM

2008

ELABORAÇÃO: SERVIÇO DE CONTROLE DE INFECÇÃO HOSPITALAR

HOSPITAL UNIVERSITÁRIO JÚLIO MÜLLER

Composição do Serviço de Controle de Infecção Hospitalar Hospital Universitário Júlio Muller

Membros Efetivos Francisco Kennedy Scofoni Faleiros de Azevedo

Arlan de Azevedo Ferreira

Cyntia Martins Lima

Ana Bernadete A. Nascimento

Maria Enedina Facundo de Souza

Membros Consultores Ana Eliza Loyola Rodrigues Oliveira

Elisângela Zem

Francine Fonseca Simões

Gilselene Ferreira Jardini

Jair Gimenes Marra

Janete Silva Porto

Joceli F B A de Albuquerque Lins

José Antônio da Silva Carmo

Kátia Luzia Meira Sabóia Ribeiro

Luciano Correa Ribeiro

Maria Assunta Caruccio Campos

Maria Helena Damião

Silvana Salomão Cury

Stela Maris Silvestrin

Viviane Martins Santos

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ÍNDICE Isolamento e Precauções 06 Precaução Padrão 06 Precaução Respiratória por Aerossóis 07 Precaução Respiratória por Perdigotos 08 Precaução de Contato 08 Recomendações de Precaução para o Pessoal

Hospitalar 10

Infecção do Trato Unirnário 14 Bacteúria Assintomática 14 Cistite 14 Pielonefrite Aguda 15 Infecção em paciente com cateter urinário 16 Tratamento de Infecção do Trato Urinário 17 Candiúria 17 Infecção Primária de Corrente Sanguínea Relacionada

a Cateter 19

Introdução 19 Tipo de Cateteres 19 Taxa de ICSRC em UTI 19 Principais Patógenos 20 Patogenia 20 Métodos para Diagnóstico 20 Troca de Cateter 21 Acessos Centrais 21 Tabela de Infecção 21 Tratamento 21 Retirada do Cateter 24 Indicações de Método de Imagem em ICSRC 24 Duração da Terapêutica 24 Sensibilidade para Fungos 24 Mortalidade Geral por Agente 24 Fatores Associados ao Pior Prognóstico 25 Prevenção da ICSRC 25 Infecções Comunitárias – Protocolo 26 Rotina para Coleta de Espécimes para Exames

Microbiológicos 27

Hemocultura 27 Ponta de Cateter Intravascular 28 Coleta de Urina 28 Coleta de Secreção de Feridas 29 Dreno 30 Coleta de Escarro 31 Coleta de Secreção Traqueal 31 Lavado Brônquico 31 Coleta de Líquido Cefalorraquidiano 31 Coleta de Secreção Ocular 32 Coprocultura 32 Protocolo para a Realização de Curativos 33 Pele 33

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Feridas 33 Cicatrização 36 Curativos 39 Curativo Limpo 41 Curativo com Drenos 41 Curativo Contaminado 42 Curativo com Tecido Necrosado 42 Curativo de Úlcera de Pressão 42 Ácidos Graxos Essenciais 43 Hidrocolóide 43 Carvão Ativado e Prata 44 Alginato de Cálcio e Sódio 45 Papaína 46 Filme Transparente 46 Protocolo para Esterilização e Desinfecção de Artigos

Hospitalares 48

Processos de Desinfecção de Materiais 48 Limpeza 48 Álcool Etílico 70% 48 Glutaraldeído 49 Hipoclorito de Sódio 49 Ácido Peracético 0,2% 49 Quaternários de Amônia 50 Formaldeído Líquido 50 Esterilização 50 Vapor Saturado sob Pressão (Autoclaves) 50 Calor Seco (Estufas Elétricas) 50 Glutaraldeído a 2% 51 Óxido de Etileno 51 Esterilizadores por Peróxido de Hidrogênio

na Forma de Gás Plasma 51

Fluxograma do Processo de Artigos em Unidade de Saúde

51

Protocolo de Antibiótico Profilaxia Cirúrgica no HUJM 54 Protocolo para Prevenção das Infecções Hospitalares

Mais Frequentes 57

Infecção Hospitalar do Trato Urinário 57 Pneumonia Hospitalar 59 Infecção da Corrente Sanguínea 62 Infecção do Acesso Vascular 63 Infecção do Sítio Cirúrgico 67 Pneumonia nosocomial do Adulto 71

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ISOLAMENTO E PRECAUÇÕES INTRODUÇÃO

Um dos grandes riscos do hospital é a transmissão de bactérias e outros microorganismos entre pacientes colonizados/infectados para pacientes suscetíveis e para os profissionais de saúde.

O isolamento de pacientes com doenças infecto-contagiosas é já bastante antigo, (séc., XVIII). Os pacientes eram isolados em hospitais próprios (Ex. hospitais de doenças infecciosas, hospitais para tuberculose).

As recomendações relativas a isolamento e precauções são dinâmicas, uma vez que novas doenças e agentes infecciosos são continuamente descobertos. CONCEITOS FUNDAMENTAIS

A propagação de uma infecção requer três elementos: Fonte de microorganismos (agente infectante) Hospedeiro suscetível Meios de transmissão do microorganismo. Como não é possível, maioria das vezes, interferir nos dois primeiros fatores, cabe então atuar nos mecanismos de transmissão.

1. Fontes:* Pacientes, profissionais de saúde e, ocasionalmente, visitantes. Incluem pessoas com doença aguda, no período de incubação de uma doença, portadores crônicos de um agente infeccioso e pessoas colonizadas por um agente infeccioso, mas sem doença aparente.

2. Hospedeiros: A resistência a microorganismos patogênicos varia de pessoa

a pessoa. Fatores como: idade, doença de base, uso de antibióticos, corticosteróides e imunossupressores e procedimentos invasivos, entre outros, podem tornar os hospedeiros mais suscetíveis a infecções.

3. Transmissão:

3.1 Contato o Direto: superfície corporal (transferência física inter-humana) o Indireto: objetos contaminados (instrumentos, agulhas, curativos, luvas)

3.2 Gotículas (Perdigotos) Ocorre quando perdigotos contaminados são impelidos a uma distância de

até 1 metro através do ar e são depositados na conjuntiva, mucosa nasal, boca ou pele íntegra, produzindo colonização.

Os perdigotos são gerados através da fala, espirro, tosse e na realização de procedimentos como aspiração e broncoscopia.

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3.3 Aerossóis Ocorre pela disseminação de pequenas partículas (5 micra ou menos) que

contém um agente infeccioso e que ficam suspensas no ar, podendo ser amplamente dispersas por correntes aéreas e inaladas pelos indivíduos susceptíveis.

3.4 Veículo Comum Ocorre por itens contaminados: comida, água, medicamentos, aparelhos e

equipamentos.

3.5 VETOR Ocorre quando vetores como mosquitos, moscas, ratos ou outros insetos

transmitem microorganismos. DEFINIÇÕES ISOLAMENTO: Técnica utilizada para prevenir a transmissão de microorganismos a partir de pacientes infectados ou colonizados para outros pacientes, profissionais de saúde e visitantes. Os tipos de isolamento são baseados no conhecimento da forma de transmissão do microorganismo. PRECAUÇÕES: Aplicação de técnicas em qualquer paciente hospitalizado, independente do isolamento físico ou como complemento deste, visando especificamente bloquear a transmissão de microorganismos.

PRECAUÇÃO PADRÃO

É a mais importante e está designada para o cuidado de todos os pacientes. São planejadas para, qualquer que seja o diagnóstico do paciente, reduzir o risco de transmissão de microorganismos através do sangue e de outros fluídos corpóreos, secreções e excreções, exceto suor, independente de haver sangue visível ou não.

PARAMENTAÇÃO

LUVAS: todas às vezes que houver manipulação de sangue, fluídos corpóreos, secreções e excreções (exceto suor). Devem ser consideradas como barreira protetora auxiliar, não substituindo a necessidade da lavagem das mãos.

AVENTAL: quando possibilidade de contaminação através de respingo de

fluidos corpóreos. Deve ser preferencialmente impermeável.

MÁSCARA/ÓCULOS: para proteger mucosas em caso de respingo de fluidos corpóreos.

LAVAGEM DAS MÃOS: Obrigatório antes e após a manipulação de

pacientes e imediatamente após a retirada de luvas. Entre procedimentos no mesmo paciente quando houver risco de infecção cruzada de diferentes sítios

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anatômicos. Em locais em que o acesso a pias é limitado à lavagem pode ser substituída por fricção com álcool 70% glicerinado (2%) por 30 segundos. Em áreas/unidades com altas taxas de microorganismos resistentes a antibióticos (Gram negativos multiresistentes e enterococos resistentes à vancomicina) recomenda-se o uso de antissépticos (clorexidina).

OBJETIVOS: Impedir a contaminação de profissionais de saúde por patógenos (bactérias, vírus, fungos) que possam estar presentes em sangue, fluídos corpóreos e secreções, diminuindo assim o risco de infecção para estes profissionais e para os pacientes por eles assistidos. DURAÇÃO: Todo o período da hospitalização. OBSERVAÇÕES:

• São considerandos fluídos corpóreos – liquor, líquido pleural, líquido aminiótico, líquido sinovial, sêmen, secreção vaginal, etc.

• São consideradas secreções/excreções – urina, fezes pús, escarro, feridas exsudativas, secreções de dreno, etc.

PRECAUÇÃO RESPIRATÓRIA - POR AEROSSÓIS

Além das medidas de PRECAUÇÃO PADRÃO, recomenda-se:

QUARTO PRIVATIVO: Internação quarto privativo com pressão negativa em relação à área adjacente, manter portas fechadas. Filtragem de ar do quarto de alta eficiência – filtro HEPA (“high-efficiency particulate air”).

MÁSCARA: Com capacidade de filtragem e vedação lateral adequada (N95),

de uso obrigatório toda vez que entrar no quarto. Quando o paciente tiver que sair do quarto (para exames complementares, por exemplo) deverá usar máscara cirúrgica.

OBJETIVO: Impedir a propagação de doenças transmissíveis por secreções aerossolizadas (partículas < 5 µm). INDICAÇÕES:

Varicela (incluindo Herpes zoster disseminado) - manter o isolamento até todas as lesões estejam em fase de crosta.

Sarampo - durante toda a internação. Indivíduos susceptíveis a sarampo e varicela não devem entrar no quarto de pacientes com suspeita destas infecções. Indivíduos susceptíveis à varicela também apresentam risco de desenvolver varicela quando expostos a pacientes com lesões por H. zoster devendo evitar contato.

TBC pulmonar ou laríngea (confirmada ou suspeita) O isolamento pode ser suspenso quando o paciente estiver recebendo terapêutica adequada, com três (3) baciloscopias consecutivamente negativas, desde que coletadas em dias diferentes ou se a tuberculose for excluída do diagnóstico.

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PRECAUÇÃO RESPIRATÓRIA – PERDIGOTOS

Além das medidas de PRECAUÇÃO PADRÃO, recomenda-se:

QUARTO PRIVATIVO: Quando não houver disponibilidade, internar em mesmo quarto de paciente com infecção pelo mesmo microorganismo, observando distância mínima de um metro entre os pacientes. Não é necessária circulação de ar ou ventilação especial. Manter fechada a porta do quarto.

MÁSCARA: cirúrgica padrão Deve ser usada, tanto pelo profissional de

saúde quanto pelos visitantes, sempre que a proximidade com o paciente for menor do que um metro. Paciente deve usar máscara ao ser transportado.

OBJETIVO: impedir a propagação de doenças transmitidas por gotículas de tamanho maior que 5µm eliminados durante a fala, tose, espirros,conversação e realização de diversos procedimentos.

Difteria - até completar antibioticoterapia e cultura negativa. Coqueluche - até 5 dias após o início da terapêutica específica. Rubéola - até 7 dias após o início da exantema. Caxumba – até 9 dias após início do edema da parótida. Infecção por estreptococo grupo A (faringite, pneumonia e escarlatina) em

crianças pequenas – por 24 horas. Sepse, meningite, pneumonia ou epiglotite por Haemophylus Influenzae

(suspeita ou confirmada) em crianças – até 24 horas após o início da terapêutica antibiótica específica.

Infecções Meningocócicas (suspeitas ou confirmadas) até 24 horas após o início da terapêutica especifica.

Outras infecções virais: adenovirus, influenza, parvovirus B19 – durante internação.

PRECAUÇÕES DE CONTATO

São indicadas para pacientes com infecção ou colonização por

microorganismos epidemiologicamente importantes, transmitidos por contato direto (pele a pele) ou indireto (contato com superfícies ambientais ou itens de uso do paciente).

LUVAS: Devem ser usadas ao entrar no quarto do paciente e removidas antes de sair. Imediatamente após a retirada das luvas as mãos devem ser rigorosamente lavadas, evitando recontaminação antes de deixar o quarto.

AVENTAL: Limpo, não estéril, deve ser usado quando houver risco

aumentado de contato com material potencialmente infeccioso, por exemplo: pacientes com diarréia, incontinência fecal, ileostomia, colostomia, feridas com drenagem não contida de secreção. O avental deve ser retirado entes da saída do quarto, evitando contaminação da própria roupa.

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LAVAGEM DAS MÂOS: Obrigatória antes e após a manipulação do paciente. Uso de antissépticos quando indicado.

OBSERVAÇÕES:

• O transporte do paciente para fora do quarto deve ser reduzido ao mínimo possível. As precauções devem ser mantidas quando o paciente for transportado.

• Os itens que paciente tem contato e as superfícies ambientais devem ser submetidas à limpeza diária.

• Equipamentos de cuidado ao paciente como termômetro, estetoscópio e esfigmomanômetro, sempre que possível, devem ser de uso exclusivo. Quando não for possível, é recomendada a desinfecção após o uso ente um paciente e outro.

INDICAÇÕES

Rubéola congênita - sempre que a criança for internada durante o primeiro ano de vida, exceto se cultura urina e nasofaringe negativa após os 3 meses de idade.

Conjuntivite viral hemorrágica - durante internação. Celulite, abscessos e úlceras que não podem ser cobertos ou cuja

drenagem não pode ser contida - durante internação. Infecção ou colonização por bactérias multi-resistentes em trato GI,

respiratório e tegumento (pele, feridas, queimaduras) - até término da antibioticoterapia e cultura negativa.

Furunculose (estafilocócica) em crianças pequenas - durante internação Diarréias infecciosas (virais ou bacterianas) em pacientes incontinentes ou

em uso de fralda – durante internação. Hepatite A em pacientes incontinentes ou em uso de fralda. Herpes simples muco-cutâneo disseminado - durante internação. Herpes simples neonatal - apenas quando RN de mãe com lesões ativas e

bolsa rota >4-6 horas, durante internação. Herpes zoster localizado em paciente imunocomprometido ou

disseminado - durante internação Impetigo - até 24h após início tratamento eficaz. Ectoparasitoses (escabiose, pediculose) - até 24h após início tratamento

eficaz. Grandes lesões de pele (feridas ou queimaduras) causadas por S.

aureus - durante internação. Grandes lesões de pele (feridas ou queimaduras) causadas por

Estreptococos beta hemolíticos do grupo A - até 24h após início de antibioticoterapia eficaz.

Doenças febris hemorrágicas Infecções respiratórias virais, principalmente laringo-traqueíte e

bronquiolite, em lactentes e crianças pequenas - durante internação. Doenças com exantema vesicular, nas quais a probabilidade de varicela for

grande – manter precauções até que todas as lesões estejam em fase de crosta.

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1- Paciente vindo de outra Instituição com sete ou mais dias internação e que vai para a UTI – adotam-se precauções de contato até os resultados de swabs de vigilância mostrarem-se negativos.

RECOMENDAÇÕES DE PRECAUÇÃO PARA O PESSOAL HOSPITALAR

No caso de um dos funcionários apresentar alguma doença infecciosa ou ser exposto a alguma delas devem ser observadas algumas precauções para que ele não seja o transmissor da doença.

1- Se estiver com diarréia: Lavar as mãos cuidadosamente após usar o banheiro e antes de manuseio e

pacientes ou equipamentos. Evitar trabalhar com crianças menores de dois anos.

2- Se estiver com resfriado:

Lavar as mãos cuidadosamente. Usar luvas e máscara para contato direto com crianças menores de (2) anos. Evitar contato com recém-nascidos, imunodeficientes e portadores de

cardiopatias congênitas.

3- Se estiver com herpes labial: Lavar as mãos. Usar máscaras. Evitar contato com recém-nascidos, queimados e imunodeficientes.

4- Se for exposto a sangue através de contato com mucosas, olho e pele:

Comunicar a CCIH/SCIH ou Serviço de Saúde Ocupacional para verificar a necessidade de profilaxia para Hepatite B e HIV.

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QUADRO I – TIPOS DE PRECAUÇÕES E EXEMPLOS DE PACIENTE QUE REQUEREM PRECAUÇÕES. Tipo de precauções Pacientes Precaução padrão Todos Precauções com aerossóis Sarampo

Varicela e Herpes zoster disseminado Tuberculose pulmonar ou laríngea

Precauções respiratórias Haemophilus influenzae tipo B (meningite, pneumonia, sepse) Infecções meningocócicas Streptococcus pneumoniae multirresistente Difteria faríngea Pneumonia por micoplasma Infecções estreptocócicas ( faringite, pneumonia, escarlatina em crianças) Infecções virais (adenovírus, influenza, caxumba, parvovírus B19, rubéola)

Precauções de contato Infecções gastrointestinais, respiratórias, de pele - ferida cirúrgica ou colonização por agentes multiresistentes de significância clínica ou epidemiológica. Infecção entérica (Clostridium difficile, E.coli enteropatogênica, Shigella sp, Hepatite A ou rotavirus) Vírus sincicial respiratório, vírus parainfluenza ou infecções virais entéricas em crianças. Infecções cutâneas ( difteria cutânea, herpes simples neonatal, mucocutâneo extenso ou disseminado, impetigo, grandes abscessos, celulite ou úlcera de decúbito, pediculose, escabiose, furunculose estafilocócica em crianças, síndrome da pele escalada, herpes zoster disseminado ou em paciente imunocomprometido). Conjuntivite viral ou hemorrágica. Febres hemorrágicas (febre amarela, hantavirus,...)

