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UNIVERSIDADE ESTADUAL DE SANTA CRUZ PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM GENÉTICA E
BIOLOGIA MOLECULAR
ESTUDOS CITOGENÉTICOS NAS ESPÉCIES DE Phyllomedusa Wagler 1830 (ANURA, HYLIDAE) ENCONTRADAS NO ESTADO DA
BAHIA - BRASIL
ADRIANE BARTH
ILHÉUS – BAHIA – BRASIL
FEVEREIRO DE 2009
ADRIANE BARTH
ESTUDOS CITOGENÉTICOS NAS ESPÉCIES DE Phyllomedusa WAGLER 1830 (ANURA, HYLIDAE) ENCONTRADAS NO ESTADO DA BAHIA - BRASIL
Dissertação apresentada à Universidade Estadual de Santa Cruz, como parte das exigências para obtenção do título de Mestre em Genética e Biologia Molecular.
ILHÉUS – BAHIA – BRASIL
FEVEREIRO DE 2009
ADRIANE BARTH
ESTUDOS CITOGENÉTICOS NAS ESPÉCIES DE Phyllomedusa WAGLER 1830
(ANURA, HYLIDAE) ENCONTRADAS NO ESTADO DA BAHIA - BRASIL
Dissertação apresentada à
Universidade Estadual de Santa Cruz,
como parte das exigências para obtenção
do título de Mestre em Genética e Biologia
Molecular.
Área de concentração: Citogenética e Evolução de Espécies da Mata Atlântica
APROVADA: 18 DE FEVEREIRO DE 2009
Dra. Luciana Bolsoni Lourenço Dra. Maria Lucia Del Grande
(UNICAMP) (UESB)
Dra. Fernanda Amato Gaiotto Dr. Marco Antônio Costa
(UESC) (UESC – Orientador)
ii
Dedico esta dissertação a minha
família: A minha mãe Olinda
Verlang (in memorian), meu pai
Elidio Barth, minhas irmãs e meu
irmão: Marinês, Marilene,
Euzébio e Liane.
iii
AGRADECIMENTOS
A minha família. Meu pai Elidio pelo incentivo, minhas irmãs e meu irmão: Liane,
Marinês, Marilene e Euzébio pela força, apoio, paciência e compreensão.
Aos meus irmãos do coração: Mary, Juli, Dani, Gabi, Igor, Angela, Américo e Karin.
Amigos que me deram força para enfrentar os desafios diários.
A Jaqueline, primeira pessoa que me deu forças quando eu não conhecia ninguém
em Ilhéus e que se mostrou um grande Ser.
Ao meu amigo “inglês” James pela ajuda.
Aos meus colegas de laboratório pelas trocas de experiências: Vanderly, Tony,
Cinthia, Olivia e Igor.
A minha primeira orientadora. DSc. Marla Piumbini Rocha que me ensinou os
valores de um cientista.
Ao meu orientador DSc. Marco Antonio Costa pela confiança e aprendizado.
Ao meu coorientador DSc. Mirco Solé pelo apoio.
A Luciana, não é a secretários do PPGGBM, é um anjo.
Aos professores que me ajudaram na obtenção do material biológico: DSc. Flora A.
Juncá e DSc. Maria Lúcia Del Grande.
Aos colegas que auxiliaram nas coletas.
Aos professores do programa: em muitos momentos além de mestres, foram pais e
amigos.
iv
A todos os colegas do PPGGBM pelas festas, aprendizado e conquistas.
A “panelinha” de todas as sextas feiras no Inferninho que deram o gás para encarar
a próxima semana: Juli, Américo, Karin, Thyago, Angela, Beth e Dani.
As famílias adotivas que ajudaram nos momentos de saudade: Seu Rosário, D. Jose
e Joseane (pais e irmã da Juli) e Tia Zeli (Mãe da Karin).
Ao Adryell, pelo carinho e dedicação.
v
INDICE
EXTRATO ............................................................................................................................... vii
ABSTRACT .............................................................................................................................. ix
LISTA DE FIGURAS ................................................................................................................ xi
1-INTRODUÇÃO ..................................................................................................................... 1
2-REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................................ 3
2.1- Ordem Anura: importância ambiental ........................................................................... 3
2.2- A família Hylidae e o gênero Phyllomedusa ................................................................. 3
2.3-Declínio da diversidade de anfíbios e conservação ....................................................... 4
2.4-A citogenética e suas aplicações em estudos com anuros ........................................... 6
2.5- Cenário geral da citogenética de anuros .................................................................... 10
3- OBJETIVO ......................................................................................................................... 12
4-MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................................... 13
4.1-Coleta do material biológico ......................................................................................... 13
4.2- Preparação e análise dos cromossomos metafásicos ................................................ 15
4.3-Obtenção dos cromossomos meióticos ....................................................................... 15
4.4- Coloração e Bandeamentos ....................................................................................... 16
4.4.1-Coloração convencional ........................................................................................ 17
4.4.2-Bandeamento Ag-NOR ......................................................................................... 17
4.4.3-Bandeamento C .................................................................................................... 17
4.4.4-Coloração com fluorocromos ................................................................................ 18
4.5-Análise das lâminas ..................................................................................................... 18
vi
5-RESULTADOS ................................................................................................................... 20
5.1 – Phyllomedusa bahiana .............................................................................................. 20
5.2 – Phyllomedusa burmeisteri ......................................................................................... 21
5.3 – Phyllomedusa nordestina .......................................................................................... 24
6-DISCUSSÃO ...................................................................................................................... 30
6.1 – Caracterização cariotípica em Phyllomedusa ........................................................... 30
6.2 – Caracterização da heterocromatina .......................................................................... 32
6.3 – Número e distribuição das NORs .............................................................................. 34
6.4 – Rearranjos cromossômicos nas espécies de Phyllomedusa .................................... 36
7-CONCLUSÕES .................................................................................................................. 38
8-REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................................... 40
vii
EXTRATO BARTH, ADRIANE. Universidade Estadual de Santa Cruz, Ilhéus, fevereiro de 2009.