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QUADRO 2 CONTROLE DE INFECÇÃO HOSPITALAR: GUIA PRÁTICOTIPO PREVENÇÃO Avental Luvas Máscaras Óculos Lavagem de

mãos Locomoção

Precauções padrão

Quando houver possibilidade de contaminação

Toda vez que houver manipulação de sangue, fluidos corpóreos ou secreções.

Quando houver possibilidade de contaminação

Quando houver possibilidade de contaminação

Obrigatório antes e após manipulação do paciente

Livre

Precauções por transmissão respiratória ou por aerossóis

Quando houver possibilidade de contaminação

Toda vez que houver manipulação de sangue, fluidos corpóreos ou secreções

Sempre que entrar no quarto

Quando houver possibilidade de contaminação

Obrigatório antes e após manipulação do paciente

Deve ser evitada. Se necessário, paciente deve usar máscara

Precauções de contato

Sempre que houver manipulação de paciente ou risco de contaminação

Sempre que for tocar no paciente ou em objetos que entraram em contato com ele.

Quando houver possibilidade de contaminação

Quando houver possibilidade de contaminação

Obrigatório antes e após manipulação do paciente

Deve ser evitada. Se necessário, assegurar que as medidas de precaução sejam mantidas

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MÉTODO COMPLETO DE PREVENÇÃO e TIPOS DE PREVEÇÃO QUADRO 3- PATOLOGIAS MAIS FREQÜENTES EM HOSPITAL GERAIS QUE NECESSITAM DE PRECAUÇÕES ADICIONAIS PATOLOGIA TIPO/PRECAUÇÃO DURAÇÃO AIDS Apenas precauções padrão Toda internação Bactérias Multirresistente Precauções padrão e de contato Toda internação Caxumba Precauções padrão e de

transmissão respiratória Até 9 dias após o início da tumefação

Cólera (cólera) Precauções padrão e de contato quando excreções não possam ser contidas

Durante a duração da doença (de contato)

Coqueluche Precauções padrão e de transmissão respiratória

Até 5 dias após o início da terapêutica específica

Difteria Faríngea – precauções padrão e de transmissão respiratória.

Até que 2 culturas de garganta ou nariz estejam negativas no intervalo de 24 horas.

Hepatite B Apenas precauções padrão. Toda internação Herpes zoster disseminado Precauções padrão, de contato e

por aerossóis. Até que todas as lesões estejam na fase de crosta.

Meningite ou Pneumonia (Meningocócica ou por hemófilos)

Precauções padrão e de transmissão respiratória.

Até 24 horas após o início do tratamento específico.

Rubéola Precauções padrão e de transmissão respiratória.

Até 7 dias após o início do exantema.

Sarampo Precauções padrão e de transmissão por aerossóis.

Durante toda duração da doença.

Tuberculose Precauções padrão e de transmissão por aerossóis.

Suspender precauções quando paciente estiver recebendo terapêutica adequada, com melhora clínica e com três baciloscopias negativas, desde que coletadas em dias consecutivos, ou se tuberculose for excluída do diagnóstico.

Varicela Precauções padrão e de transmissão por aerossóis.

Até que todas a lesões estejam na fase de crosta.

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1. Bacteriúria assintomática

Infecção do Trato Urinário (ITU)

⟩ Caracterizada pela presença de bactérias na urocultura > 105 UFC/ml. ⟩ Ausência de sinais e sintomas clínicos de infeccção. ⟩ Indica-se o tratamento nas seguintes condições: transplantes de órgãos sólidos,

granulocitopenia, gravidez, pré-operatório de cirurgias urológicas e pré-operatório de colocação de próteses.

⟩ Tratamento: de acordo com o antibiograma, e a duração de 05 dias.

2. Infecção do trato urinário baixo (Cistite)

2.1 Mulher grávida, puérpera ou nutriz

⟩ Realizar Urina tipo 1 e Urocultura. ⟩ Tratamento: de acordo com o antibiograma, deve-se levar em conta os potenciais

efeitos colaterais fetais na escolha do antimicrobiano. ⟩ Duração: 7 dias.

⟩ Exames de controle: Urina tipo 1 e Urocultura após 2 a 4 semanas.

2.2 Mulher não grávida

⟩ A ITU não complicada em mulheres não grávidas, não requer a realização de exames laboratoriais.

⟩ Iniciar a antibioticoterapia empírica VO: - SMT – TMP 800/160mg de 12/12 ou; - Norfloxacina 400mg de 12/12h ou; - Ácido Nalidíxico* 500mg de 6/6h ou; - Nitrofurantoína* 100mg de 6/6h

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Tratar por 3 dias

(-)

(-) Repetir cultura em 48h

Novo tratamento por 3 a 5 dias, de acordo com o antibiograma

(+) Agente resistente à droga utilizada

(+) Agente sensível à droga utilizada

Reavaliar o caso

Ausência de melhora clínica, realizar urina 1 e urocultura

Melhora clínica

Clamydia trachomatis, Ureaplasma urealitycum, Gardnerella vaginalis, Mycoplasma hominis

Doxiciclina 100mg VO de 12/12h por 7 dias ou Azitromicina 1g VO, dose única

* Ác. Nalidíxico e a Nitrofurantoína devem ser usados por 7 dias.

2.3 ITU no Homem A ITU, nos pacientes do sexo masculino, está frequentemente associada à hiperplasia prostática.

⟩ Realizar: - Urina tipo 1 - Urocultura - Exame clínico da próstata

⟩ Tratamento: de acordo com o antibiograma, por 3 a 7 dias. - SMT – TMP 800/160mg de 12/12 ou; - Norfloxacina 400mg de 12/12h ou; - Ácido Nalidíxico 500mg de 6/6h ou; - Nitrofurantoína 100mg de 6/6h

3. Infecção do trato urinário alto (pielonefrite aguda) Na presença dos sintomas clínicos sugestivos de ITU alto, solicitar: - Urina 1; exames de rotina - Urocultura; hemocultura se Sepse presente

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- exame clínico da próstata ⟩ Iniciar antibioticoterapia VO, IM ou EV (preferencialmente), de acordo com

o estado geral do paciente, e reavaliá-lo em 72h, convertendo-o à terapêutica oral. ⟩ Investigar outras alterações do trato urinário: obstrução, cálculos.

⟩ Opções de tratamento:

- Amoxacilina/Clavulanato* 1g EV 8/8h ou - Ceftriaxona* 1g EV 12/12h - Ciprofloxacino 400mg EV ou 500mg VO de 12/12h Tratar por 7-10 dias - Aminoglícosídeos (IM ou EV) Gentamicina 5mg/kg ou Amicacina 15mg/kg/dia *Preferível em gestantes, pacientes com insuficiência renal, ou com maior risco de adquiri-la, ou ainda, com idade > 65 anos.

4. Infecção em pacientes com cateter urinário O principal fator de risco para infecção do trato urinário hospitalar é a presença de sonda vesical.

Microrganismos envolvidos < 30dias > 30 dias

3 a 10% /dia Provavelmente 15% (pouca espécie)

3 a 10% dia Provavelmente 90% polimicrobiano

E. coli, Klebsiella pneumoniae, P. mirabilis, P. aeruginosa, S. epidermidis, Enterobacterias, Cândida

Providencia sp., P. mirabilis, E. coli, Morganella morganii

Tratamento não indicado Trocar a SVD Exceção: PACIENTES DE ALTO RISCO Transplantes de órgãos sólidos Granulocitopênicos Gravidez Pré-operatório de cirurgias urológicas Pré-operatório de colocação de próteses

Urocultura

Ausência de sintomas clínicos de infecção

Iniciar antibioticoterapia: Tazocin 4,5g EV em 3h de 8/8h ou Cefepime 2g EV em 2h de 12/12h por 7 a 10 dias

Trocar o cateter

Piúria

Alteração de urina tipo 1 e Urocultura (+) Reavaliar a necessidade de sonda

Ausência de sintomas clínicos de infecção

Suspeita clínica de ITU

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5. Tratamento de infecção do trato urinário recorrente Mais de 3 episódios de ITU por ano, relacionadas ao coito:

⟩ Realizar profilaxia pós-coito ⟩ Opções de tratamento:

- SMX-TMP (800/160mg) 1 comprimido VO, em dose única ou - Cefalexina 500mg VO, em dose única

Mais de 3 episódios de ITU por ano, não relacionada ao coito:

⟩ Investigar a causa, e realizar profilaxia contínua, com dose única diária por um período de 6 meses a 1 ano.

⟩ Opções de tratamento: - SMX-TMP (400/80mg) - Nitrofurantoína 100mg - Norfloxacino 200mg

6. Candidúria 6.1 Candidúria assintomática

Tratamento não indicado

Pacientes não pertencentes ao grupo de risco

Indicado o

Cultura (+) > 104

Se sondado, trocar a sonda. Para todos, repetir urocultura

Pacientes de alto risco: - Pré-operatório de cirurgia urológica - Neutropênicos

b) Ausência de sintomas clínicos, ausência de piúria e presença de urocultura (+)

Se sondado, tirar a sonda

Pacientes não pertencentes ao grupo de risco

Trocar a sonda, e iniciar o tratamento

Pacientes de alto risco: - Pós- transplante renal - Pré-operatório de cirurgia urológica

a) Ausência de sintomas clínicos, porém

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6.2 Candidúria sintomática

Caracterizada pela presença de sintomas clínicos e piúria

Trocar ou retirar a sonda, se possível

Indicar tratamento

Propostas de tratamento - Fluconazol 200mg VO ou EV no 1º dia, e 100mg/dia nos 5 dias subseqüentes. - Anfotericina B => Irrigação vesical: Anfo B 50mg, diluído em 1 litro de água destilada estéril. 42ml/h em sonda de tripla via, por 1 a 2 dias.

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INFECÇÃO PRIMÁRIA DE CORRENTE SANGUÍNEA RELACIONADA A CATETER

(ICSRC)

I ) Introdução Utiliza-se o cateter intravascular com objetivo de administrar medicamentos,

fluídos, eletrólitos, hemoderivados, nutrição parenteral, realizar monitorização hemodinâmica, hemodiálise e plasmaferese.

II ) Tipos de cateteres • Cateter venoso periférico • Cateter arterial periférico (PAM) • Cateter venoso central (CVC) • Cateter arterial pulmonar (Swan-Ganz) • Cateter venoso central de inserção periférica (PICC) • CVC tunelizado - com cuff • Cateter totalmente implantável • Cateter umbilical

DEFINIÇÃO de ICSRC: Consiste no isolamento de um microrganismo (mesma espécie) em uma

cultura semi- quantitativa (≥15UFC) ou quantitativa (≥102 UFC) do segmento distal do cateter e do sangue (colhido em veia periférica preferencialmente) de um paciente que apresente sintomas clínicos de infecção (febre ou hipotermia, calafrios, confusão mental e choque ) e nenhuma outra fonte aparente de infecção além do cateter.

É considerada uma das principais causas de infecção hospitalar, variando de acordo com cada instituição, e o tipo de UTI. Incidência: - 2.2/1.000 admissões (enfermaria) - 17,4/1.000 admissões (UTI)

A ICSRC, aumenta o tempo de hospitalização, e também o gasto hospitalar.

III ) Taxa de ICSRC em UTI Tipo de UTI Nº de unidades Taxa

média Coronariana 60 3,7 Cardiotorácica 48 2,7 Médica 94 5,0 Médico-cirúrgica Ensino 100 4,0 Outras 109 3,2 Neurocirúrgica 30 Pediátrica 54 6,6 Cirúrgica 99 4,6 Trauma 22 7,4 Queimados 14 7,0

Respiratória 6 4,8

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IV ) Principais patógenos

EUA BRASIL Staphyloccocus coagulase negativo (SCN)

S. aureus

S. aureus Acinetobacter baumannii Enteroccocus spp SCN Candida spp K. pneumomiae E. coli E. faecalis Pseudomonas spp Candida spp Klebsiella spp Acinetobacter spp

V ) Patogenia A ICS pode estar associada a problemas na inserção do cateter e por

antissepsia inadequada do sítio de inserção. Os microorganismos atingem o acesso vascular por colonização da pele no sítio de inserção, ascensão do extra lúmem para o intra lúmem, raramente por soluções contaminadas (surtos de infecção hospitalar).

VI ) Métodos para diagnóstico (cateter de curta permanência) Sempre lembrando que, a “clínica é soberana”.

• Hemocultura quantitativa (cateter) > 100 UFC/ml • Hemocultura quantitativa pareada (periférica versus cateter) CVC > 10

UFC/ml Existe também;

• Hemocultura pareada (retirada de sangue pela veia periférica, e pelo cateter) : Verifica-se o tempo de crescimento. O ideal é que as hemoculturas sejam coletadas com menos de 15 minutos de diferença. O que se leva em consideração é o tempo de crescimento > que 2 horas. Devendo crescer mais rapidamente a hemocultura coletada pelo cateter. E para essa metodologia, utiliza-se um método automatizado, BACTEC, que vai demonstrar em que momento, realmente, ocorreu o inicio do crescimento bacteriano.

• Cultura Semi-Quantitativa da superfície externa do cateter (Método de Maki), método mais utilizado para determinar a relação entre colonização do cateter e infecção. Os mesmos cuidados de inserção devem ser adotados na retirada do cateter. É realizada uma análise quantitativa e a detecção de 15 ou mais

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colônias está correlacionada com o fato do cateter constituir a fonte de infecção.

VII ) Troca de cateter Não há indicação de troca rotineira e pré-programada

do cateter, entretanto, não se recomenda o uso do mesmo cateter por um tempo superior a 30 dias. O tempo de uso do cateter Swan-Ganz, não deve exceder 72h.

Indicações de troca: = > Troca do cateter com fio guia: a) Suspeita de febre associada ao cateter. b) Mau funcionamento. = > Troca do local do sítio de inserção do cateter: a ) Presença de secreção purulenta no local de inserção. b ) Suspeita de febre associada ao cateter com repercussões clínicas graves, como instabilidade hemodinâmica, ventilação mecânica ou bacteremia clínica. c ) Intracath passado de urgência, sem preparo adequado (troca no máximo em 48h). d ) Obstrução do cateter.

VIII ) Acessos centrais Não há, na verdade, estudos suficientes que comprovem qual acesso oferece

maior risco para infecção de corrente sanguínea relacionada a cateter. Porém, alguns elementos devem ser avaliados, como por exemplo, constituição anatômica do paciente, risco de desenvolver pneumotórax (subclávia), contaminação da orofaringe (jugular), entre outros. De qualquer forma, sempre que possível, realizar preferencialmente a punção, 1ª Subclávia – 2ª Jugular – 3ª Femoral – 4ª Dissecção venosa.

IX ) Tabela de infecção (Staphyloccocus coagulase negativo)

Pontos indicadores de infecção de corrente sanguínea

Pontos indicadores de contaminação

2 ou mais hemoculturas positivas Somente 1 hemocultura positiva Detecção da positividade em 48h 2 ou mais hemoculturas negativas Paciente não possui corpo estranho

(prótese, cateter) Mesma espécie em antibiograma Crescimento > 48h

X ) Tratamento Devemos levar em consideração o estado geral do paciente. Na presença do

agente Staphyloccocus aureus, solicitar o Ecocardiograma transtorácico.

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Terapêutica proposta para as infecções relacionadas aos cateteres vasculares

Grupo Patógeno Droga de escolha Posologia Droga alternativa Observações S aureus oxacilino sensível

Oxacilina 2g cada 4 horas

Cefazolina ou cefuroxima

Preferir oxacilina ou cefalosporinas à vancomicina

S aureus oxacilino resistente

Vancomicina 1g cada 12 horas

Linezolida ou vancomicina + (rifampicina ou gentamicina) ou cotrimoxazol

Cepas de S. aureus com sensibilidade intermediária à vancomicina tem sido relatada

S aureus vancomicina resistente

Linezolida L 600mg/12h

Vancomicina Para adultos com < 40kg, linezolida 10mg/kg

S. coagulase negativo oxacilino sensível ( antibiograma )

Oxacilina ( são pouco freqüentes )

2g cada 4 horas

Cefalosporina de 1ª geração ou vancomicina ou cotrimoxazol

Evitar vancomicina devido aumento de resistência

S. coagulase negativo oxacilino resistente ( antibiograma )

Vancomicina ( Primeira escolha )

1 g cada 12 horas

Linezolida Para adultos com < 40kg, linezolida 10mg/kg

Enterococo sensível a ampicilina

Ampicilina associada ou não a aminoglicosídeo

Amp 2 g cada 4-6 horas Genta 1mg/kg cada 8 horas

Vancomicina Evitar vancomicina devido aumento de resistência

Enterococo resistente a ampicilina

Vancomicina associada ou não a aminoglicosídeo

Vancomicina 1g cada 12 horas Genta 1mg/kg cada 8 horas

Linezolida Quinupristina/dalfopristina não é efetiva contra E. faecalis

Cocos Gram positivos

Enterococo resistente a vancomicina

Linezolida L 600mg/12h

--------------------

Quinupristina/dalfopristina não é efetiva contra E. faecalis

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Grupo Patógeno Droga de escolha Posologia Droga alternativa Observações E. coli e klebsiella sp

Cefalosporinas de 3ª geração

Ceftriaxona 1 a 2 g/dia

Fluoquinolona ou Aztreonan

Suscetibilidade variável

Enterobacter sp e Serratia sp

Carbapenens Imipenem 500mg cada 6h Meropenen 1g cada 8h

Cefepime ou fluoroquinolona

Suscetibilidade variável

Pseudomonas aeruginosa

Cefalosporinas de 4ª geração

Cefepime 2g EV 12/12h

Tazocin 4,5g EV 8/8h Suscetibilidade variável

Acinetobacter sp Ampicilina/sulbactan ou carbapenens

A/S 3g cada 6h Imipenem 500mg cada 6h Meropenen 1g cada 8h

Suscetibilidade variável

Bacilos Gram negativos

S. maltophilia Cotrimoxazol ou cefalosporinas de 3ª ou 4ª gerações ou carbapenens ou ticarcilina + aminoglicosídeo

Cotrimoxazol 3 a 5mg/kg cada 8 h Ceftazidima 2g cada 8h Cefepima 2g cada 12h Ticarcilina 3g cada 4h Amicacina 15mg/kh/dia

Ticarcilina/clavulanato Suscetibilidade variável

Fungos Candida sp Anfotericina B ou fluconazol (se suscetível)

Anfo 0,3-1mg/kg/dia Fluco 400-600mg/dia

Anfotericina lipossomal

Anfotericina deve ser utilizada em todos os pacientes críticos até que o fungo seja identificado

Corynebacterium Vancomicina 1g cada 12 h Penicilina + aminoglicosídeo

----------------------------

B. cepacia Cotrimoxazol ou carbapenens

Cotrimoxazol 3 a 5mg/kg cada 8 h Imipenem 500mg cada 6h Meropenen 1g cada 8h

Outras Burkholderia são suscetíveis aos mesmos agentes

Flavobacterium Vancomicina 1g cada 12 h Cotrimoxazol ou carbapenens

-----------------------------

Ochrobacterium anthropi

Cotrimoxazol ou fluoquinolonas

Cotrimoxazol 3 a 5mg/kg cada 8 h Cipro 400mg cada 12h

Carbapenens + aminoglicosídeo

Patógenos raros

Trichophyton beigelii

Cetoconazol 200mg VO/dia

Acidez gástrica requerida para absorção

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Malassezia furfur Anfotericina B 0,3- 1mg/kg/dia

Descontinuar lipídeos EV e remover o cateter

Mycobacterium sp

Suscetibilidade variável

XI ) Retirada do Cateter Hemocultura positiva (BII – evidência moderada) Presença de SCN (BIII)

Vejamos, aqui, o porque da necessidade da retirada do cateter venosos central; formação de biofilme. Formando o biofilme, estamos num ambiente propenso para mutação genética dos agentes, levando ao aumento da disseminação da resistência bacteriana, persistência da infecção. Os agentes mais comuns, formadores de biofilme, são o S. aureus e Cândida spp.

XII ) Indicações de método de imagem em ICSRC (Eco trans) • > 3 dias de tratamento, com retirada do cateter. • Persistência da bacteremia ou fungemia. • Ausência de melhora clínica. • Endocardite, trombo séptico, infecções metastáticas, granulocitopênicos,

doença valvar.

XIII ) Duração da terapêutica Complicado Não complicado

Endocardite Gram positivo Trombose séptica (retirar o cateter) S. aureus 14 dias (Eco TE negativo) BIII S. aureus e Cândida spp (mais importantes)

Gram negativo 10-14 dias BIII

4-6 semanas de tratamento dependendo da evolução clínica

XIV ) Sensibilidade para fungos É importante que idenfiquemos o agente uma vez que a sensibilidade varia

conforme o agente etiológico, e mesmo entre as espécies, por ex: a Candida albicans e a Candida glabrata.

XV ) Mortalidade geral por agente Mortalidade geral (%) Patógeno

UTI Não UTI SCN 26 13,8 S. aureus 34 19 Enteroccocus spp 43 24 Cândida spp 47 29 P. aeruginosa 48 27 A. baumannii spp 43 16

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Mortalidade atribuída a (ICSRC), consiste no óbito que ocorreu até 14 dias do seu episódio, sem outra causa aparente.

XVI ) Fatores associados ao pior prognóstico • Presença de choque; • Gravidade da doença de base; • Uso inadequado de antibioticoterapia.

XVII ) Prevenção de ICSRC

• Inserção do cateter usando como proteção “barreira máxima” (paramentação máxima);

• Uso de anti-séptico no curativo no sítio de inserção (PVPI alcoólico ou clorexedina alcoólico);

• Não utilizar antibiótico tópico; • Manipulação do cateter e desinfecção do “hub”, utilizar álcool 70%; • Intervenção educacional (orientar na educação multiprofissional no combate à

infecção). Fonte - Centers for Disease Control and Prevention Morbidity and Mortality Weekly Report 2002; - Guideline for the prevention of intravascular catheter – related infections. Infection Control and Hospital Epidemiology, vol. 23, nº 12; - Guidelines for the management of intravascular catheter-related infections. Clin Infect Dis 2001; 32:1249.

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Infecções Comunitárias Protocolo

Esquema antimicrobiano inicial proposto para os pacientes adultos com doenças infecciosas que necessitam de internação no Hospital Universitário Júlio Muller Doença

1ª Opção 2ª Opção Culturas

Celulite

Oxacilina 2g EV 4/4h ou Cefalotina 1g EV 6/6h por 7-10 dias

Clindamicina 600mg EV 6/6h por 7-10 dias

Colher Hemocultura.

Erisipela

Penicilina Cristalina 2-4 milhões ui EV 4/4h por 7-10 dias

Clindamicina 600mg EV 6/6h por 7 dias ou Oxacilina.

Se houver bolhas, colher cultura da secreção.

Abscesso Cutâneo*

Oxacilina 2g EV 4/4h ou Cefalotina 1g EV 6/6h DRENAGEM

Clindamicina 600mg EV 6/6h 7-10 dias DRENAGEM

Colher cultura da secreção após correta antissepsia.

Infecções necrotizantes de partes moles

Penicilina Cristalina 4 milhões ui EV 4/4h e Clindamicina 600mg EV 6/6h

Pedir a avaliação da Infectologia.

Colher cultura da ferida necrotizante (profundamente)

Pielonefrite**

Amoxacilina/clavula-nato 1g EV 8/8h ou Ampicilina/sulbactam 3g EV 6/6h por 7-10 dias

Ciprofloxacina 400mg EV 12/12h ou Levofloxacina 500mg EV 1x dia.

Colher urocultura.

Pielonefrite Hospitalar ou em paciente sondado

Tazocin 4,5g EV 8/8h por 7-10 dias

Cefepime 2g EV 12/12h.

Colher urocultura e hemocultura.

Pneumonia bacteriana*** (PAC)

Amoxacilina/clavula-nato 1g EV 8/8h por 7-10 dias.

Levofloxacina 500mg/ dia EV por 7 dias

Colher hemocultura se PAC grave.

Meningite bacteriana

Ceftriaxona 1-2g EV 12/12h por 10-14 dias

--------------------------

Colher hemocultura e pesquisa direta + cultura no liquor.

Pé diabético infectado sem risco de perda

Amoxacilina/clavula-nato 1g EV 8/8h ou Ampicilina/sulbactam 3g EV 6/6h por

---------------------------

Colher cultura de secreção da ferida (profundamente)

Pé diabético infectado com risco de perda

Ciprofloxacina 400mg EV 12/12h + Clindamicina 600mg EV 6/6h por 7-10 dias

Tazocin 4,5g EV 8/8h ou Ertapenem 1g EV 1x dia por 7-10 dias

Colher cultura de secreção da ferida (profundamente)

* Se Abscesso em cavidade oral, periretal ou vulvovaginal, usar Amoxacilina/clavulanato, pois é polimicrobiano. Para os alérgicos a Betalactâmicos, usar Clindamicina + Ciprofloxacina. ** Na gestante, não prescrever Fluoroquinolonas. Se a 1ª opção não estiver disponível, usar Ceftriaxona 1g EV 12/12h. *** Havendo indícios de infecção por germes atípicos, associar Azitromicina, por 5 dias. ATENÇÃO: Por gentileza, preencher todos os dados da ficha de antimicrobianos da Farmácia. OBS: Havendo melhora clínica importante, prescrever o antimicrobiano por via oral. Evitar prolongar antibioticoterapia (>10dias).

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Rotina para Coleta de Espécimes para Exames Microbiológicos

SCIH

1.0 Hemocultura

Sempre que possível colher por punção venosa e antes da administração de antibióticos. O ideal é que esta técnica seja realizada , seguindo-se as seguintes etapas: - Lavar e secar as maõs; - Certificar-se do nome completo do paciente e identificar os frascos com o

cuidado de não fixar a etiqueta sobre o código de barras; - Orientar o paciente quanto ao procedimento que será realizado; - Retirar o lacre do frasco de hemocultura e proceder a limpeza da tampa de

borracha com álcool 70% em movimento único; - Garrotear o braço e selecionar a veia a ser puncionada, retirar/afrouxar o garrote; - Calçar luvas (caso haja necessidade de apalpar novamente a área a ser

puncionada passar álcool 70% na ponta do dedo); - Limpar o local com gaze esterilizada e álcool 70%; - Aplicar solução alcoólica de clorexidina 0,5% ou PVPI 10%, em movimentos

circulares de dentro para fora e esperar por 1minuto; - Apertar o garrote e puncionar a veia; - Colher a amostra com seringa e agulha descartáveis e transferir para o frasco de

hemocultura SEM trocar a agulha; (ao coletar o sangue com escalpe haverá necessidade de trocá-lo por agulha para injeção no frasco da hemocultura) - Nunca re-encapar a agulha, desprezá-la acoplada à seringa no “Descartex”. - Homogeneizar os frascos por inversão e encaminhar amostra para o laboratório.

De maneira geral se recomenda a coleta de 2 e no máximo 3 hemoculturas, de punções diferentes, a intervalos de 15-20 minutos entre as duas e igual ou maior para a terceira (quando necessária e não ultrapassando 24 hs). Só colher dois frascos na mesma punção quando houver disponibilidade de cultivo para aeróbios e anaeróbios, devendo ser inoculado primeiro no frasco de anaeróbios.

A quantidade de sangue para cada frasco de hemocultura é definida pelo fabricante, sendo geralmente de 8 a 10ml para os adultos, de 1a 5ml para crianças de 1 a 6anos e de 0,5 a 1,0ml para RNs; Situações especiais:

a) Quando paciente já está em uso de antibiótico(s) usar frascos com inibidores de antibióticos e colher antes da próxima dose do antibiótico

b) Em pacientes neutropênicos que fazem uso de cateter de longa duração e visando a detecção de bacteremias associadas ao cateter, coletar sangue simultaneamente do cateter e por punção venosa. Fazer assepsia do cateter e da pele ao seu redor da mesma forma que para a punção venosa, desprezando os primeiros 3-5 ml de sangue iniciais (adultos).

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2.0 Ponta de Cateter Intravascular A coleta de ponta de cateter intravascular para exame microbiológico não

deve ser rotineira e só se justifica na ocorrência de sinais flogísticos, secreção e/ou febre. São aceitáveis os seguintes cateteres: Central, CVP, Hickman, Broviac, arterial, umbilical e de Swan-Ganz. Retirar o cateter obedecendo aos cuidados de desinfecção: - Anti-sepsia da pele ao redor do cateter com solução alcoólica de clorexidina

0,5% ou PVPI 10% (seguida de álcool a 70%). - Remover o cateter e, assepticamente, cortar os 5 cm distais. - Não usar tesouras embebidas em soluções anti-sépticas

Colocar o pedaço do cateter em frasco seco estéril, enviando imediatamente ao laboratório para que não resseque. Quando não for possível acondicionar em geladeira por no máximo 12hs.

2.1 Hemocultura colhida de cateter central Pode ser realizada quando houver dificuldade de retirar o cateter e enviá-lo

para cultura (e.g. em RNs). Deve sempre ser pareada com hemocultura periférica. O diagnóstico de infecção da corrente sanguínea relacionada ao cateter é sugerida quando ambas as amostras positivarem para o mesmo agente, com o crescimento na hemocultura do cateter pelo menos 120 minutos antes do crescimento observado na hemocultura periférica. - desinfetar a extremidade do cateter com álcool a 70% - colher no mesmo momento uma hemocultura periférica com igual volume de sangue - identicar adequadamente cada uma das hemoculturas (cateter e periférica)

3.0 Coleta de Urina

3.1 Urina primeiro jato – diagnóstico de afecções uretrais É preferível a primeira urina da manhã ou o paciente não deve urinar por 2 horas - Identificar o frasco; - Orientar o paciente quanto ao procedimento; - Lavar as mãos; - Calçar luvas; - Realizar a higiêne local com gaze embebida em água e sabão neutro, se

possível após banho; - Nas mulheres: Iniciar a limpeza pela região periuretral e intróito vaginal seguido

de pequenos e grandes lábios e região perineal; - Nos homens: Retrair o prepúcio e iniciar a limpeza da glande pelo meato uretral; - Retirar o excesso de sabão com gaze embebida em água. - Secar com outra gaze; - Coletar o primeiro jato de urina (10ml) em frasco seco.

3.2 Urina jato médio – realização de EAS e de Cultura (2ml) - Identificar o frasco coletor; - Orientar o paciente quanto ao procedimento; - Lavar as mãos; - Realizar higienização conforme descrito em urina primeiro jato, por 3 vezes (para

o EAS e se o paciente for circuncizado uma vez basta); - Iniciar coleta em frasco estéril, desprezando o primeiro jato ou utilizando-o para o

EAS, sem interromper o fluxo, sob uma cuba rim ou frasco seco estéril.

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- Para a cultura são necessários pelo menos 2ml urina. Outras situações:

a) Para crianças pequenas e adultos incontinentes a coleta de qualquer jato deve ser feita através de saco coletor – realizar higiene prévia, colocar o coletor assepticamente. Trocar a cada 45-60 minutos, repetindo a higiene até êxito na coleta. Enviar ao laboratório no próprio coletor;

b) A coleta por punção supra-púbica deve ser excepcional e apenas em crianças menores de 2 anos idade;

c) Não se recomenda coleta por sondagem vesical.

3.3 Coleta de urina para Cultura em pacientes sondados - Fechar o coletor por 2-3h (mínimo 30 min.) antes da coleta; - Higienizar a conexão da sonda vesical/coletor com álcool a 70% ou povidine

degermante; - Lavar as mãos; - Abrir campo éstéril com cuba ou compressa na região a ser trabalhada; - Abrir o coletor de urina estéril e colocá-lo no campo; - Calçar luvas; - Higienizar novamente a conexão da sonda vesical/coletor com álcool a 70% ou

povidine degermante; - Colocar a cuba ou a compressa no local abaixo de onde será feita a desconexão; - Proceder desconexão ; - Permitir que a urina caia inicialmente na cuba (desprezar) e em seguida colocar

frasco coletor imediatamente abaixo da abertura da sonda vesical e coletar de 10 a 20 ml de urina;

- Retirar frasco coletor colocando-o sobre um superfície firme; - Conectar novamente o coletor à sonda; - Retirar materiais usados do leito do paciente; - Retirar luvas e identificar o frasco coletor; - Certificar-se do envio imediato da amostra ao laboratório;

Quando a conexão tiver membrana lateral de silicone colher urina do local, com agulha 30x7, observando a técnica asséptica idêntica a anterior referida. Fechar a conexão por 30 minutos antes da coleta. NUNCA perfurar a membrana de silicone com agulha 40x12.

4.0 Coleta de Secreção de Feridas Em qualquer tipo de coleta: - Identificar com etiqueta a embalagem do frasco estéril; - Lavar as mãos; - Calçar luvas; - Não coletar o pus emergente; - A descontaminação da superfície das lesões ou abcessos abertos, antes da

coleta, é fundamental para a interpretação do resultado 4.1 Ferida superficial - Se possível realizar anti-sepsia com álcool 70%, seguido de PVPI alcoólico,

deixando secar por 1minuto. Caso contrário, limpar com vigor a superfície cruenta da lesão com gaze estéril e solução salina estéril para remoção de colonizantes;

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- Aspirar com seringa e agulha a área de inflamação máxima na porção mais profunda da lesão ou na margem;

- Aspirar e em caso saída de pequena quantidade de secreção, aspirar um pouco de soro fisiológico estéril antes de passar para o frasco seco;

- Se na aspiração não houver saída de material, poderá ser injetado no local um pouco de solução salina estéril e aspirado posteriormente.

- O uso de “swab” deverá ser evitado, quando utilizado a amostra deverá ser representativa da base da lesão – raspar bem o swab na base da lesão após anti-sepsia.

4.2 Incisão Cirúrgica/Ferida Profunda - Sempre que possível realizar anti-sepsia com álcool 70%, seguido de PVPI

alcoólico, deixando secar por 1minuto. - Aspirar com seringa e agulha a área de inflamação máxima na porção mais

profunda da lesão. Aspirar e em caso saída de pequena quantidade de secreção, aspirar um pouco de soro fisiológico estéril antes de passar para o frasco seco;

- Se na aspiração não houver saída de material, poderá ser injetado no local um pouco de solução salina estéril e aspirado posteriormente.