Estudos citogenéticos nas espécies de Phyllomedusa Wagler 1830 (Anura, Hylidae) encontradas no estado da Bahia. Orientador: Dr. Marco Antônio Costa.
Coorientador: Dr. Mirco Solé.
No Brasil, até o presente, ocorrem 813 espécies de anuros sendo 24 pertencentes
ao gênero Phyllomedusa. Este grupo apresenta uma taxonomia complexa e é
citogeneticamente pouco estudado. Este trabalho objetivou desenvolver um estudo
cariotípico comparativo das espécies de Phyllomedusa encontradas no estado da
Bahia com base em diferentes técnicas de citogenética clássica e molecular.
Amostras das espécies Phyllomedusa rohdei Mertens, P. burmeisteri Boulenger, P.
bahiana Lutz, e P. nordestina Caramaschi, foram coletadas nos municípios de
Ilhéus, Camacan, Ituberá, Vitória da Conquista e Feira de Santana. Os
cromossomos metafásicos foram obtidos a partir de suspensão de células do
intestino e as lâminas tratadas com as técnicas de coloração convencional,
bandeamento C, bandeamento Ag-NOR e coloração por fluorocromos base-
específicos CMA3/DAPI. Todas as espécies analisadas apresentaram 2n=26
cromossomos. A espécie P. rohdei apresentou uma provável deleção no braço longo
de um dos cromossomos do par um, o que o tornou heteromórfico. Nesta espécie, o
estado homomórfico das duas morfologias cromossômicas também foi observado
nas duas populações analisadas. O bandeamento NOR revelou que em P.
burmeisteri e P. bahiana as regiões organizadoras de nucléolos localizam-se
próximas ao centrômero, no braço longo dos cromossomos do par nove. Entretanto,
a banda NOR foi heteromórfica em P. bahiana, devido a uma amplificação deste
segmento em um dos cromossomos. O estado homomórfico de ambos os tipos
cromossômicos também foi observado na população. Em P. rohdei foi encontrada
viii
variação no número e localização das bandas NOR. Foram verificadas de duas a
cinco NORs por indivíduo, localizadas na região terminal e centromérica de
cromossomos metacêntricos ou submetacêntricos. Em um indivíduo a banda NOR
centromérica foi verificada em um dos homólogos do par 8. Em outros, NORs
teloméricas foram verificadas nos cromossomos 11, 12 e 13. Na espécie P.
nordestina a NOR foi observada na região intersticial de dois e três cromossomos
metacêntricos. A análise combinada do bandeamento C com fluorocromos CMA3 e
DAPI revelou que a heterocromatina localizada na região centromérica é rica em
pares de bases GC e a pericentromérica é rica em pares de base AT. Na espécie P.
bahiana observou-se ainda, uma banda heterocromática, localizada na região
intersticial do braço curto do par cinco, possivelmente originada em função de uma
inversão paracêntrica. Nas espécies P. rohdei, P. bahiana e P. burmeisteri,
observou-se um bloco de heterocromatina rica em pares de base GC na região dos
genes de rDNA. As quatro espécies analisadas apresentaram semelhança no
padrão de distribuição de heterocromatina e segmentos cromossômicos ricos em
pares de base AT/GC. A alta variabilidade na distribuição das NORs nos
cromossomos indica um elevado índice de rearranjos estruturais envolvendo estas
regiões. Embora P. burmeisteri e P. bahiana apresentem cariótipos semelhantes, a
diferença estrutural da NOR e a possível inversão paracêntrica encontrada no par
cinco exclusivamente em P. bahiana evidenciam a ocorrência de diferenciação entre
as duas espécies.
Palavras-chave: heteromorfismo, cromossomo, NOR e variabilidade.
ix
ABSTRACT BARTH, ADRIANE. Universidade Estadual de Santa Cruz, Ilhéus, 2009, February. Cytogenetic studies in species of Phyllomedusa Wagler 1830 (Anura, Hylidae) found in the state of Bahia. Advisor: Dr. Marco Antônio Costa. Co-Advisor: Dr.
Mirco Solé.