- No caso de abordagem cirúrgica obter fragmento de tecido – colocar em frasco seco estéril e enviar rapidamente ao laboratório para processamento. Não deixar o espécime ressecar, se o processamento for demorar acrescentar algumas gotas de solução salina ou água destilada estéril.

4.3 Secreção de abscessos - Realizar anti-sepsia com álcool a 70% seguido de clorexidina ou PVPI alcoólico

deixando secar por 1 minuto; a) Quando abcesso fechado: aspirar com seringa e agulha a porção mais profunda; Pústulas ou vesículas quando secas ou com crosta – antissepsia, remoção e aplicação do “swab”. b) Quando aberto: - Aspirar com agulha a porção mais profunda, próxima à parede da lesão ou obter

fragmento deste local ; - Se necessário usar soro fisiológico ou água destilada estéreis para diminuir a

viscosidade e facilitar a aspiração; - Colocar o aspirado ou fragmento em frasco seco estéril. Não deixar o espécime

ressecar, se o processamento for demorar acrescentar algumas gotas de solução salina ou água destilada estéril.

- Se utilizado “swab” coletar secreção da porção mais profunda da lesão.

5.0 Dreno - Realizar antissepsia da pela ao redor com álcool a 70% e PVPI alcoólico,

deixando secar por 1 minuto - Aspirar através de cateter alcançando o local da lesão; - Colocar o aspirado em tubo seco estéril; - A secreção de saída (orifício) e a ponta do dreno não são recomendadas para

cultura.

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6.0 Coleta de escarro De maneira geral é recomendado para a pesquisa e/ou isolamento de agents

específicos, tais como fungos, micobactérias e Legionella pneumophila. Se bem colhido e na presença de situações especiais pode auxiliar no

diagnóstico de algumas pneumonias bacterianas. Deve ser coletada a primeira amostra da manhã, após tosse profunda,

orientando o paciente a realizar enxágüe da boca com água várias vezes antes da coleta.

Só devem ser processadas para cultura geral de bactérias as amostras com >25 leucócitos/campo e <10 células epiteliais/campo

O aspirado gástrico (crianças) só se justifica para pesquisa/isolamento de micobactérias

7.0 Coleta de Secreção Traqueal

O aspirado traqueal tem valor discutível, não devendo ser realizado de rotina. Pode refletir apenas colonização local, sendo de difícil interpretação clínica, sobretudo nas pneumonias hospitalares. - Trocar a extensão do aspirador sempre que for coletar material para cultura; - Ao aspirar secreção conservá-la na sonda; - Desconectar a sonda da extensão do aspirador, ou desligar aspirador; - Posicionar a sonda verticalmente acima do frasco coletor estéril e permitir que

pela ação da gravidade a secreção passe para o frasco; - Tampar o frasco; - Identificá-lo e encaminhá-lo ao laboratório.

Valorizar apenas as culturas em que houver crescimento > 106 UFC/ml 8.0 Lavado Brônquico ou bronco-alveolar e escovado brônquico protegido

Ambos são procedimentos médicos realizados sob condições assépticas. No caso do LBA, devem ser injetados cerca de 30-50 ml de solução fisiológica estéril e recuperados pelo menos 40% do volume injetado após 3-5 minutos, devendo ser colocados em frasco estéril. O escovado (e.g. junto com a própria escova) deve ser colocado em frasco estéril com cerca de 1ml de SF estéril.

É muito importante a quantificação dos microorganismos isolados, para permitir diferenciação com microbiota local, sendo significativos os seguintes valores:

Para o LBA ou lavado brônquico: > 104 UFC/ml Para o escovado protegido: > 103 UFC/ml

9.0 Coleta de Líquido Cefalorraquidiano

- Lavar as mãos ; - Calçar luva estéril; - Fazer anti-sepsia do local de punção com álcool 70% e deixar secar por um

minuto; - Fazer anti-sepsia com clorexidina ou povidine tópico e deixar agir por um minuto; - Puncionar local; - Permitir o gotejamento em frasco estéril – recomenda-se a coleta em três

frascos, cada um com cerca de 2,0 ml de LCR, para citológico, bioquímica e exames bacteriológicos respectivamente (quando for necessário o cultivo para fungos e micobactérias colher 3ml)

- Identificá-lo e enviar ao laboratório imediatamente – não refrigerar.

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Observações: a) a refrigeração pode inibir ou impedir o isolamento do meningococo e do

pneumococo b) as amostras refrigeradas permitem a pesquisa de antígenos bacterianos (Hib,

pneumococo, meningococo, S.agalactiae e E.coli) e o isolamento de fungos e micobactérias.

10.0 Coleta de Secreção Ocular

Não coletar da parte externa do olho. Em casos de conjuntivite realizar dois (2) “swabs”, sendo um para realização de esfregaço (Gram) e outro para cultura. Os dois resultados devem ser correlacionados para sua valorização.

11.0 Coprocultura São necessários cerca de 2g de fezes (uma colher de sobremesa). Quando

colhida em frasco sem conservante a amostra deve ser processada em até uma hora.

Observações:

Não coletar jamais ponta de sonda vesical, de tubo orotraqueal e de drenos para exame microbiológico.

Quando necessário solicitar frasco estéril no C.M.E. Não deixar de encaminhar as amostras ao laboratório para processamento

rapidamente (< uma hora) em vista das altas temperaturas da nossa cidade. Com exceção do LCR, a maioria das amostras pode ser mantida em geladeira, prolongando o tempo de processamento para 12 a 24 horas. As hemoculturas também não podem ser refrigeradas e os frascos podem ser processados em até 12 hs.

Enviar as amostras sempre em quantidade suficiente para as análises clínicas solicitadas.

Para outras coletas e em caso de dúvidas consultar o SCIH - há pessoal e bibliografia disponível. Bibliografia Araújo, E. M. P.- Manual de Coleta – Hospital das Clínicas Faculdade de Medicina da Universidade de São Paulo, l998. Levy, C.E. & cols.- Manual de procedimentos básicos em Microbiologia Clínica para o Controle de Infecção Hospitalar – Ministério da Saúde. ANVISA. Oplstil, C.P. & cols - Procedimentos básicos em Microbiologia Clínica – 2ª edição revisada e ampliada – Savier, 2004. Elaboração: SCIH – Adriane Aparecida de Freitas Silva Cyntia Martins Lima Maria da Guia Sene Yvelise T. Morato da Conceição

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1. PELE

PROTOCOLO PARA A REALIZAÇÃO DE CURATIVOS

SCIH – HUJM

Introdução:

A pele é constituída por 2 camadas principais; epiderme e derme ou cório, cada uma delas é composta de tipos de tecidos diferentes, com funções distintas. Epiderme: É a camada mais externa da pele, é fina e avascular, geralmente regenera-se em 4 a 6 semanas. Suas funções, entre outras, são:

◊ Manutenção da integridade da pele, e atua como barreira física Derme: Possui funções, descritas a seguir:

◊ Oferecer resistência, suporte, sangue e oxigênio à pele. ◊ Tem como constituintes; vasos sanguíneos, folículos pilosos, vasos

linfáticos, glândulas sebáceas e sudoríparas, fibroblastos, colágenos e fibras elásticas.

Abaixo da derme, encontramos a Faixa subcutânea, onde encontramos, tecido adiposo, tecido conjuntivo, vasos sanguíneos, vasos linfáticos e nervos.

Funções da Pele

1. Proteção: A pele atua como barreira física contra os microrganismos e outras substâncias estranhas, nos protegendo contra infecções e perda excessiva de água.

2. Sensibilidade: As terminações nervosas presentes na pele, conferem ao ser humano a capacidade de sentir sensações de dor, pressão, calor e frio.

3. Termorregulação: A pele ajuda na regulação da temperatura corporal, usufruindo da vasoconstrição, vasodilatação e sudorese.

4. Excreção: Possuindo uma atividade termorregulatória, a pele, contribui na excreção de resíduos (água, eletrólitos).

5. Metabolismo: Possuímos, na pele, a síntese de Vitamina D (calciferol), quando apanhamos o sol, a pele sintetiza vit. D, que ativa o metabolismo do cálcio e fosfato, minerais imprescindíveis à formação óssea e dentária.

Imagem corporal: A pele configura a imagem de cada ser humano, determinando de maneira peculiar, a característica de cada indivíduo.

2. FERIDAS

Ferida – Consiste na alteração das relações anatômicas normais, ou perda de tecido, conseqüentes a uma lesão física ou cirúrgica.

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As feridas podem ser:

2.1 Feridas Fechadas - Há lesão nos tecidos moles subjacentes à superfície cutânea, mas não há ruptura da continuidade da pele. Classificadas em;

◊ Contusão: Lesão por objeto contundente que danifica o tec.

Subcutâneo subjacente, sem romper a pele. ◊ Hematoma: Extravasamento de sangue no subcutâneo com formação

de coleção (aumento de volume), pela ruptura de veias e arteríolas, como consequência de uma contusão. Quando localizado no couro cabeludo, é o hematoma subgaleal.

◊ Equimose: Extravasamento de sangue no subcutâneo sem formação de coleção, conseqüência da ruptura de capilares.

2.2 Feridas Abertas - São feridas que rompem a integridade da pele,

expondo tecidos internos, geralmente com a presença de sangramento.

Classificação das feridas quanto a Causa

◊ Intencional ou Cirúrgica: (aberta ou fechada). Consiste na lesão programada e realizada em condições assépticas ou não.

◊ Acidental ou Traumática: (aberta ou fechada): Lesão imprevista. Classificação das feridas quanto ao Agente Causal

◊ Incisivas/cortantes: produzidas por agentes vulnerantes cortantes, afiados, capazes de penetrar a pele (bisturi, faca, estilete etc), produzindo ferida linear com bordas regulares e pouco traumatizadas.

◊ Contusas: causadas por objetos com superfície romba (instrumento cortante não muito afiado - pau, pedra, soco etc.), capazes de romper a integridade da pele, produzindo feridas com bordas traumatizadas, além de contusão nos tecidos arredores. São as feridas cortocontusas.

◊ Perfurantes: o objeto que a produz é geralmente fino e pontiagudo, capaz de perfurar a pele e os tecidos subjacentes, resultando em lesão cutânea puntiforme ou linear, de bordas regulares ou não. As feridas perfurantes podem ser:

◊ => Perfurocontusas: ocorre quando o objeto causador da ferida é de superfície romba (ferimento por arma de fogo);

◊ => Perfurocortantes: quando o agente vulnerante possui superfície de contato laminar ou pontiagudo (ferimento causado por arma branca - faca, estilete, adaga).

◊ Penetrante: quando o agente vulnerante atinge uma cavidade natural do organismo, geralmente tórax ou abdômen. Apresenta formato externo variável, geralmente linear ou puntiforme.

◊ Transfixante: este tipo de lesão constitui uma variedade de ferida que pode serperfurante ou penetrante; o objeto vulnerante é capaz de penetrar e atravessar os tecidos ou determinado órgão em toda a sua espessura saindo na outra supefície. Pode-se utilizar como exemplo as

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feridas causadas por projétil de arma de fogo, que são feridas perfurocontusas, podendo ser penetrantes e/ou transfixantes. As ferida transfixantes possuem:

◊ => Orifício de Entrada: ferida circular ou oval, geralmente pequena, com bordas trituradas e com orla de detritos deixada pelo projétil (pólvora, fragmentos de roupas).

◊ => Orifício de Saída: ferida geralmente maior, com bordas irregulares, voltadas para fora.

◊ Escoriações ou abrasões: produzidas pelo atrito de uma superfície áspera e dura contra a pele, sendo que somente esta é atingida.Freqüentemente contém partículas de corpo estranho (cinza, graxa, terra).

◊ Avulsão ou amputação: ocorre quando uma parte do corpo é cortada ou arrancada parte de membros, orelhas, nariz etc.).

◊ Lacerações: quando o mecanismo de ação é uma pressão ou tração exercida sobre o tecido, causando lesões irregulares. Os exemplos são inúmeros.

◊ Iatrogenia: Secundária a procedimento ou tratamento com radioterapia.

◊ Venenosa: Causada por animais peçonhentos.

Classificação das feridas quanto ao Grau de Contaminação

1. Limpas - São as produzidas em ambiente cirúrgico, sendo que não foram abertos sistemas (digestório, respiratório e genito-urinário). A probabilidade da infecção da ferida é baixa, em torno de 1 a 5%.

2. Limpas-contaminadas – São também conhecidas como potencialmente contaminadas; nelas há contaminação grosseira, por exemplo nas ocasionadas por faca de cozinha, ou nas situações cirúrgicas em que houve abertura dos sistemas (digestório, respiratório ou geniturinário). O risco de infecção é de 3 a 11%.

3. Contaminadas - Há reação inflamatória; são as que tiveram contato com material como terra, fezes, etc. Também são consideradas contaminadas aquelas em que já se passou seis horas após o ato que resultou na ferida. O risco de infecção da ferida já atinge 10 a 17%.

4. Infectadas - Apresentam sinais nítidos de infecção.

Classificação das feridas quanto ao Grau de Profundidade

1. Ferida superficial: Aquela que atinge a derme. 2. Ferida profunda superficial: É aquela que atinge o tecido subcutâneo.

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3. Ferida profunda total: É aquela que atinge o músculo e as estruturas adjacentes.

Classificação das feridas quanto ao Estágio de Destruição Tissular

1. Estágio I - Caracteriza-se pelo comprometimento da epiderme apenas, com formação de eritema em pele íntegra e sem perda tecidual.

2. Estágio II - Caracteriza-se por abrasão ou úlcera, ocorre perda tecidual e comprometimento da epiderme, derme ou ambas.

3. Estágio III - Caracteriza-se por presença de úlcera profunda, com comprometimento total da pele e necrose de tecido subcutâneo, entretanto a lesão não se estende até a fáscia muscular.

4. Estágio IV - Caracteriza-se por extensa destruição de tecido, chegando a ocorrer lesão óssea ou muscular ou necrose tissular.

Classificação das feridas quanto a etiologia (Trauma, Infecção, Origem vascular, Origem neural ou pressão)

3. CICATRIZAÇÃO

A cicatrização das feridas consiste numa perfeita e coordenada cascata de eventos celulares e moleculares que, interagem-se para que ocorra a repavimentação e reconstituição dos tecidos.

Classificação dos processos biológicos (fases) da Cicatrização

1. Coagulação: O início é imediatamente após o surgimento da ferida. Essa fase depende da atividade plaquetária e da cascata de coagulação. São liberadas, nesta fase, substâncias vasoativas, proteínas adesivas, fator de crescimento e proteases. Forma-se o coágulo para a coaptação das bordas, e também para cruzar com a fibronectina, oferecendo uma matriz provisória.

2. Inflamação: Intimamente ligada à fase anterior, a inflamação depende, além de inúmeros mediadores químicos, das células inflamatórias (leucócitos polimorfonuclaeares – PMN, macrófagos e linfócitos). Os PMN chegam ao local da injúria tissular, e ficam de 3 a 5 dias, sendo responsáveis pela fagocitose das bactérias. Os macrófagos, por sua vez, são as células mais importantes dessa fase, permanecem do 3º ao 10º dia. a ele compete fagocitar bactérias, desbridar corpos estranhos e direcionar o desenvolvimento do tecido de granulação. Os linfócitos no local de lesão, cerca de 07 dias depois, seu papel não é bem esclarecido, porém suas linfocinas atuam sobre os macrófagos. Além de todos esses elementos, nessa fase contamos com a ajuda da fibronectina, sintetizada por uma variedade de fibroblastos, queratinócitos. A fibronectina serve como uma espécie de “cola”, consolidando o coágulo de fibrina, as células e os componentes da matriz.

3. Proliferação: Divida em 03 subfases;

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◊ Reepitelização: Ocorre a migração dos queratinócitos não danificados das bordas das feridas e dos anexos epiteliais.

◊ Fibroplasia: Forma o tecido de granulação (coleciona elementos celulares, fibroblastos, celulas inflamatórias, fibronectina)

◊ Angiogênese: É importante para a oferta de oxigênio, e suporte nutricional para o tecido.

4. Contração de ferida: É o movimento centrípeto das bordas das feridas (espessura total). Diminui o tamanho, em alguns casos, da ferida em até 60%.

5. Remodelação: Ocorre no colágeno e na matriz.

Formas de Cicatrização

Por 1ª intenção: (união primária) - este tipo de cicatrização ocorre quando as bordas da ferida são apostas ou aproximadas, havendo perda mínima de tecido, ausência de infecção e edema mínimo. Quando as feridas cicatrizam-se por primeira intenção, a formação de tecido de granulação não é visível.

Por 2ª intenção: (granulação) - Neste tipo de cicatrização ocorre perda excessiva de tecido e presença de infecção. O processo de reparo, neste caso, é mais complicado e demorado. Esse método de reparo é também denominado cicatrização por granulação, pois no abscesso formam-se brotos minúsculos chamados granulações.

Por 3ª intenção: (sutura secundária) - caso uma ferida não tenha sido suturada inicialmente ou as suras se romperam e a ferida tem que ser novamente suturada. Isso é feito pelo cirurgião que, após a drenagem do material, promove a aproximação das bordas.

Tipos de Cicatrizes

Normotrófica: A cicatrização é assim denominada quando a pele adquire o aspecto de textura e consistência anterior ao trauma. Atrófica: Ela é assim denominada quando sua maturação não atinge o trofismo fisiológico esperado, surgindo, geralmente, por perda de substância tecidual ou sutura cutânea inadequada. Hipertrófica: Ocorre quando o colágeno é produzido em quantidade normal, mas a sua organização é inadequada, oferecendo aspecto não harmônico. A cicatriz respeita o limite anatômico da pele. Brida cicatricial: São cicatrizes indesejadas localizadas nas regiões articulares e, por essa razão, podem provocar limitações funcionais. Quelóide: É decorrente da contínua produção de colágeno jovem devido à ausência de fatores inibitórios. Ela pode estar ligada a fatores raciais. A PREVENÇÃO é a melhor forma de tratamento da cicatriz queloidiana, através de meios de contenção (malha elástica, placa de silicone, etc) ou pomada ou gel adequado.Quando localizadas em áreas peri-articulares podem provocar limitação do movimento e originar ulcerações pré-cancerosas, conhecidas como úlceras de Marjolin.

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Fatores que influenciam na Cicatrização

Fatores locais

São fatores ligados à ferida, que podem interferir no processo cicatricial, tais como: - Dimensão e profundidade da lesão, - Grau de contaminação, - Presença de secreções, hematoma e corpo estranho, - Necrose tecidual e - Infecção local.

Fatores sistêmicos

I) Perfusão de Tecidos e Oxigenação

Doenças que alteram o fluxo sangüíneo normal podem afetar a distribuição dos nutrientes das células, assim como a dos componentes do sistema imune do corpo. Essas condições prejudicam a capacidade do organismo em transportar células de defesa e antibióticos administrados, o que dificulta o processo de cicatrização. O fumo reduz a hemoglobina funcional e leva à disfunção pulmonar o que reduz a aporte de oxigênio para as células e dificulta a cura da ferida.

II) Localização da Ferida

Feridas em áreas mais vascularizadas e em áreas de menor mobilidade e tensão cicatrizam mais rapidamente do aquelas em áreas menos irrigadas ou áreas de tensão ou mobilidade (como cotovelos, nádegas, joelhos).

III) Corpo Estranho na Ferida

Implantes de silicone, válvulas cardíacas artificiais, material de curativo ou qualquer outro corpo estranho pode retardar o processo de cicatrização, por serem inertes.

IV) Medicamentos

Os corticosteróides, os quimioterápicos e os radioterápicos podem reduzir a cicatrização de feridas, pois diminuem a resposta imune normal à lesão. Eles podem interferir na síntese protéica ou divisão celular, agindo, diretamente na produção de colágeno. Além disso podem tornar a cicatriz mais frágil, aumentando a atividade da colagenase.

Deve-se também evitar o uso de antimicrobianos nas feridas.

V) Nutrição

Uma deficiência nutricional pode dificultar a cicatrização, pois deprime o sistema imune e diminui a qualidade e a síntese de tecido de reparação. As carências de

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proteína e de vitamina C são as mais importantes pois afetam diretamente a síntese do colágeno.

VI) Hemorragia

O acúmulo de sangue propicia o acúmulo de células mortas que precisam ser removidas, bem como o surgimento de hematomas e isquemia. Isso provoca dor e lentifica o processo de cicatrização.

VII) Edema e Obstrução Linfática

Dificultam a cicatrização pois diminuem o fluxo sangüíneo e o metabolismo do tecido, facilitando o acúmulo de catabólitos e produzindo inflamação.

VIII) Infecção

A infecção é definida como uma concentração bacteriana superior a 105 UFC. Colonização da ferida não deve ser confundida com infecção. A colonização ocorre quando a ferida é mantida livre de tecido necrótico e/ ou material estranho e é controlada pela ação de neutrófilos e macrófagos. Já a infecção ocorre quando há uma alta concentração bacteriana, tecido local comprometido (escara, necrose ou corpo estranho) é comprometimento generalizado do paciente.

IX) Idade do Paciente

O envelhecimento torna os tecidos menos elásticos e menos resistentes o que dificulta a cura de uma ferida.

X) Hiperatividade do Paciente

A hiperatividade dificulta a aproximação das bordas da ferida. O repouso favorece a cicatrização.

4. CURATIVOS

Introdução

É a remoção de toda sujidade.

Objetivos do curativo

◊ Tratar e prevenir infecções; ◊ Eliminar os fatores desfavoráveis que retardam a cicatrização e

prolongam a convalescência, aumentando os custos do tratamento; ◊ Diminuir o risco de infecções secundárias, através de técnicas e

procedimentos corretos.

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Finalidades do curativo

◊ Remover corpos estranhos. ◊ Reaproximar bordas separadas. ◊ Proteger a ferida contra contaminação e infecções. ◊ Promover hemostasia. ◊ Preencher espaço morto e evitar a formação de sero-hematomas. ◊ Favorecer a aplicação de medicação tópica. ◊ Fazer desbridamento mecânico e remover tecido necrótico. ◊ Reduzir o edema. ◊ Absorver exsudato e edema. ◊ Manter a umidade da superfície da ferida. ◊ Fornecer isolamento térmico. ◊ Proteger a cicatrização da ferida. ◊ Limitar a movimentação dos tecidos em torno da ferida. ◊ Dar conforto psicológico. ◊ Diminuir a intensidade da dor.

Orientações gerais acerca dos curativos

Antes de mais nada, o profissional deve preparar o carro de curativos, constatando a sua devida higiene empregada.

Verificar a validade do material a ser empregado no curativo. Se houver suspeita da não esterilização de alguma material, deve-se

descartá-lo imediatamente. Avisar com educação ao paciente de que será submetido a troca de seu

curativo, que essa ação pode até causar certo desconforto, dor ou até mesmo constrangimento, mas é para seu próprio bem.

O curativo não deve ser trocado durante às refeições, pois se um paciente com dificuldade de alimentar-se, ao ver a troca de seu curativo, pode até mesmo inibir sua alimentação.

Se o paciente estiver em uma enfermaria, deve-se utilizar o biombo na execução do curativo, com intento de preservarmos moralmente nosso doente.

Durante a técnica de substituição do curativo o paciente deve ser informado do estado que a sua ferida ou cicatriz cirúrgica se encontra (se está sendo curado ou não).

É muito importante que haja colaboração do paciente. O profissional deve realizar a lavagem das mãos antes e depois do curativo,

para que não haja risco de contaminação para si mesmo, e também para que não haja risco de contaminação horizontal para outros pacientes.

Não se deve usar esparadrapo em articulações, no couro cabeludo, e em feridas em que haja produção de secreções, deve sim, usar atadura colocadas de maneira que não se afrouxa e nem comprima em demasia.

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Tipos de curativos padronizados: • Curativos limpos – curativos limpos e secos devem ser mantidos oclusivos

por 24 horas. • Curativos com drenos - devem ser realizados separadamente do da

incisão, o primeiro a ser realizado será sempre o do local menos contaminado.

• Curativos contaminados – devem ser protegidos durante o banho. Sinais de infecção: Presença de microorganismos com sinais e sintomas da doença:

• eritema • edema • alterações nas características da drenagem • aumento da dor • febre • calor

A realização do curativo deve obrigatoriamente obedecer as seguintes

normas básicas de assepsia: 1) Lavar as mãos antes e após a realização do curativo; 2) Utilizar instrumental estéril; 3) Obedecer aos princípios se assepsia para evitar a contaminação do material; 4) Obedecer aos princípios da realização do procedimento do local menos contaminado para o mais contaminado; 5) Utilizar luvas de procedimento na possibilidade do contato com sangue ou demais fluidos corporais; 6) Nunca recolocar curativos removidos exclusivamente para a observação do local. É obrigatórias sua remoção completa e troca, se necessários 7) Avaliar freqüentemente e criteriosamente a evolução da ferida e replanejar o tratamento se for o caso.

Os procedimentos para a realização dos curativos, devem ser estabelecidos de acordo com a função do curativo e grau de contaminação do local.

1) Curativo limpo: • Ferida limpa e fechada • O curativo limpo e seco deve ser mantido oclusivo por 24hs; • Após este período, a incisão poderá ser exposta e a limpeza feita com soro fisiológico 0,9% morno. • Secar a pele adjacente e não no leito da ferida. • Mantê-lo aberto.

2) Curativo com dreno: ( Penrose e Tubulares) • O curativo do dreno deve ser realizado separado do da incisão e o primeiro a ser realizado será sempre o menos contaminado.

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• O curativo do dreno deve ser mantido sempre limpo e seco. Isto significa que o número de trocas está relacionado com a quantidade de drenagem • Sistemas de drenagem aberta (penrose e tubulares) devem ser mantidos ocluídos com bolsa estéril ou com gaze estéril. • Os drenos de sistema aberto devem ser protegidos durante o banho. • A limpeza deverá ser feita apenas com soro fisiológico 0,9%. 3) Curativo contaminado:

Estas normas são para feridas infectadas e feridas abertas com ou sem infecção ou com perda de substância. Por estarem abertas, estas lesões são altamente susceptíveis á contaminação exógena.

• O curativo deve ser oclusivo e mantido limpo e seco. • O número de trocas do curativo, está diretamente relacionado à quantidade de secreção drenada, devendo ser trocado sempre que úmido para evitar colonização. • O curativo deve ser protegido durante o banho; • Lavar a área ferida com soro fisiológico 0,9% morno em forma de jato; primeiro na pele ao redor da ferida e depois na própria ferida. • Não secar o leito da ferida, apenas ao redor; • As soluções anti-sépticas degermantes são contra-indicadas para feridas abertas, pois os tensoativos afetam a permeabilidade das membranas celulares, produzem hemólise e são absorvidos pela proteínas, interferindo prejudicialmente no processo de cicatricial. • Aplicar o produto indicado de acordo com o tipo de ferida: em caso de secreção purulenta, aplicar alginato de cálcio e sódio, em toda a extensão lesada quando com grande quantidade secreção e placas de hidrocolóide se pequena quantidade de secreção. • Não aplicar gazes secas diretamente na lesão pois ao retirá-las., haverá trauma, reiniciando todo o processo inflamatório. 4) Curativo com tecido necrosado: • Fazer limpeza com soro fisiológico 0,9% morno, primeiro na pele ao redor da ferida e depois na própria ferida, lavando-a em forma de jato. • Aplicar papaína “in natura” ou pasta de papaína (opcional: alginato de cálcio e sódio, ou carvão ativado se tiver odor forte, e hidrocolóide ). • Ocluir com gaze. • Toda ferida com necrose deve receber curativo com desbridante químico. 5) Curativo de úlcera de pressão: • Os sinais precoces de úlcera de pressão incluem o eritema e hipersensibilidade da região, geralmente o paciente queixa-se de sensação de queimação. Outros sinais indicativos iniciais são a diminuição local de temperatura e edema . Se medidas específicas não forem tomadas no sentido de aliviar a pressão e aumentar a nutrição local, é certo que se desenvolverá uma lesão na pele do cliente.

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• Iniciar o curativo, irrigando a ferida com soro fisiológico 0,9% morno para a retirada do curativo anterior cuidadosamente para evitar trauma . • Fazer a limpeza com o soro fisiológico morno 0,9%. • Não secar o leito da ferida, apenas a pele peri-lesional; • Após, aplicar o produto indicado de acordo com a ferida. • Usar o AGE (“Dersani”) e se houver tecido necrosado usar desbridante químico: Papaína pomada, “Kolagenase” sem cloranfenicol e hidrocolóide. Toda ferida necrosada que após 15 dias de curativo diário, não apresentar diminuição da área necrosada e aumento do tecido de granulação, deve ser avaliada e traçada nova conduta terapêutica para a mesma. Informações técnicas sobre os produtos a serem utilizados nos curativos: ÁCIDOS GRAXOS ESSENCIAIS – AGE (“Dersani”)

Aceleram a cicatrização de feridas sem necrose através do estímulo à formação do tecido de granulação e de uma ação quimiotática e promovem diferenciação epidérmica. Indicados também para a prevenção de lesão de pele; equilibrando a membrana celular.

Indicação: • lesões abertas não infectadas • profilaxia de úlceras de decúbito

Modo de Usar: Irrigar o leito da lesão com soro fisiológico a 0,9%, remover o exsudato e tecido desvitalizado, se necessário. Aplicar o AGE diretamente no leito da úlcera ou aplicar gaze úmida o suficiente para mantê-la até a próxima troca. Ocluir com cobertura secundária ( gaze, chumaço gaze e compressa seca) e fixa. A periodicidade de troca deverá ser até que o curativo secundário esteja saturado ou a cada 24 horas. Composição: é um produto originado de óleos vegetais polissaturados, composto fundamentalmente de ácidos graxos essenciais que não são produzidos pelo organismo, como: ácido linoléico, ácido caprílico, ácido cáprico, vitamina A, E, e a lecitina de soja. Os ácidos graxos essenciais são necessário para manter a integridade da pele e a barreira de água, e não podem ser sintetizados pelo organismo.

HIDROCOLÓIDE

É um produto inerte formado a base de gelatina, pectina e carbometilcelulose sódica. O hidrocolóide é apresentado em forma de placas ou pasta. A placa pode apresentar bordas auto-adesiva ou não. É aderente a pele e não à ferida, não necessita de curativo secundário e possui uma camada impermeável. O hidrocolóide quando em contato com o exsudato da ferida, forma um gel que cria um ambiente úmido que facilita a liquefação e remoção dos tecidos necróticos e o processo de cicatrização. A placa é contra indicada para feridas infectadas.

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Indicação: • Ferida limpa, com média quantidade de exsudato • Prevenção de úlcera de pressão • Queimadura de 2º grau • Feridas cavitárias podem ser utilizadas hidrocolóide em forma de pasta ou grânulos.

Contra-Indicação: são contra-indicados em casos de infecção, principalmente por anaeróbicos, porque estes produtos são impermeáveis ao oxigênio, e não pode serem usados em casos com excessiva drenagem, devido á limitada capacidade de absorção. Composição: o hidrocolóide em placa é um curativo sintético derivado de celulose natural, que contém partículas hidrolíticas que formam uma placa elástica auto-adesiva. A sua face externa contém uma película de poliuretano semipermeável não aderente. A camada de poliuretano proporciona uma barreira protetora contra bactéria e outros contaminantes externos. Aplicação: • Limpar a ferida com soro fisiológico 0,9%, assegurando que esteja livre de qualquer substancia gordurosa. • Secar a pele circundante • Aplicar o produto • Escolher o hidrocolóide com diâmetro que ultrapasse a borda da lesão pelo menos 2 a 3 centímetro. • Pressione firmemente as bordas e massagear a placa, para perfeita aderência. • Trocar a placa sempre que o gel extravasar, o curativo se deslocar e ou, no máximo, a cada sete dias. Trocas: • Em 7 dias • Quando houver extravasamento do gel pelas bordas do curativo • Retirar o curativo, lavar com soro e aplicar o novo curativo.

Lembre-se: se houver extravasamento com um ou dois dias, é porque a ferida ainda está muito exsudativa e devemos reavaliar sua indicação e, eventualmente, mudar a conduta.

CARVÃO ATIVADO E PRATA

A gaze de carvão ativado e prata é uma cobertura composta de uma almofada de falso tecido, contendo em seu interior um tecido de carvão ativado impregnado com sulfato de prata em sua superfície. Possui ação bactericida devido a presença do sulfato de prata. O carvão ativado está indicado especialmente para feridas infectadas e com muito exsudato. Reduz odores desagradáveis ao remover, através da absorção, os restos celulares e bactérias que causam odor fétido.

Indicações: • Feridas infectadas ou em grande quantidade de exsudato,

infectadas com odores acentuados, em fístulas e gangrenas.

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Composição: este tipo de curativo possui uma cobertura composta de uma almofada contendo um tecido de carvão ativado cuja superfície é impregnada com prata, que exerce uma atividade bactericida, reduzindo o número de bactérias presentes na úlcera, principalmente as gram negativas.

Vantagem: Pode ser associado a outros produtos como: ácido graxo essencial (AGE ), alginato de cálcio e sódio

Modo de Freqüência: É uma cobertura primária, com baixa aderência, podendo permanecer de 3 a 7 dias, quando a úlcera não estiver mais infectada. No início, a troca deverá ser a cada 24 ou 48 horas, dependendo da capacidade de absorção.

ALGINATO DE CÁLCIO E SÓDIO

Curativos macios de material estéril feito de fibra de alginato de cálcio e sódio, de cor branca com alta capacidade de absorção de exsudato, que se converte em um gel firme capaz de manter condições ideais para a cicatrização. O gel forma um ambiente úmido que permite a remoção sem trauma e com pouco ou nenhum dano ao tecido recém-formado.

Composição: o alginato é um polissacarídeo composto de cálcio, derivado de algumas algas. Realiza a hemostasia, a absorção de líquidos, a imobilização e retenção das bactérias na trama das fibras. Este tipo de tratamento pode ser encontrado com sódio em sua composição. Indicação: úlceras muito exsudativas como: • úlcera de pressão * úlcera de estase venosa • úlcera de diabética • áreas doadoras • queimaduras superficiais • feridas por traumas • feridas infectadas • pós desbridamento cirúrgico de feridas. Vantagem: Alta capacidade de absorção Desvantagem: Alguns destes produtos em contato com a pele sadia podem macerá-la. Aplicação: • Em presença de tecido necrótico ou crosta , irrigar a ferida com soro fisiológico 0,9% • Lavar a ferida com soro; • Recortar exatamente do tamanho da ferida e colocar em toda a sua extensão, não deixando sobre a pele sana. • Aplicar o curativo secundário para a fixação.

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Trocas: Feridas exsudativas – quando o exsudato extravasar para o curativo secundário, não há problema em retirá-lo porque o gel formado impede o trauma na retirada. Se o curativo secou, irrigar com soro antes de retirá-lo.

• Nas feridas com pouco exsudato as trocas serão feitas a cada 3 ou 4 dias • Nas feridas infectadas as trocas serão feitas a cada 24hs. PAPAÍNA Composição:

É o composto por enzimas proteolíticas e peroxidases: quimiopapaína A e B e papaiapeptidase.