Currently in Brazil, there are 813 species of frogs with 24 belonging to the genus
Phyllomedusa. The group has a complex taxonomy and is poorly cytogenetically
studied. This study aimed at developing a comparative karyotypic study of species of
Phyllomedusa found in Bahia state based on different techniques of classical and
molecular cytogenetics. Samples of Phyllomedusa rohdei Mertens, P. burmeisteri
Boulenger, P. bahiana Lutz, e P. nordestina Caramaschi, were collected in the
municipalities of Ilhéus, Camacã, Ituberá, Vitória da Conquista and Feira de Santana.
The chromosomes were obtained from intestine cell suspension and the slides
treated with conventional Giemsa staining, C banding, Ag-NOR banding and base-
specific fluorochrome staining (CMA3/DAPI). All species examined had 2n=26
chromosomes. P. rohdei presented a likely deletion in long arm in one of
chromosomes of pair one, which became heteromorphic. In this species, the
homomorphic status of the two chromosome morphologies was also observed in
both populations analyzed. NOR banding revealed that in P. burmeisteri e P. bahiana
nucleoli organizer regions are located near the centromere, in the long arm of the
chromosome pair nine. Meanwhile, the NOR band was heteromorphic in P. bahiana
due to an amplification of this segment in one of the chromosomes. The homomorfic
state in both chromosome types was also observed in the population.In P. rohdei
was found variation in the number and location of NOR bands. Two to five NORs per
individuals were found located in the terminal and centromeric region of metacentric
or submetacentric chromosome. In one individual the centromeric NOR band was
x
detected in one homologue of the pair’s 8. In others, telomeric NORs were found on
chromosome 11, 12 and 13. In the specie P. nordestina occurred an interstitial NOR
variation in which two or three NOR bearing chromosomes was observed. A
combined analysis of C banding and fluorochromes staining showed that the
heterochromatin located in the centromeric region is GC rich and the pericentromeric
is AT rich. In the species P. bahiana there was also an heterochromatic band,
located in the interstitial region of the short arm of the pair five, possibly caused by a
paracentric inversion. In the species P. rohdei, P. bahiana and P. burmeisteri, there
was a block of heterochromatin rich in GC in the region of the rDNA genes. The four
species examined showed similarity in the pattern of distribution of heterochromatin
and chromosomal segments rich in base pairs of AT/GC. The high variability in the
distribution of NORs in chromosome indicates a high rate of structural
rearrangements involving these regions. Although P. burmeisteri and P. bahiana
showed similar karyotypes, the structural difference in the NOR and in the putative
paracentric inversion in the pair five, found exclusively in P. bahiana, revealed the
occurrence of differentiation between the two species.
Key words: heteromorphism, chromosome, NOR and variability.
xi
LISTA DE FIGURAS
Figura Legenda Página 1 – Indivíduos adultos. A) Phyllomedusa nordestina, B) P
Phyllomedusa burmeisteri, C) Phyllomedusa bahiana e D)
Phyllomedusa rohdei................................................................
14
2 – Mapa indicando os pontos de coleta e a distribuição das
espécies. F. de Santana (12º15’S 40º50’O), Ituberá (13º49’S
39º8’O), Ilhéus (14º47’S 39º2’O), Camacan
(Camacan15º24’S 39º29’O) e Vitória da Conquista (14º 50’O
40º50’O)....................................................................................
14
3 – Ideograma representando as diferentes morfologias
cromossômicas segundo nomenclatura proposta por Green e
Session (1991)..........................................................................
19
4 – Cariograma da espécie P. bahiana. A) coloração
convencional. B) bandeamento C. C) bandeamento Ag-NOR
e D) coloração seqüencial CMA3/DAPI....................................
22
5 – Metáfases de P. bahiana. A) Indivíduo com ambos os
homólogos apresentando a NOR amplificada. B) Indivíduos
com ambos os homólogos com a NOR sem a
amplificação..............................................................................
22
6 – Bandeamento C em P. bahiana, a seta indica a banda de
heterocromatina intersticial do par cinco. Em destaque, à
direita acima, este mesmo par cromossômico e abaixo
coloração com fluorocromo demonstrando que esta região é
xii
DAPI negativa........................................................................... 23
7 – Cariograma da espécie P. burmeisteri. A) coloração
convencional. B) bandeamento C. C) bandeamento Ag-NOR
e D) coloração seqüencial CMA3/DAPI....................................
23
8 – Metáfase de P. burmeisteri com coloração seqüencial
CMA3/DAPI. As setas indicam a região da NOR. As cabeças
da seta indicam a região telomérica com marcação CMA3
positiva......................................................................................
24
9 – A) bandeamento C em P. nordestina. B) Metáfase com três
marcações de NOR representado os indivíduos coletados em
Vitória da Conquista e Camacan. C) Metáfase com duas
marcações representando indivíduos coletado em Ituberá......
25
10 – Bandeamento C em P. nordestina. Setas indicam
heterocromatina pericentromérica ...........................................
26
11 – Coloração sequencial DAPI/CMA3 em P. nordestina. Setas
indicam marcação CMA3 positiva na região da NOR...............