Mecanismo de ação: 1. Atua como desbridante químico facilitando o processo de cicatrização. 2. Tem ações bacteriostática, bactericida e antiinflamatória. 3. Proporciona alinhamento das fibras de colágeno, promovendo crescimento tecidual uniforme. Indicações: Como desbridante químico facilitador do processo cicatricial. Como coadjuvante da antibióticoterapia sistêmica de feridas infectadas. Modo de usar: 1. Na presença de tecido de granulação a concentração deverá ser de 2% 2. Na presença de necrose de liquefação a ferida deverá ser lavada em jato

com solução de papaína de 4 a 6 % diluída em solução fisiológica. 3. Na presença de necrose de coagulação na concentração de 8 a 10% após

efetuar escarectomia. Frequência da troca: é indicada em média 12 a 24 h FILME TRANSPARENTE Composição: o filme transparente é um curativo estéril constituído por uma membrana de poliuretano, coberto com adesivo hipoalergênico. Possui um certo grau de permeabilidade ao vapor de água, dependendo do fabricante. Não adere á superfície úmida da ferida; são coberturas finas, transparentes, semipermeáveis e não absorventes. Mecanismo de ação: Mantém um ambiente úmido entre úlcera e o curativo, favorece o desbridamento autolítico, protege contra traumas, favorece a cicatrização. A umidade natural reduz a desidratação e a formação de crosta, o que estimula a epitalização. Pode proporcionar barreiras bacterianas e virais, dependendo de sua porosidade. Permite a visualização a úlcera, além de permanecer sobre a mesma por vários dias, diminuindo o número de trocas. Indicação: devem ser utilizados em úlceras superfície com drenagem mínima, em grau I, cirúrgicas limpas com pouco exsudato, queimaduras superficiais, áreas doadoras de pele, dermoabrasão, fixação de cateteres, proteção da pele adjacente a fístulas e na prevenção de úlceras de pressão. Conta-indicação: não é recomendado para úlceras exsudativas, profundas e infectadas.

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Bibliografia: - Manual de Condutas para Úlceras Neutroficas e Traumáticas – Ministério da saúde- Secretária de Políticas;Departamento de Atenção Básica;Área Técnica de Dermatologia - Brasília DF – 2002 - Tratamento Clínico e Cirúrgico de Feridas Cutânea agudas e crônicas. Prof° Dr° Luiz Cláudio Candido - Atualizado 2006/2007 - www.feridólogos.com.br - Revisão de Wound Care – Tratamento de Feridas e Ostomias – Ministério da Saúde Norma e Procedimentos – Brasília DF - 2002

Material elaborado pelo SCIH/HUJM em 2005 e atualizado em 2008.

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PROTOCOLO PARA ESTERILIZAÇÃO E DESINFECÇÃODE ARTIGOS HOSPITALARES - SCIH

A variedade de materiais utilizados nos estabelecimentos de saúde pode classificar segundo riscos potenciais de transmissão de infecções para pacientes em 3 categorias:

• Artigos Críticos – São artigos envolvidos em alto risco de aquisição de infecção se contaminados com quaisquer microorganismos, incluindo os esporos bacterianos e toxinas. Penetram em tecidos estéreis ou no sistema vascular, devendo ser esterilizados para o uso. Ex: agulhas, cateteres intravenosos, materiais de implante etc.

• Artigos semi-críticos – São os artigos que entram em contato com membranas mucosas íntegras colonizadas ou pele lesada. A membrana mucosa geralmente é resistente aos esporos mais comuns, porém são susceptíveis as infecções por bactérias, micobactérias e alguns vírus. Os artigos semi- críticos requerem desinfecção de médio e alto nível ou esterilização. Ex: cânula endotraqueal, equipamento respiratório, espéculo vaginal, sonda nasoenteral.

• Artigos não críticos – São artigos que entram em contato com pele íntegra, mas não com mucosas. A pele íntegra é uma barreira efetiva a muitos microorganismos. Estes artigos apresentam baixo risco intrínseco pela sua utilização. Entretanto, podem servir como fonte de contaminação das mãos dos profissionais, que por sua vez, podem carrear o microorganismo para outros pacientes. Os artigos não críticos requerem limpeza ou desinfecção de baixo ou médio nível, dependendo do uso a que se destinam ou do último uso realizado. Ex: termômetro, materiais usados em banho de leito como bacias, cuba rim, estetoscópio, roupas de cama do paciente.

Processos de desinfecção de materiais: Limpeza – Poderá ser realizada:

• Fricção mecânica utilizando água e sabão, auxiliada por escova plástica e preferencialmente descartável.

• Desinfecção por meio químico líquido: seleção de produtos químicos para desinfecção em estabelecimentos de saúde.

Na seleção de desinfetantes devem ser levados em consideração as seguintes possibilidades de uso: superfícies, equipamentos e ambientes.

Álcool etílico - tem atividade germicida, menor custo e pouca toxicidade, o

que o torna amplamente utilizado como desinfetante hospitalar. O álcool etílico (70%) tem maior poder germicida que o álcool isopropílico (92%). Mecanismo de ação: desnaturação de proteínas. Tem atividade contra bactérias, vírus e fungos. Na desinfecção de intermediário/médio nível de artigos e superfícies, são recomendadas 3 aplicações intercaladas com a secagem natural. Em necessidade de imersão, o tempo de aplicação é de 10 minutos.

Os artigos e superfícies que podem ser submetidos são: • ampolas e vidros • termômetro retal e oral

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• estetoscópio • otoscópio ( cabos e cones ) • laringoscópio (cabos e lâminas sem lâmpada) • superfícies externas de equipamentos metálicos • partes metálicas de incubadoras • macas, camas, colchões e mesas de exames • pratos de balança • equipamentos metálicos de cozinha, bebedouros, lactário e área de

alimentação • bancadas

Não é recomendado para borrachas, plásticos e cimento de lentes. Para o uso, imergir ou friccionar em sentido unidirecional do produto na

superfície do artigo, deixar secar sozinho e repetir 3x o procedimento, até completar o tempo de ação. Pode ser usado na desinfecção concorrente (entre cirurgias, entre exames, após o uso de trocas de fraldas).

Glutaraldeído – é o agente mais utilizado na desinfecção, na concentração

de 2% e por período de exposição de 30 minutos. Não danifica metais, borracha, lentes e outros materiais, podendo ser utilizado na desinfecção de endoscópios e aparelhos com lentes. O uso mais difundido do glutaraldeído é na desinfecção de artigos semicríticos e instrumentos sensíveis ao calor. Não deve ser usado na limpeza de superfícies pelo teor tóxico e fator econômico. O enxágüe do material deve ser abundante, em água corrente potável. O funcionário para manipulá-lo, deverá usar luvas de borracha, óculos e máscara contra gases, avental e touca impermeáveis

A manipulação do glutaraldeído deve ser feita em capela com exaustão ou em ambiente bem ventilado (>15 trocas de ar por hora).

Mecanismo de ação: alquilação dos radicais sulfidril, hidroxil, carboxil e amino das proteínas. Tem atividade bactericida, viruscida, fungicida e esporicida.

Este agente atua na presença de matéria orgânica. Hipoclorito de Sódio – O hipoclorito está indicado para desinfecção e

descontaminação de superfícies e de artigos plásticos e borracha como máscaras de inalação, nebulizadores, cânulas de Guedel, banheiras infantis e outros. Também é utilizado em superfícies de áreas como lavanderia, lactário, copa, cozinha, banheiras de hidromassagem, balcões de laboratório, banco de sangue, pisos, berços e incubadoras de acrílico, cadeiras de áreas especiais e caixa de água. Deve-se ressaltar que na manipulação de compostos clorados é necessário o uso de EPIs (devido a toxicidade). As soluções devem estar estocadas em lugares fechados, frescos, escuros (fracos opacos). Tem atividade contra bactérias, micobactérias, fungos, vírus e esporos.

Recomendações de uso: O uso deste produto é limitado pela presença de matéria orgânica,

capacidade corrosiva (não utilizar em metais e mármore) e descolorante; Os artigos submetidos até a concentração de 0,02% não necessitam de

enxágüe; Tempo de exposição: Superfície contaminada e respingos de sangue – 10 minutos com 1% (10 000

ppm) de cloro ativo. Superfície limpa – 10 minutos com 0,025% (250 ppm) de cloro ativo

49

Desinfecção de lactários, cozinhas, depósitos de água, bebedouros e outros – 0,02% de cloro ativo por 60 minutos.

Ácido peracético 0,2% – desinfetante de alto nível para artigos

termossensíveis, tem baixa toxicidade, mas é corrosivo para artigos que contenham aço, bronze, latão e ferro galvanizado. Tem atividade contra bactérias, micobactérias, fungos, vírus e esporos.

O artigo deve ser imerso na solução por 10 minutos, enxaguado abundantemente com água potável e seco com compressa limpa ou ar comprimido.

Quarternários de amônia – atuam através da inativação de enzimas,

desnaturação de proteínas celulares e ruptura das membranas celulares. Geralmente são usados em combinação com outros desinfetantes, sozinhos não tem ação contra micobactérias. São usados para desinfecção de baixo nível por período de 30 minutos, em superfícies, equipamentos e áreas onde são manipulados alimentos.

Formaldeído Líquido – seu uso como desinfetante foi abandonado.

Esterilização Vapor saturado sob pressão (autoclaves) É o processo mais seguro, eficiente, rápido e econômico. Observar relação entre a temperatura e o tempo de exposição para os ciclos

de esterilização e a variação dos tempos de esterilização conforme o tipo de autoclave. Tipo autoclave Tempo

penetração +

Tempo

esterilização +

Intervalo

confiança =

Tempo

exposição

Autoclave gravitacional

Embalados 121oC 12 12 6 30 min.

Embalados 133oC 12 2 1 15 min.

Não embalados 133oC (metal

e vidro)

- 2 1 3 min.

Não embalados 133oC

(borracha)

7 2 1 10 min.

Autoclave de Alto Vácuo

Embalados 133oC 1 2 1 4 min.

Calor seco (estufas elétricas) Este processo deve restringir-se aos artigos que não possam ser esterilizados

em autoclaves, como é o caso de instrumentos de ferro niquelado que sofrem dano pela umidade ou quando são impermeáveis, caso de vaselina, óleos e pós. O MS recomenda:

50

Pós (100g): 160oC por 120 min. Óleos: 160oC por 120 min. Metais: 160oC por 120 min. ou 170o C por 60 min. Glutaraldeído a 2% O período de exposição deve ser de 8 a 12 horas. É associado a uma solução

antioxidante para não remover o cimento das lentes. Usar por imersão completa, em recipiente fechado. Enxaguar em água destilada esterilizada. É recomendada a secagem com compressas estéreis e uso imediato. As pessoas que realizam o procedimento devem estar paramentadas com luvas, máscara, avental esterilizado e gorro.

É indicado para esterilização de artigos críticos termossensíveis, tais como, acrílicos, cateteres, drenos, nylon, teflon, silicone, PVC e laringoscópios.

Óxido de etileno – atua através da alquilação das cadeias protéicas

microbianas. É um gás inflamável, explosivo e carcinogênico. O óxido de etileno é misturado com gases inertes, para diminuir o risco de combustão: diclorofluormetano (freon), dióxido de carbono (CO2). Na temperatura e pressão ambiente, apresenta-se como um gás incolor muito reativo, com odor semelhante éter. Indicado para materiais termossensíveis, como por exemplo: endoscópios, materiais plásticos, equipos e cateteres, materiais de borracha (luvas cirúrgicas, cânulas endotraqueais), instrumentos e equipamentos (bisturi, enxertos e acrílicos).

Processo de Esterilização: Tempo de exposição: 3 a 4hs com temperatura de 50 a 60ºC e concentração

do gás de 450mg/L. Embalagem: papel grau cirúrgico combinado com filme plástico de

polipropileno mais poliester ou polietileno. Estocagem: usado para materiais que poderão ficar estocados por 1 ano em

condições ambientais adequados. Ao final do processo, os materias devem ser aerados. A aeração é a remoção

do óxido de etileno; onde existem 2 tipos de aeração: 1 – aeração mecânica ou forçada: ocorre dentro de câmara de esterilização,

após o ciclo, por 5 horas. 2 – aeração ambiental: área fechada, com sistema de ventilação e exaustão,

exigida pela Portaria Interministerial nº4, por 12 horas a 25oC. Esterilizadores por peróxido de hidrogênio na forma gás-plasma É gerado do vapor do peróxido de hidrogênio em uma câmara de vácuo, pela

aplicação de ondas de rádio, resultando em radicais livres reativos que matam os microorganismos, incluindo os esporos. Não gera produtos tóxicos e assim não precisa de aeração. Não é corrosivo para metais e lentes. Desvantagens: baixa difusibilidade, usar somente em artigos com lúmen maior que 3mm. de diâmetro e até 30cm. de comprimento; inativação quando em contato com celulose – não usar embalagens como tecido, papel grau cirúrgico e similares.

Fluxograma do processo de artigos em unidades de saúde Limpeza, desinfecção e esterilização no atendimento médico/enfermagem

51

Desinfecção da máscara de aerossol - Após o uso, colocar em balde seco; - Lavar as máscaras com água e sabão (limpeza mecânica); - Secar; - Colocar em solução de glutaraldeído a 2%, por 30 minutos. As

máscaras também podem ser desinfetadas com solução de hipoclorito de sódio 1%, 30 minutos (dar preferencia ao glutaraldeído);

- Enxaguar abundantemente em água corrente, sem jogá-las dentro da pia, que é contaminada;

- Secar as máscaras em campo limpo ou com ar comprimido; - Armazenar em recipiente fechado e desinfetado. - Extensão das máscaras – lavar com água e sabão, 1 vez por semana.

Carrinho de curativo e almotolias:

- Carrinho de curativo: - Retirar a matéria orgânica com pano ou toalhas de papel; - Lavar com água e sabão; - Secar; - Friccionar 3 vezes, com álcool a 70%. - Obs: limpar o carrinho no mínimo uma vez por dia ou sempre que

necessário. - Almotolias: - Desinfecção: lavar com água e sabão; - Enxaguar em água corrente; - Secar; - Colocar em solução de hipoclorito de sódio a 1% por 30 minutos. - Enxaguar em água corrente e secar

Todo material estéril deve ser armazenado em local fechado, livre de poeira e

umidade. A validade da esterilização depende das condições de armazenamento. Como medida de segurança, recomendamos até 7 dias de armazenamento.

Sondas, Cânulas de Guedel, Ambú, Laringoscópio e Fio guia Sonda de Nelaton – Imergir em solução de detergente enzimático; lavar com

água e sabão/ secar. Embalar em papel grau cirúrgico ou crepado; Esterilizar em autoclave por 15 minutos a 121ºC.

Cânula de Guedel e máscara de ambú – Lavar com água e sabão/

Enxaguar/ secar; imergir em solução de glutaraldeído a 2%, por 30 minutos ou friccionar 3 vezes com álcool a 70%. Enxaguar/ secar/ armazenar.

Lâmina de Laringoscópio – Após o uso lavar com água e sabão ( inclusive a lâmpada);

Enxaguar/secar; Imergir em solução de glutaraldeído a 2% por 30 minutos ou friccionar 3

vezes com álcool a 70%. Enxaguar/ secar/ armazenar. O cabo deve ser envolvido com microfilme plástico; após o uso realizar

limpeza com álcool a 70%.

52

Fio guia – Lavar com água e sabão/ enxaguar/secar; embalar em papel de

grau cirúrgico ou crepado /Esterilizar em autoclave/ armazenar. Não desinfetar os artigos quando puder esterilizá-los. Esterilizar é a melhor

conduta. Usar sempre Equipamentos de Proteção Individual (EPIs) quando for

trabalhar na limpeza, lavagem, desinfecção e esterilização de artigos. Prazo de validade da esterilização É o prazo de segurança no qual o conteúdo do pacote mantém sua condição

de esterilização. Validade Autoclave: Papel crepado – 60 dias Grau cirúrgico – 1 ano Tecido – 7 dias Validade – estufa: Caixas de inox – 7 dias

53

Topografia da cirurgia

Cirurgias com benefício comprovado de profilaxia

Esquemas propostos

Cirurgias cardíacas

Todas Implante marca passo e desfibrilador

Cefazolina 1g EV dose única ou 8/8h por < 48h Cefuroxima 1,5g EV dose única ou 12/12h < 48h

Cirurgias torácicas

Lobectomia, Pneumectomia, Pleuroscopia terapêutica Decorticação pulmonar

Cefazolina 1g EV dose única ou 8/8h por < 48h Cefuroxima 1,5g EV dose única ou 12/12h < 48h

Reconstrução da aorta abdominal Incisão na virilha para ponte de safena Inserção de prótese ou equivalente Safenectomia

Cefazolina 1g EV dose única ou 8/8h por < 48h Cefuroxima 1,5g EV dose única ou 12/12h < 48h

Cirurgias vasculares

Amputação de extremidade inferior por isquemia

Cefoxitina 1gEV

Cirurgia hérnia inguinal

em obesos, diabéticos, extremos idade ou colocação de tela

Cefazolina 1g EV dose única

Cirurgia gastroduodenal (inclusive percutânea) em pac alto risco (obesidade, obstrução, redução acidez gástrica ou da motilidade GI, sangramento). Cirurgia biliar (inclusive laparoscopia) em pac. alto risco (>60 anos, colecistite aguda, cirurgia biliar prévia, vesícula não funcionante, icterícia obstrutiva ou cálculo no ducto comum).