26
12 – Cariograma de sete indivíduos de P. rohdei, no qual pode-
se visualizar o heteromorfismo do par 1 e a diferença na
morfologia do par 12. Em destaque na segunda linha os
cromossomos correspondentes a NOR....................................
28
13 – Cariograma de um indivíduo de P. rohdei submetido ao
bandeamento C. No destaque, os pares 11 e 12 de outra
metáfase também apresentando a região da NOR banda C
positiva......................................................................................
29
14 – Paquíteno de dois indivíduos de P. rohdei mostrando os 13
bivalentes..................................................................................
29
15 – Cariogramas de três indivíduos de P. rohdei submetidos à
coloração seqüencial CMA3/DAPI. Setas indicam os pares
cromossômicos com as regiões de rDNA CMA3
positivas....................................................................................
29
1
1-INTRODUÇÃO
Estudos genéticos com anfíbios da ordem anura têm aumentado nos últimos
anos. A citogenética tem evoluído em conjunto com as demais linhas de pesquisa da
genética e, com a constante utilização de técnicas modernas, têm revelado dados
cada vez mais importantes e abrangentes sobre o genoma destes organismos.
Os estudos citogenéticos são importantes na caracterização dos indivíduos
uma vez que podem revelar informações que não são visíveis morfologicamente,
contribuindo principalmente nos estudos taxonômicos e filogenéticos.
O Brasil apresenta a maior biodiversidade de anfíbios, a maioria descrita nos
últimos 40 anos. Até 2005 estimava-se que existiam pelo menos 26 espécies
ameaçadas de extinção, a maioria na Mata Atlântica. O aumento no número de
espécies descritas é decorrente, principalmente, do aumento no número de
pesquisadores e de trabalhos de pesquisas relacionadas com este grupo.
O gênero Phyllomedusa até hoje apresentava poucos estudos citogenéticos.
As espécies deste gênero são organizadas taxonomicamente em grupos de
espécies, no entanto, ainda existem espécies que não estão inseridas em nenhum
destes grupos. As quatro espécies estudadas no presente trabalho estão inseridas
em dois grupos distintos (Phyllomedusa burmeisteri e Phyllomedusa hypocondrialis),
no entanto, ainda existem dúvidas com relação a taxonomia de Phyllomedusa
bahiana, a qual já foi classificada como um subespécie de Phyllomedusa burmeisteri
e posteriormente reclassificada como espécie válida. Neste gênero, os dados
citogenéticos são importantes para entender melhor as relações evolutivas
existentes entre as quatro espécies, além de proporcionar uma visão mais
abrangente sobre as relações entre os diferentes grupos taxonômicos nos quais elas
estão inseridas.
2
Assim, este trabalho objetivou analisar comparativamente o cariótipo das
espécies de Phyllomedusa encontradas no estado da Bahia, com base na
localização das regiões organizadoras de nucléolos, no padrão de distribuição da
heterocromatina e dos pares de bases AT/GC.
3
2-REVISÃO DE LITERATURA
2.1- Ordem Anura: importância ambiental
No mundo existem mais de 5.500 espécies de anuros (Frost, 2008).
Aproximadamente metade destas espécies ocorre na Região Neotropical (Heinicke
et al., 2007). No Brasil, até o presente estão descritas 841 espécies deste grupo,
sendo que 813 pertencentes à ordem Anura (SBH, 2009). Os anuros desempenham
papel importante nas cadeias alimentares, controlando populações de vários
invertebrados, principalmente insetos. Além disso, podem ser utilizados como
bioindicadores da qualidade do ambiente, pois são muito sensíveis as alterações
ambientais, principalmente em virtude de sua pele permeável e devido aos girinos
(estágio larval), serem bastante afetados por substâncias dissolvidas na água.
Assim, a qualidade de um ambiente pode ser avaliada pela presença de anfíbios e
pela sua reprodução com sucesso (Bertoluci, 2002).
2.2- A família Hylidae e o gênero Phyllomedusa
A família Hylidae apresenta a maior riqueza em espécies. Taxonomicamente
é dividida em quatro subfamílias: Hemiphractinae, Pelodryadinae, Hylinae e
Phyllomedusinae (Faivovich et al. 2005).
A subfamília Phyllomedusinae é composta pelos gêneros Agalychnis,
Hylomantis, Pachymedusa, Phasmahyla, Phrynomedusa, Cruziohyla e
Phyllomedusa. Este último, atualmente contém 32 espécies descritas (Frost, 2008).
Segundo Faivovich et al. (2005) o gênero Phyllomedusa não apresenta taxonomia e
filogenia completamente resolvidas. Segundo estes autores, este gênero inclui as
espécies de Phyllomedusinae que não se encaixam nos demais gêneros.
Phyllomedusa está organizado em grupos de espécies, sendo reconhecidos quatro
4
grupos taxonomicamente distintos: Phyllomedusa burmeisteri, Phyllomedusa
perinesos, Phyllomedusa tarsius e Phyllomedusa hypochondrialis, entretanto,
algumas espécies como Phyllomedusa bicolor, Phyllomedusa palliata, Phyllomedusa
tomopterna e Phyllomedusa vaillanti, ainda não estão definidas em nenhum destes
grupos. Além desta problemática, o monofiletismo deste grupo não foi testado
(Faivovich et al. 2005).
2.3-Declínio da diversidade de anfíbios e conservação
Estudos revelam que as populações de anfíbios estão declinando em todo
mundo. Entre os fatores envolvidos estão a perda e fragmentação de hábitat que
afetam os anfíbios e outros organismos em função do isolamento das populações,
da endogamia e do efeito de borda (Hanski, 1998; Beebe; Griffiths, 2005; Cushman,
2006). Além destes, outro efeito da fragmentação do habitat é a necessidade dos
indivíduos de migrarem por áreas maiores em busca de poças ou vegetação para a
reprodução, ficando assim mais expostos a efeitos como desidratação, predação e
poluentes em geral. Anfíbios com reprodução terrestre sofrem menos com este
efeito uma vez que não precisam migrar em busca de ambientes aquáticos (Becker
et al., 2007).
Outro fator importante que tem contribuído para o declínio dos anfíbios é a
contaminação pelo fungo Batrachochytrium dendrobatidis, um patógeno com alto
potencial virulento e que tem sido responsável pelo declínio de várias populações
mesmo em ambientes preservados (Pounds et al., 2006). Populações de anfíbios
também são afetadas com as alterações climáticas (Pounds et al., 2006), radiação
ultra-violeta, introdução de espécies exóticas (Yung et al., 2001) e compostos
químicos utilizados na agricultura (Beebee; Griffiths, 2005).
Segundo Baillie et al. (2004) não é possível determinar o grau de declínio em
grupos pouco estudados. No entanto, muitos grupos relativamente bem estudados
de plantas, aves, mamíferos, moluscos e anfíbios têm apresentado altos índices de
extinções. Para mamíferos, aves e anfíbios acredita-se que a extinção seja seletiva,
ocorrendo principalmente em determinados gêneros e famílias. Até 2004, a World
5
Conservation Union considerou 35 espécies de anfíbios como extintas e 1.856 em
risco de extinção ou vulneráveis (Baillie et al., 2004).
A distribuição geográfica das espécies em declínio também não é ao acaso.
Espécies Neotropicais são mais afetadas que as Afrotropicais e da região
Indomalaia (Stuart et al., 2004). No Brasil, os estudos voltados para o declínio dos
anfíbios apontam alterações nas populações de 31 espécies de anuros das famílias
Leptodactylidae, Hylidae, Centrolenidae, Dendrobatidae e Bufonidae. Para estas
espécies, a competição entre as espécies em função da perda e alteração do habitat
são apontados como principais fatores que levaram à redução destas populações
(Eterovick, 2005).
Yung et al. (2001) relatam que o declínio de várias espécies de anfíbios
demonstra a necessidade de mais programas de pesquisa e de estratégias
imediatas para o manejo e conservação dos anfíbios, especialmente em regiões
onde os dados sobre a biodiversidade, abundância e distribuição das espécies ainda
são poucos. Cushman (2006) e Azevedo-Ramos e Galetti (2001) enfatizam as
grandes diferenças entre as espécies de anfíbios com relação ao habitat e às
mudanças no seu ambiente e afirmam que uma conservação efetiva requer ações
que possam atender as diferentes espécies nas suas particularidades.
O Brasil apresenta dois biomas classificados como hotspots de biodiversidade
ameaçada, o Cerrado e a Mata Atlântica. Até o ano de 2001, para estes dois
biomas, eram descritas 150 e 280 espécies de anfíbios respectivamente, sendo
muitas destas espécies endêmicas destes biomas (Myers et al., 2000). No entanto,
sabe-se que o número de espécies descritas para estas regiões tem aumentado
anualmente em função dos estudos de levantamento e revisões taxonômicas que
vem sendo realizados. Apesar da riqueza de espécies, a condição de hotspots de
biodiversidade ameaçada preocupa os ambientalistas com relação a integridade
destes biomas e das espécies ali presentes.
Estudos genéticos envolvendo este grupo, principalmente em biomas
ameaçados como a Mata Atlântica são de suma importância, uma vez que
proporcionam dados que auxiliam na compreensão da real biodiversidade local e da
diferenciação cariotípica existente entre as diferentes populações. Os dados obtidos
6
à partir de análises citogenéticas são importantes para complementar as
informações necessárias em projetos de manejo e conservação destas populações e
dos biomas nas quais estão inseridas.
2.4-A citogenética e suas aplicações em estudos com anuros
A Citogenética é uma ciência que surgiu no início do século XX pela união
da Genética e da Citologia e estuda a estrutura cromossômica relacionada com a
sua morfologia, organização, função, replicação, evolução e variação (Guerra,
1988). É uma ferramenta utilizada em estudos sobre variabilidade genética (Sumner,
2003), filogenéticos e taxonômicos (Dobigny, et al., 2004).