Cefazolina 1g EV dose única ou 8/8h por < 48h Cefuroxima ou cefoxitina 1,5g EV dose única ou 12/12h < 48h Ampicilina+sulbactam 3,0g EV dose única (hepáticas)

Cirurgias de esôfago Cefoxitina 1g EV e 4/4hs até final cirurgia (<24h)

Colangiopancreatografia com obstrução

Ciprofloxacina 500mg a 1g VO duas horas antes

Cirurgia gastrointestinal, biliar e hepática

Em vigência de colangite = antibioticoterapia

Ampicilina+sulbactam ou Piperacilina+tazobactam

Cirurgias coloretais Trauma abdominal penetrante Apendicetomia (não perfurada e sem gangrena)

Esquema oral no dia anterior (opcional) Cefoxitina 1-2g EV dose única e 4/4h até final cirurgia Cefazolina (1-2g) + metronidazol (500mg) EV dose única ou 8/8h por 24-48h Ampicilina +sulbactam 3g EV dose única

Cirurgia coloretal

Apendicectomia perfurada ou com gangrena = antibioticoterapia

Cobertura enterobactérias e anaeróbios por 5-7dias (mesmas drogas dos esquemas acima ou gentamicina + metronidazol ou

Protocolo de antibioticoprofilaxia cirúrgica no HUJM

54

clindamicina) Cirurgia de cabeça e pescoço

Cirurgias de grande porte com penetração pela cavidade oral ou orofaringe

Cefazolina 1g EV dose única ou 8/8h por < 48h

Derivação ventrículo-peritonial

SMX+TMP 800+160 EV no pré-op.+ 3 doses 12/12h

Craniotomia Cefazolina 1g EV dose única

Neurocirurgia

Cirurgias com acesso por seios paranasais, naso/orofaringe

Clindamicina 900mg dose única Amoxacilina+clavulanato 1,2g EV dose única Cefuroxina (1,5g) + metronidazol (0,5g) EV dose única

Artroplastia (convencional ou por artroscopia)

Cefazolina 1-2g EV dose única

Prótese articular Cefazolina 2g EV dose única Redução cruenta de fraturas e fratura com fixação interna

Cefazolina 1-2g EV no pré-op.+3 doses de 1g EV 8/8h Ceftriaxona 2g EV em dose única

Amputação membros inferiores Cefazolina ou Cefoxitina 1-2g EV dose única (ou 24h)

Cirurgia ortopédica

Fraturas múltiplas = antibioticoterapia

Cefazolina 1-2g EV no pré-op. e 1g EV 8/8h 7-10dias

Prostatectomia Cefazolina 1-2g EV dose única Ciprofloxacina 400mg EV ou 500mg VO dose única

Biópsia prostática transretal Cefoxitina 1-2g EV dose única ou Ciprofloxacina 500mg VO 12h antes, 500mg no início do procedimento e após 12h.

Cistoscopia em pacientes com tumor de próstata

Ciprofloxacina 400mg EV dose única

Cirurgia urológica

Procedimentos urológicos com urina infectada = tratamento da ITU antes da cirurgia Histerectomia abdominal e vaginal Cefazolina 1g

EV dose única ou + 2 doses 8/8h Cefoxitina (1-2g) ou Cefuroxima (1,5g) em dose única

Cesariana de alto risco (bolsa rota ou trabalho parto e quando emergência)

Cefazolina 1g EV no clampeamento + 2 doses 8/8h

Abortamento Cefazolina 1g EV dose única

Ginecologia e Obstetrícia

Perineoplastia, retocele, cistocele Cefazolina 1g EV dose única

Gineco-oncologia

Mastectomia radical com esvaziamento ganglionar Cefazolina 1g EV dose única

55

Cirurgia plástica Com colocação de prótese Cefazolina 1g EV dose única

A profilaxia antibiótica é desnecessária em parto vaginal normal, laparotomia, lise de bridas e esplenectomia sem penetração em trato gastrointestinal; amigdalectomia, adenoidectomia e rinoplastia, orquiectomia e varicocelectomia. Nos pacientes alérgicos a cefalosporinas e quando for necessária a cobertura para estafilococos, substituí-la por clindamicina (600mg EV 6/6h) ou SMX+TMP (800mg+160mg EV 8/8h)

56

Protocolo para prevenção das infecções hospitalares mais freqüentes

Infecção Hospitalar do Trato Urinário

A infecção do trato urinário (ITU) está entre as doenças infecciosas mais

comuns na prática clínica. Os agentes etiológicos mais comuns nas infecções do

trato urinário adquiridas no ambiente hospitalar são: Escherichia coli (25%) é o

principal agente isolado nas bacteriúrias hospitalares, seguido de Pseudomonas

aeruginosa (11%), Klebsiella pneumoniae (7%), Enterobacter spp.,Morganella

morganii, Proteus mirabilis (5%), Staphylococcus coagulase negativa (4%)

Staphylococcus aureus (11%) Enterococcus spp e Candida spp (2%). No entanto,

existem variações na freqüência desses isolados conforme cada serviço/área do

hospital e entre as diferentes instituições hospitalares.

Epidemiologia

Os riscos aumentam de 2 a 16% para cada 10 dias de permanência do

cateter vesical em sistema de drenagem vesical fechado. Em 15 dias este risco pode

chegar a 50% e em 30 dias pode chegar a aproximadamente 100%, mesmo

utilizando o sistema de drenagem fechado; nos caso de sistema de drenagem aberta

esse valor pode alcançado em apenas 4 dias. Entre os pacientes com bacteriúria, 20

a 30% desenvolverão sintomas de ITU. A maioria das ITUs é assintomática e se

resolve com a retirada do cateter.

Principais Pontos de entrada de microorganismo no sistema de drenagem No canal uretral, no local de inserção do cateter.

Conexão cateter/ sistema de drenagem.

Bolsa coletora.

Cateter Vesical É um canal permanentemente aberto para migração bacteriana, pelo lúmen

ou pela superfície externa. O cateter distende a uretra e bloqueia os ductos das

glândulas periuretrais favorecendo a penetração dos germes. O balão de retenção

não permite o esvaziamento completo da bexiga, mantendo a urina residual. A

colonização (aderência) bacteriana no cateter é comum.

57

O seguimento distal da uretra é colonizado por microbiota semelhante à da

vagina. O cateterismo pode deslocar estes germes para a uretra proximal e bexiga,

que deveriam manter-se estéreis.

Cerca de 70% dos episódios de bacteremia em pessoas do sexo feminino e

de 20 a 30% do masculino, com sonda vesical, ocorrem por migração das bactérias

para a bexiga através do meato periuretral que circunda o cateter. As mãos dos

profissionais de saúde podem ser responsáveis pela colonização do trato urinário

por Citrobacter freundii, Serratia spp., Pseudomonas spp e outros bacilos gram-

negativos.

A partir de 24hs de instalação do cateter pode-se verificar a colonização do

cateter (biofilme). Mesmo após a remoção do cateter, nas 24hs seguintes,

permanece o risco de bacteriúria pela possibilidade de colonização. Não há

necessidade de troca de cateter vesical para coleta de urocultura na suspeita de

ITU.

Indicação do Cateterismo Vesical Contínuo

• Obstrução do trato urinário

• Cirurgias urológicas e outras cirurgias de estruturas contíguas;

• Em casos de necessidade de um controle rigoroso do débito urinário.

58

P

u

h

a

d

4

c

p

N

S

v

5

Recomendações para a Prevenção de Infecção do Trato Urinário • Lavar as mãos antes e após o manuseio do sistema coletor

• Utilização criteriosa da sondagem vesical com manutenção do sistema de drenagem

fechado.

• Diminuir o tempo de utilização do cateter.

• Usar, exclusivamente, sistema coletor fechado.

• Usar luvas quando do manuseio dos cateteres e do sistema

• Prevenir o refluxo da urina através do cateter, usando, preferencialmente, sistema

com válvula anti-refluxo

• Evitar que o sistema coletor de urina toque no chão

• Utilizar critérios rigorosos para indicação da cateterização vesical; retirar o cateter o

mais precocemente possível

• Treinar a equipe profissional para inserção do cateter

• Manter o meato uretral limpo, destacando-se a higiene perineal

• Usar fralda descartável, especialmente em mulheres e usar condons em homens,

como alternativa à cateterização

• Utilizar cateterismo intermitente, especialmente em pacientes domiciliares.

• Não é recomendada a troca periódica programada do cateteres vesicais.

• Nunca violar o sistema. Caso isto ocorra, todo o sistema deverá ser trocado.

neumonia Hospitalar A pneumonia de origem hospitalar é definida como aquela que aparece após

m período maior ou igual a 48hs da admissão e não está incubada no momento da

ospitalização. Entre as pneumonias, aquelas associadas com ventilação mecânica

través de intubação orotraqueal ou traqueostomia são as mais freqüentes. São

efinidas para pacientes sob ventilação mecânica por um período igual ou superior a

8hs.

Entre as infecções hospitalares, a infecção pulmonar é a que leva a morte

om maior freqüência, com um risco maior nas Unidades de Terapia Intensiva. A

revalência de pneumonias varia entre 10 e 65% com 13 a 55% de casos fatais.

este mesmo tipo de Unidade, dados do National Nosocomial Infections

urveillance (NNIS) mostram uma taxa de infecção respiratória associada à

entilação mecânica de 10 por 1000 procedimentos-dia.

9

De uma maneira geral, os microorganismos podem alcançar o trato

respiratório baixo pela aspiração de secreções da orofaringe, pela inalação de

aerossóis contendo bactérias, pela translocação de microrganismo do trato

gastrointestinal ou pela disseminação hematogência de um foco a distância. Ainda,

para que a infecção respiratória ocorra são necessários outros fatores tais como: a

perda das defesas do hospedeiro, um inóculo suficiente pra alcançar o trato

respiratório ou a presença de um microrganismo altamente virulento.

A maioria das infecções de vias aéreas superiores (IVAS) são autolimitadas e

de etiologia viral, porém aquelas de origem bacteriana exigem tratamento

antimicrobiano. Serão consideradas IVAS as infecções da laringe, nasofaringe,

nariz, seios paranasais e do ouvido médio.

Vários critérios utilizados para definição de pneumonia hospitalar foram

propostos. Em geral, incluem a presença de um novo ou progressivo infiltrado

pulmonar, febre, leucocitose e secreção traqueobrônquica purulenta.

Epidemiologia A identificação de uma bactéria patogênica ou potencialmente patogênica não

necessariamente indica seu envolvimento na infecção, pois estes microrganismos

podem também ser detectados em portadores como é o exemplo do Haemophilus

influenzae. Alguns patógenos como Streptococcus pneumoniae, Streptococcus

pyogenes, Haemophilus influenzae, Neisseria meningitidis, enterobacterias e

leveduras como Cândida albicans podem ser componentes transitórios da flora de

orofaringe em indivíduos saudáveis, sem desenvolvimento de doença.

O conhecimento dos fatores de risco para a pneumonia hospitalar é

fundamental para interferir na sua cadeia epidemiológica, estabelecendo um

conjunto de medidas para sua prevenção e controle. Os fatores predisponentes mais

fortemente associados foram a intubação traqueal e a ventilação mecânica que

aumentam de 3 a 21 vezes a probabilidade de pneumonia hospitalar. De 25 a 40%

dos pacientes sob ventilação mecânica por períodos superiores a 48hs,

desenvolvem pneumonia, com alta letalidade.

Prevenção

• As mãos devem ser lavadas: antes e após contato com o paciente intubado ou

traqueostomizado e com suas secreções respiratórias, mesmo que se tenham

sido usadas luvas.

60

• Não realizar rotineiramente culturas de vigilância (secreção traqueal,

equipamentos, etc). A relação entre um microorganismo isolado de secreção

traqueal e o agente etiológico da pneumonia hospitalar apresenta uma

especificidade próxima de 10%.

• Não administrar antimicrobianos rotineiramente para prevenção de

pneumonia.

• Caso não exista contra-indicação, elevar para 30-45º a cabeceira do paciente para diminuir a chance de aspiração do conteúdo gástrico.

• Verificar rotineiramente a posição da sonda enteral

• Antes de manipular o cuff da cânula endotraqueal para sua remoção ou para

ajustar a pressão, aspire adequadamente as secreções acima da região da glote.

• Intubação – deve ser realizada com luvas estéreis, máscaras e óculos de proteção. O avental deve ser utilizado para evitar a possibilidade de sujidade ou

respingos. Evitar a contaminação da cânula antes da introdução na orofaringe. O

fio guia deve ter sido desinfetado ou esterilizado e estar com embalagem

adequada.

• Traqueostomia – deve ser realizada com técnica asséptica na sala de cirurgia,

exceto nos casos de urgência

Quando a cânula de traqueostomia necessitar de troca deverá ser substituída por

outra esterilizada, usando técnicas assépticas com luvas estéreis.

O curativo da traqueostomia deverá ser trocado diariamente ou mais vezes

quando necessário.

• Respiradores em Terapia Intensiva – os circuitos não devem ser trocados em

intervalos inferiores a 48hs. Ainda não existe definição de tempo de troca.

Entretanto, recomendamos a troca a cada 72h na UTI neonatal e a cada sete

dias nas UTIs de adultos, ou a qualquer momento quando apresentar sujidade

visível.

Até o momento, o uso de filtros não mostrou redução na incidência de

pneumonias hospitalares, portanto, não são recomendados.

Equipamentos de Terapia Respiratória – os nebulizadores e umidificadores

devem ser preenchidos imediatamente antes do uso com água estéril. Antes de ser preenchido deve-se desprezar as sobras do reservatório. O frasco de

61

água estéril, depois de aberto, deverá ser utilizado em curto prazo de tempo, pois

se contamina rapidamente.

Os nebulizadores, umidificadores e seus respectivos reservatórios devem ser

trocados pelo menos a cada 24hs.

• Aspiração Orotraqueal – a aspiração deve ser realizada sempre que houver

necessidade e não a intervalos pré-fixados. O calibre da sonda de aspiração

orotraqueal não deve ser superior à metade do diâmetro do calibre da cânula.

- Sonda: para aspiração orotraqueal devem-se usar sondas descartáveis e

esterilizadas que deverão ser desprezadas a cada uso. Portanto, não usar vidros

com água destilada ou soro fisiológico para seu acondicionamento.

Quando houver a necessidade de aspirar a boca do paciente intubado, realizar

este procedimento após a aspiração traqueal, com outra sonda.

Se houver secreção espessa, podendo ocasionar obstrução da cânula, usar água

destilada estéril para fluidificar a secreção.

Os frascos que acondicionam a secreção deverão ser lavados diariamente com solução detergente. As extensões dos aspiradores deverão ser trocados a

cada 24hs.

• Outros Artigos – Após o uso do ressuscitador manual (ambu), da máscara ou

do fio guia é necessário submetê-los à desinfecção de alto nível ou esterilização,

antes de serem usados em outro paciente.

Usar luvas para manipular secreções respiratórias ou objetos contaminados com

secreções respiratórias de qualquer paciente. Trocas as luvas e lavar as mãos

entre cada paciente.

Infecção da Corrente Sangüínea A presença de microrganismos viáveis no sangue do paciente pode levar a

um considerável aumento da morbidade e da mortalidade. Devemos também

lembrar que este fato representa uma das mais importantes complicações do

processo infeccioso, o que torna a hemocultura um exame de significativo valor

preditivo de infecção.

A maioria dos episódios sépticos é de origem hospitalar e, às vezes, resultado

de microrganismos que apresentam grande resistência aos antimicrobianos, com

uma mortalidade bem superior aos episódios que ocorrem na comunidade. A

62

invasão do sangue por microrganismos geralmente ocorre por um dos seguintes

mecanismos:

1 – Penetração a partir de um foco primário de infecção através de vasos linfáticos e

daí até o sangue.

2 – Entrada direta na corrente sangüínea, via agulhas ou outros dispositivos

vasculares, como cateteres.

O principal fator de risco de infecções relacionadas ao acesso vascular é a

duração da cateterização. Apesar da troca periódica dos cateteres vasculares

periféricos ser tradicionalmente considerada como fator importante na redução da

ocorrência dessas infecções, o valor real desta prática só está bem estabelecida

para os cateteres periféricos instalados em adultos, que devem ser trocados no

máximo a cada 72hs, não está estabelecida a periodicidade da troca em crianças.

Os maiores riscos de infecção estão relacionados aos cateteres inseridos por

flebotomia, os de hemodiálise, os de múltiplos lumens e o cateter umbilical e PICC.

Apresentam risco intermediário os demais cateteres venosos centrais, de Swan-

Ganz, arteriais e periféricos. Os menores riscos estão relacionados à agulha de aço

e aos cateteres semi-implantáveis e implantáveis.

Infecções do acesso vascular: As infecções relacionadas ao acesso vascular podem ocorrer em menor

número quando comparadas a outros sítios como infecção urinária, pneumonia e

ferida operatória, porém tanto a gravidade quanto a letalidade associadas são

significativamente maiores, esta última atingindo 25 a 50% dos pacientes com o

evento.

São consideradas infecções do acesso vascular:

• Celulite peri-orifício de introdução do cateter através da pele.

• Celulite peri-bolsa dos cateteres implantáveis.

• Infecção do túnel subcutâneo.

• Infecção do segmento intravascular

• Tromboflebite séptica.

As infecções do acesso vascular podem resultar em infecções da corrente

sangüínea e em focos metastáticos para outros órgãos, como por exemplo, pulmão,

globo ocular e válvulas cardíacas. A conexão entre a linha vascular e o sistema de

63

infusão (canhão) é a segunda maior fonte dessas infecções, sendo que sua

contaminação se dá pelas mãos da equipe hospitalar quando da conexão/

desconexão do sistema ou do uso indevido de “torneirinhas”.