As informações obtidas através da citogenética podem revelar diferenças e
similaridades não visíveis em nível morfológico. A grande vantagem é que estudos
citogenéticos podem atingir diferentes níveis da organização do genoma desde
estrutura até constituição molecular dos cromossomos, dependendo da técnica
aplicada. Os cromossomos podem ser estudados com relação ao seu número,
tamanho, forma e comportamento durante a divisão celular. Análises envolvendo o
nível de ploidia ou meiose podem proporcionar informações únicas sobre os
sistemas de entrecruzamentos ou modos de herança. Diferentes bandeamentos
cromossômicos podem revelar aspectos da estrutura geral e organização da
cromatina, além da localização de determinados genes ou sequências (Hillis, et. al.,
1996). Em estudos evolutivos, essas técnicas auxiliam no detalhamento das
transformações que ocorreram em grupos de espécies próximas, com cariótipos
muito semelhantes (Guerra, 1988).
A coloração convencional com Giemsa (azul de metileno e eosina) cora o
DNA e as proteínas associadas, o que possibilita uma boa visualização do
cromossomo e do centrômero na maioria dos organismos. Desta forma, permite
determinar o número e a morfologia, além de identificar heteromorfismos com
relação ao tamanho dos cromossomos.
O bandeamento C é utilizado para evidenciar a heterocromatina dentro do
genoma (Sumner, 1990). A heterocromatina é caracterizada por seu alto índice de
7
condensação, sequências repetidas de pares de base, pouca quantidade de genes,
não recombinação meiótica e replicação tardia do DNA (Grewal; Elgin, 2007), tendo
a sua replicação iniciada apenas no final da fase “S”.
Uma das características da heterocromatina que ainda gera
questionamentos entre os pesquisadores está relacionada à sua função no genoma.
Estudos indicam que esta região estaria envolvida no silenciamento gênico (Grewal;
Jia, 2007) e na organização nucleolar (Csink; Henikoff, 1996). Ainda, foi sugerido
que a heterocromatina estaria envolvida na recuperação da estabilidade telomérica
após eventos de fissões cêntricas, além de apresentar uma participação direta na
evolução cromossômica em alguns grupos de indivíduos (Imai, 1991; Imai et al.,
1988).
A distribuição da heterocromatina no cariótipo não acontece ao acaso. Os
segmentos heterocromáticos tendem a localizar-se na região pericentromérica dos
cromossomos, nos telômeros ou nas proximidades das regiões organizadoras de
nucléolos (Pieczark; Mattevi, 1998). Segundo Imai (1991), de acordo com o padrão
de distribuição nos cromossomos, a heterocromatina pode ser dividida em dois
grupos: no grupo I, que abrange entre outros, os mamíferos, peixes e formigas, a
heterocromatina encontra-se preferencialmente na região pericentromérica dos
cromossomos, enquanto no grupo II, encontrada nos anfíbios, gafanhotos e plantas,
a heterocromatina predomina na região terminal ou intersticial.
Schmid (1978), ao estudar espécies de Bufo e Hyla, classificou a
heterocromatina nestes dois gêneros como banda-C positiva fortemente marcada,
banda-C positiva fracamente marcada e banda-C positiva telomérica fracamente
marcada. Para estes dois gêneros duas regiões cromossômicas apareceram sempre
marcadas: regiões pericêntricas e teloméricas.
Por ser uma região com altos índices de rearranjos, o estudo da
heterocromatina é de suma importância para a compreensão dos processos
evolutivos e para evidenciar as variações cromossômicas como translocações e
inversões (Guerra, 1988).
8
Outra técnica utilizada no estudo do cariótipo é a coloração por
fluorocromos, que fornecem informações a respeito da composição de pares de
bases de regiões dos cromossomos. Os fluorocromos são substâncias que
fluorescem quando expostos a um comprimento de onda específico. Em estudos
citogenéticos são utilizados fluorocromos que se intercalam no DNA e nessa
categoria, existem dois tipos: os que se ligam aos pares de base AT e GC,
respectivamente. Dentre os vários tipos existentes, os mais comumente utilizados
são DAPI (4’-6’-diamidino-2-phenylindole) e a Cromomicina A3 (CMA3) (Pieczarka;
Mattevi, 1998).
O DAPI possibilita evidenciar regiões ricas em pares de base AT e pode ser
utilizado juntamente com o contracorante DA (distamicina A), em conjunto, estes
fluorocromos fornecem um sinal mais específico para estas regiões. A Cromomicina
A3 é um antibiótico que tem afinidade pelos pares de base GC (Schweizer, 1976).
Em espécies de Paratelmatobius, as análises com fluorocromos têm demonstrado
que as regiões de NOR são ricas em pares de base GC e a heterocromatina
apresenta regiões com marcações AT e regiões GC positivas (Lourenço et al.,
2000).
A técnica de impregnação por Nitrato de Prata (AgNO3) ou bandeamento Ag-
NOR, inicialmente proposta por Howell e Black (1980) evidencia as NORs (Nucleoli
Organizer Regions) ativas. As NORs são as regiões dos cromossomos que contém
os genes de rRNA. Os nucléolos são as estruturas visíveis na intérfase em função
da transcrição dos genes presentes na NOR (Warner, 1979).
Embora sabe-se que a transcrição dos genes de rRNA ocorre nos nucléolos,
o sítio exato, nos nucléolos, onde ela ocorre ainda não foi bem identificado. Análises
de microscopia eletrônica em estudos com cromossomos metafásicos tratados com
nitrato de prata, demonstraram que o material impregnado pela prata está localizado
ao redor dos cromossomos e não diretamente na fita de cromatina (Schwarzacher et
al., 1978). Estudos que combinaram as técnicas de banda NOR e fluorocromos
específicos para RNA, demonstraram marcações positivas no centro fibrilar e no
centro fibrilar denso, indicando que estas regiões do nucléolo participam do
processo de transcrição do rRNA (Wachtler; Musil, 1979).
9
Em muitos organismos, o gene do rRNA é formado pelas subunidades 18S,
28S e 5,8S, que são transcritos como uma unidade única de rRNA 45S que
posteriormente é processado nas unidades individuais dos ribossomos. Apesar de
existir uma homologia considerável entre os genes ribossomais em diferentes
organismos, o tamanho dos genes de rRNA, os espaçadores entre os genes e o
número de cópias nos diferentes organismos é altamente variável. Organismos com
genoma pequeno (fungos, protistas, e alguns insetos) apresentam menos que 100
cópias de genes de rRNA. No outro extremo, algumas plantas e anfíbios apresentam
mais de 10 mil cópias. Humanos tem cerca de 200 cópias de genes de rRNA
(Sumner, 2003).
Polimorfismo no número de cópias é relativamente comum, tanto entre
cromossomos homólogos de um indivíduo quanto entre indivíduos. Em algumas
espécies, o gene de rRNA está restrito a um único sítio em um par de cromossomos
homólogos embora normalmente eles estejam distribuídos por vários cromossomos.
As NORs podem estar localizadas em diferentes locais nos cromossomos, embora
freqüentemente estejam próximas às regiões terminais, sítios intersticiais também
ocorrem (Sumner, 2003).
Schmid (1978) analisou 47 espécies de Bufo e Hyla, e verificou a ocorrência
de apenas duas NORs. Por meio de inversões e translocações, as NORs teriam sido
transferidas inteiramente para outros cromossomos, em vez de inúmeras e
pequenas unidades espalhadas pelo genoma, como pode ser observado em outras
espécies. Assim, apesar da intensa especiação, o número de NORs teria
permanecido constante durante a evolução de Bufo e Hyla. King et al. (1990) sugere
que a presença de um único sítio de NOR seria um estágio plesiomórfico quando
comparado com o estado de NORs múltiplas. Schmid (1982) ao analisar espécies de
23 gêneros de anuros, verificou que para a maioria das espécies, a NOR esteve
localizada na região intersticial ou na posição subterminal dos cromossomos.
As NORs normalmente são visíveis nos cromossomos como uma constrição
secundária ou satélite. Essa conformação pode ser devido a uma diferença na
estrutura com relação ao restante da cromatina, ou pode ser causada por uma
diferença na condensação do cromossomo. As NORs transcricionalmente ativas
10
continuam transcrevendo RNA durante a prófase o que pode promover uma
condensação mais tardia do que o restante do cromossomo (Pikaard, 1999; Sumner,
2003).
Os nucléolos desaparecem na prófase, fase em que o envelope nuclear é
desfeito. Ao mesmo tempo cessa a transcrição do RNA, aparentemente em função
da fosforilação do fator de transcrição SL1. Alguns componentes nucleolares
permanecem nas NORs durante a metáfase e anáfase, em particular a RNA
polimerase I e o fator de transcrição UBF e SL1, as quais são as principais proteínas
que são impregnadas pelo nitrato de prata durante a técnica de bandeamento NOR
(Sumner, 2003).
2.5- Cenário geral da citogenética de anuros
A maioria dos estudos com anuros enfoca a sua taxonomia e etologia. No
entanto, os dados citogenéticos publicados para este grupo tem trazido informações
importantes com relação a número e morfologia dos cromossomos, composição e
distribuição da heterocromatina e distribuição dos pares de base no genoma (Wiley,
et al. 1989; Lourenço et al, 1998, 2000; Amaro-Ghilardi, et al. 2006; Silva et al, 1999,
2001, 2006; Bogart, 1974; Campos; Kasahara, 2006).
No gênero Leptodactylus foi encontrado número cromossômico variando de
2n=22 à 2n=26 (Bogart, 1974) e em uma revisão realizada para o gênero
Eleutherodactylus, Campos e Kasahara (2006) encontraram variações de 2n=18 à
2n=36. Para estes dois gêneros, Bogart (1974) e Campos e Kasahara (2006),
sugerem que a ocorrência de eventos como rearranjos do tipo Robertsoniano teriam
predominado resultando em diferentes números e morfologias cromossômicas, mas
outros eventos como inversões, translocações recíprocas e ganho ou perda de
heterocromatina, certamente teriam contribuído na diferenciação cariotípica das
espécies.