O diagnóstico da infecção do acesso vascular é estabelecido pela presença

de drenagem purulenta do sítio vascular envolvido ou a existência de um ou mais

sinais flogísticos locais (dor, calor ou eritema) associado à hemocultura. Quando os

sinais flogísticos limitam-se a até 2cm do ponto de inserção do cateter, geralmente

estamos diante de uma infecção peri-orificio. Quando ultrapassam essa distância,

mais comumente indicam infecção do túnel do acesso. No caso de cateteres

implantáveis, pode-se observar eritema, dor, induração e necrose de pele acima do

reservatório ou trajeto do cateter e, eventualmente, secreção purulenta no tecido

celular subcutâneo ao redor do cateter, que pode ser aspirado com agulha ou sofrer

drenagem espontânea.

Em pacientes com cateterização prolongada deve-se suspeitar de infecção da

corrente sangüínea quando surgem, sem outra explicação, febre, calafrios,

hipotensão, choque, falência respiratória, hiperventilação, dor abdominal, vômitos,

diarréia, confusão mental ou convulsões. A infecção pode estar associada à

contaminação do cateter, do canhão ou do infundido.

Epidemiologia

As bactérias são os agentes mais comumente associados com as infecções

do acesso vascular, em especial os cocos Gram-positivos. Os estafilococos são

responsáveis por 50 a 75% dessas infecções, sendo que somente os estafilococos

coagulase-negativos, particularmente o S. epidermidis, estão implicados em, pelo

menos, um terço dos casos. Isto ocorre devido ao seu habitat na pele e a sua

grande capacidade de adesão a cateteres plásticos.

Os bacilos Gram-negativos estão associados a 25 a 40% destas infecções e

estão relacionados, principalmente, à contaminação de infundidos, devido a sua

capacidade de multiplicação em temperatura ambiente.

Prevenção Inserção de cateteres Para inserção de cateteres periféricos está indicada a limpeza da pele, sempre que

houver sujidade seguida da anti-sepsia local com álcool a 70%. Deve-se aguardar o

tempo de ação do anti-séptico utilizado, antes de inserir o dispositivo intravascular.

64

Para os demais cateteres, após a limpeza da pele, indica-se a anti-sepsia local com

solução alcoólica de anti-sépticos a base de polivinilpirrolidona iodo a 10% ou

clorhexidina a 0,5%.

Escolha do Material, Lúmen e Sítio de Inserção do Cateter: Selecionar o cateter, técnica de inserção e sítio com menor risco de complicações

(infecciosas ou não) para o tipo e a duração da terapia venosa prevista.

Cateteres Periféricos:

• Preferir extremidades superiores às inferiores para inserção de cateteres

periféricos

• Preferir cateteres tipo PICC (cateter central de inserção periférica) quando a

duração da terapia intravenosa prevista exceder 14 dias.

Cateteres Centrais:

• Preferir os cateteres de teflon ou poliuretano pois são os menos associados a

complicações infecciosas do que aqueles feitos de PVC ou polietileno.

• Usar cateteres venosos centrais (CVC) com menor número de lumens

necessários para terapia venosa.

• Em pacientes adultos, preferir em subclávia ou jugular interna antes de femural,

pois estes últimos são associados com maior risco de infecção. Em crianças,

estudos demonstram que os cateteres femurais oferecem menos complicações

mecânicas e taxas de infecção equivalentes aos não femurais.

• Em hemodiálise preferir jugular interna e femural à subclávia a fim de evitar

estenose venosa.

• Em pacientes que necessitam de diálise por tempo prolongado utilizar cateter

com cuff. Optar por fístula ao invés de cateter.

• Evitar incisão cirúrgica (flebotomia) como forma de colocação de cateter central,

tanto arterial quanto venosa.

• Para administração de nutrição parenteral destinar uma via de cateter exclusiva.

Manutenção e Troca do Cateter Não existem regras definidas para a periodicidade de trocas dos cateteres venosos

centrais.

Cateteres inseridos por flebotomia apresentam risco crescente de complicações

infecciosas após o quinto dia de instalação e sua troca deve ser recomendada

após este prazo.

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• Remover Prontamente qualquer cateter intravascular quando este não se fizer

essencial para a assistência do paciente.

• Não trocar rotineiramente CVCs, PICCs e cateteres de hemodiálise com o

objetivo de reduzir infecções.

• Cateteres arteriais pulmonares (Swan Ganz) devem ser retirados em 7 dias.

• Quando o cateter for instalado em situação de emergência, em que não foi

observada técnica asséptica, substituí-lo em 48hs.

• Substituir o cateter venoso central de curta duração quando se observar

secreção purulenta no sítio de inserção.

• Em pessoas com rede venosa precária e em pediatria deve-se evitar a troca

sistemática priorizando a manutenção do acesso.

• Cateteres venosos periféricos (abocath): trocar sítio de inserção a cada 96hs em adultos. Em crianças priorizar a manutenção do acesso vascular até

completar a terapia intravenosa.

• Cateteres arteriais periféricos (PAM): trocar sítio de inserção a cada 120 horas (5

dias) em adultos.

• Transdutores de pressão devem ser trocados a cada 72 horas substituindo todo

o sistema de infusão. Ao acessar o sistema, desinfetar o diafragma de acesso

com álcool a 70%.

• Cateteres periféricos usados para administrar sangue e hemoderivados ou

soluções lipídicas devem ser trocados em até 24 hs.

Cuidados com Sítio de inserção e tipo de curativo: Cateteres Centrais:

• Idealmente inspecione diariamente o sítio de inserção.

• Lavar as mãos antes a após o contato com o curativo ou dispositivo

intravascular, não utilize antimicrobiano tópico.

• Recomenda-se a troca do curativo sempre que estiver sujo, úmido ou

despregado e quando for necessária a inspeção do sítio.

• Nos curativos com gaze a troca deve ser realizada a cada 24h., após o banho

do paciente, com a aplicação de um anti-séptico local, de preferência a

clorexidina alcoólica a 0,5%.

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• Curativos com filmes semi-permeáveis transparentes estão disponíveis,

facilitando a inspeção do sítio e permitindo a ampliação do prazo de troca

para 7 dias.

• Considerando as atuais condições do HUJM não recomendamos a

manutenção dos cateteres centrais sem curativo.

Cateteres Periféricos:

• Fazer anti-sepsia local de inserção na colocação e nas trocas de curativo

usando álcool a 70%.

Substituição do Conjunto de Infusão (Equipos, Dânulas e Extensões e Injetores)

• Os equipos, cânulas, extensões e dispositivos injetores sem agulha devem

ser trocados a cada 72horas em todas as áreas do hospital.

• Os equipos utilizados para infusão de sangue e derivados, emulsão de

lipídios e quimioterápicos devem ter trocados a cada 24horas e de uso único.

• Os conjuntos de infusão das soluções de nutrição parenteral total contendo

glicose e aminoácidos devem ser trocados na troca da solução seguindo

rotina da equipe de Suporte Nutricional.

Infecção do Sítio Cirúrgico Classificação das cirurgias segundo o grau de contaminação Limpa: Eletiva, sítio cirúrgico não inflamado ou infectado, sem penetração tratos

respiratório, digestivo, genital e urinário, sem falhas técnicas e sem drenos.

Potencialmente Contaminada: realizada no trato respiratório, gastrointestinal ou

genitourinário sob condições controladas: quebra de técnica ausente ou pequena, sem

sinais de inflamação ou infecção. Penetração em orofaringe ou vagina.

Contaminada: incisão na presença de inflamação, feridas traumáticas penetrantes

recentes (<4h) e feridas cronicamente abertas, quebra importante de técnica ou

transbordamento grosseiro de conteúdo gastro-intestinal, penetração no trato biliar ou

genitourinário na presença de urina ou bile infectada.

Infectada: presença de secreção purulenta, feridas traumáticas antigas (com tecido

desvitalizado ou clinicamente infectado), perfuração de víscera: com exposição >3h para

estômago ou duodeno e < se envolver víscera contaminada (esôfago, colon), trauma

penetrante >4h

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Medidas de Prevenção

Preparo pré-operatório do paciente: Glicemia <200mg

Abstenção de tabaco um mês antes de cirurgias eletivas

Identificar e tratar infecções remotas ao sítio cirúrgico, não realizando procedimentos

eletivos em pacientes com essas infecções

Reduzir o tempo de hospitalização pré-operatório

Não remover os pêlos, exceto ao redor da incisão e quando interferir com o ato cirúrgico

Quando a tricotomia estiver indicada, deve ser realizada imediatamente antes do ato

cirúrgico e preferir-se o uso de tricotomizadores ao emprego de lâminas

Lavagem com água e sabão na área da incisão para remover contaminação grosseira

Aplicar antisséptico (álccol a 70-90%, clorexidina aquosa a 2-4% ou alcoólica a 0,5%,

iodóforos a 10%) em movimentos circulares centrífugos, a partir do local da incisão principal

e secundária (drenos)

Antissepsia pré-operatória da equipe

O preparo das mãos da equipe deve ser iniciado com a limpeza de cada leito subungueal,

se estender até os cotovelos e durar de 3 a 5 minutos, com emprego de antisséptico

adequado. Após sua realização, as mãos devem ser mantidas para cima, com os cotovelos

flexionados para que a água escoe sem atingir as mãos. Secar com toalha estéril.

Antibioticoprofilaxia Selecionar o antibiótico baseado em sua eficácia contra os microorganismos associados à

infecção no sítio relacionado ao procedimento cirúrgico

Administrar o antibiótico por via EV, iniciando idealmente 30 minutos antes da cirurgia

(nunca mais do que 2h antes) – o que geralmente coincide com a indução anestésica

Em cesarianas administrar imediatamente após o clampeamento do cordão umbilical

Recomenda-se não estender a profilaxia no período pós-operatório

Não esquecer de aplicar doses extras do antibiótico quando a cirurgia ultrapassar a meia

vida da droga e se houver perda sanguínea excessiva

Limpeza e desinfecção de superícies fixas Aplicar desinfetante antes de um novo procedimento para a descontaminação de

superfícies fixas ou equipamentos que tiverem contato com sangue ou secreções durante a

cirurgia.

Aplicar desinfetante no piso diariamente, após o último procedimento

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Não há necessidade de condutas especiais após procedimentos contaminados ou

infectados

Paramentação cirúrgica Trocar quando visivelmente suja com sangue ou outro fluido corpóreo potencialmente

infectante

A máscara deve encobrir totalmente a boca e o nariz e deve ser usada ao entrar na sala

cirúrgica se o instrumental estiver exposto ou a cirurgia em andamento

Todo o cabelo e a barba devem estar cobertos

Não utilizar propés com a finalidade exclusiva de prevenir infecção de sítio cirúrgico

Os materiais empregados na confecção dos aventais e campos cirúrgicos devem assegurar

barreira efetiva, mesmo quando umedecidos.

Cuidados com a incisão cirúrgica no pós-operatório Proteger a incisão fechada com curativo estéril por 24-48h, assegurando que permaneça

seco e não seja removido durante o banho

Lavar as mãos com antisséptico antes e depois da realização de curativo ou ao tocar a

incisão

A equipe de anestesia deve aderir às práticas recomendadas para o controle de infecção

durante a cirurgia

Qualquer que seja o procedimento o profissional de saúde deve obedecer às Medidas de Precaução Padrão Prevenção de acidentes com instrumentais pérfuro-cortantes

• Todos os instrumentos de corte ou ponta devem ser manipulados com extremo cuidado.

• As agulhas nunca devem ser reencapadas e nem desconectadas das seringas

descartáveis.

• As agulhas (em conjunto com as seringas) e lâminas de bisturi devem ser desprezadas

em recipientes resistentes (caixas de papelão impermeáveis, latas de mantimento, etc.)

lacradas e enviadas para incineração.

• Nunca transporte a seringa diretamente na mão ou com a agulha exposta.

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Uso obrigatório de máscara e óculos de proteção

Na realização de procedimentos com risco de contaminação de mucosas do nariz, boca e

olhos com sangue ou fluidos corpóreos.

Uso obrigatório de avental Usar avental limpo, não estéril, para proteger roupas e superfícies corporais sempre que

houver possibilidade de ocorrer contaminação por líquidos corporais e sangue.

Escolher o avental apropriado (inclusive impermeável) para atividade e a quantidade de

fluido ou sangue encontrado.

A retirada do avental deve ser feita o mais breve possível com posterior lavagem das mãos.

Descartar o avental em local apropriado

Uso obrigatório de luvas

• Ao contato com sangue e fluidos corporais (fezes, urina, secreções, materiais de

drenagem e quaisquer outros materiais orgânicos), membranas mucosas, pele não

integra . Para a troca de fraldas de crianças, é necessária a utilização de luvas apenas

quando há suspeita de sangue ou presença de diarréia de moderada ou grande

quantidade. Existindo o contato das mãos com fezes ou urina é obrigatória a lavagem

com água e sabão.

• Na manipulação de instrumentos ou superfícies contaminadas com sangue e fluidos

corporais.

• Na venopunção e demais procedimentos para o acesso vascular.

• Em caso contato com qualquer item contaminado.

• Mudar de luvas entre duas tarefas e entre procedimentos no mesmo paciente.

• Retirar e descartar as luvas depois do uso, entre um paciente e outro e antes de tocar

itens não contaminados e superfícies ambientais. A lavagem das mãos após a retirada

das luvas é obrigatória.

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PNEUMONIA NOSOCOMIAL DO ADULTO

Definição

Pneumonia hospitalar ou nosocomial, é a infecção do parênquima pulmonar que não estava presente. Das infecções hospitalares, vem assumindo a maior causa de óbito (em torno de 30-50%). Em relação ao tempo, é aquela que ocorre 72 horas após internação.

Pneumonia associada à ventilação mecânica (PAVM), é aquela que se desenvolve entre 48 a 72 horas após à intubação orotraqueal. Muitos autores promovem uma intercambialidade entre os termos pneumonia nosocomial e pneumonia associada à ventilação mecânica. Etiologia das Pneumonias nosocomiais

Pneumonia de início precoce < 5 dias Pneumonia de início tardio > ou = 5 dias Streptococcus pneumoniae Pseudomonas aeruginosa Haemophilus influenzae Acinetobacter baumannii Bactérias anaeróbias Klebsiella pneumoniae Vírus (raro) Enterobacter spp, Staphylococcus

aureus, Legionella pneumophila, Fungos

Fatores de risco para Pneumonia nosocomial

◊ Idade > 70 anos. ◊ Pneumopatia crônica (DPOC, Bronquiectasia). ◊ Depressão do nível de consciência. ◊ Aspiração. ◊ Cirurgia torácica ou abdominal. ◊ Hospitalização prolongada. ◊ Presença de um monitor de pressão intacraniana, ou sonda

nasogástrica. ◊ Dieta enteral. ◊ Uso de bloqueador de H2, ou antiácidos. ◊ Uso prévio de antibióticos, especialmente as cefalosporinas de 3ª

geração. ◊ Não lavagem das mãos durante o exame entre 02 pacientes. ◊ Doença neuro-muscular. ◊ Intubação orotraqueal (principalmente se realizada sem cuidados). ◊ Uso de sedativos em doses altas. ◊ Ventilação mecânica.

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Diagnostico de Pneumonia nosocomial

Lavado Broncoalveolar (LBA), com valor > 104 UFC (cultura quantitativa, encerra presença de algum microrganismo bacteriano).

Escovado Broncoscópico Protegido (EBP), com valor > 103 UFC. Aspirado Traqueal, com valor > 106 UFC.

Quadro clínico

O quadro clínico, pode não ser tão florido como o da PN comunitária. Muitos dos pacientes, podem ser idosos ou aqueles que apresentam doenças debilitantes, ou podem estar imunodeprimidos. Geralmente apresentam, (1) Febre, (2) Leucocitose, (3) purulência do escarro ou da secreção traqueal, (4) um novo infiltrado à radiografia, ou piora do já existente.

Diretrizes para escolha do Antimicrobiano adequado

◊ Avaliar a gravidade de pneumonia: Leve/moderada X grave

◊ Presença de fatores de risco para patógenos específicos.

◊ Tempo de início: Tempo < 5 dias versus Tempo > 5 dias.

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Diretrizes para escolha do Antimicrobiano adequado

GRAVIDADE DA

PNEUMONIA HOSPITALAR

LEVE OU GRAVE

MODERADA

FATORES FATORES DE DE

RISCO RISCO

NÃO SIM NÃO SIM

INÍCIO INÍCIO INÍCIO INÍCIO TARDIO

INÍCIO PRECOCE

OU TARDIOPRECOCE PRECOCE PRECOCE

Amoxicilina/ Clavulanato 1g EV 8/8h ou

Amoxicilina/ Clavulanto 1g EV 8/8h ou

Amoxicilina/ Clavulanato 1g EV 8/8h ou

Cefepime 2g EV 12/12h ou Tazocin 4,5g EV 8/8h

Ampicilina/ Sulbactan 3g EV 6/6h ou

Ampicilina/ Sulbactan 3g EV 6/6h

Cefepime 2g EV 12/12h ou Levofloxacina 500mg/dia Levofloxacina

500mg/dia ou

Cefepime 2g EV 12/12h ou Tazocin 4,5g EV 8/8h

Levofloxacina 500mg/dia

por 7- 10 dias por 7- 10 dias

Observações:. => Ao usarmos o Cefepime ou Tazocin, deverão ser administrados em 2-3 horas. Fonte: American Toracic Society (ATS), Clinical Infectious Diseases (CID), UpToDate 15.1

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