Nas espécies da família Hylidae, variações no número cromossômico entre os
diferentes gêneros também foram observadas. O número cromossômico 2n=24 foi
determinado para espécies dos gêneros Litoria e Hyla (King et al, 1990; Schmid,
1978; Wiley, 2003), 2n=26 para Cyclorana novaehollandiae e Gastrotheca pseustes
11
(King et al, 1990; Schmid 1990) e 2n=30 para Dendropsopus nanus. Nesta última
também foi observado número cromossômico de 2n=31 devido a presença de um
cromossomo B em alguns indivíduos analisados (Medeiros et al, 2006).
Estudos genéticos voltados para o gênero Phyllomedusa são escassos.
Haddad, et al, (1994) estudaram a espécie P. tetraploidea na qual foi verificada a
ocorrência de poliploidia, com valor de número diplóide de 2n=52 cromossomos.
Mais recentemente, Kasahara et al. (2007) descreveram o número cromossômico de
2n=26 para P. distincta e dados obtidos com o estudo de um híbrido triplóide entre
P. tetraploidea e P. distincta.
12
3- OBJETIVO
As análises citogenéticas são de fundamental importância para melhor
entender as relações evolutivas existentes entre as espécies, pois proporcionam
dados diretamente relacionados a variações no genoma dos indivíduos. Assim, este
trabalho objetivou analisar comparativamente o cariótipo das espécies de
Phyllomedusa amostradas no estado da Bahia, por meio da análise de coloração
convencional com Giemsa, bandeamento Ag-NOR, bandeamento C e coloração com
fluorocromos base-específicos.
13
4-MATERIAL E MÉTODOS
4.1-Coleta do material biológico
As amostras das espécies de Phyllomedusa foram coletadas na vegetação
circundante a áreas alagadas (poças permanentes ou temporárias). As coletas
foram noturnas durante os meses de dezembro a março de 2007, coincidindo com o
período reprodutivo durante o qual os animais tornam-se ativos, o que favorece sua
visualização. Foram amostradas quatro espécies deste gênero no estado da Bahia,
totalizando 130 animais analisados (Figura 1). Destes, foram obtidos dados
citogenéticos de 45 indivíduos e dos demais foi retirado tecido para análises
moleculares futuras. Os indivíduos coletados foram depositados na coleção
herpetológica da UESC. Os dados de coleta estão sumarizados na Tabela 1 e a
distribuição dos pontos de coleta pode ser observada na Figura 2.
Tabela 1 – Espécies coletadas, sexo, número de indivíduos dos quais foi obtido dados citogenéticos
para cada espécie e locais de coleta.
Espécie Nº ind. Sexo Local de coleta
P. bahiana 7 M Feira de Santana
P. burmeisteri 10 M Ituberá e Camacan e Ilhéus
P. rohdei 20
1
M
F
Ituberá e Ilhéus
P. nordestina 6
1
M
F
Ituberá, Vitória da Conquista e Camacan
14
•
Figura 1 – Indivíduos adultos. A) Phyllomedusa nordestina, B) Phyllomedusa burmeisteri, C)
Phyllomedusa bahiana e D) Phyllomedusa rohdei.
Figura 2 – Mapa indicando os pontos de coleta e a distribuição das espécies. Feira de Santana
(12º15’S 40º50’O), Ituberá (13º49’S 39º8’O), Ilhéus (14º47’S 39º2’O), Camacan (15º24’S 39º29’O) e
Vitória da Conquista (14º 50’S 40º50’O).
A B
C D
15
4.2- Preparação e análise dos cromossomos metafásicos
Os cromossomos mitóticos metafásicos foram obtidos a partir de células do
epitélio intestinal seguindo metodologia proposta por Schmid (1978) com
modificações, a qual consistiu em:
• Injetar na região peritonial 0,01 ml de solução de colchicina a 1% por grama
de peso e manter os animais em repouso por 12 horas (P. rohdei, P.
burmeisteri e P. bahiana) ou 20 horas (P. nordestina).
• Dissecar o espécime por incisão longitudinal ventral e isolar o intestino.
• Abrir o intestino expondo sua luz.
• Incubar o intestino em solução de citrato de sódio a 0,7% por 30 minutos para
hipotonização.
• Transferir o intestino para um recipiente contendo 10 ml de fixador
(etanol/ácido acético 3:1). E em seguida proceder a remoção das células por
raspagem do epitélio da luz intestinal com uma espátula de plástico.
• Deixar as células em suspensão fixando por dez minutos.
• Passar a suspensão por um filtro de algodão, transferindo-a para um tubo
falcon de 15 ml e centrifugar por cinco minutos a 800-1000 rpm.
• Descartar o sobrenadante e acrescentar novamente de 5 a 10 ml de fixador e
repetir a operação por mais duas vezes, totalizando três centrifugações.
• Gotejar de oito a doze gotas da suspensão em uma lâmina histológica
previamente limpa e aquecida a 50 ºC a uma altura de aproximadamente 1,3
metros. Secar as lâminas ao ar.
4.3-Obtenção dos cromossomos meióticos
Os cromossomos meióticos foram obtidos a partir de células dos testículos,
seguindo protocolo proposto por Guerra (2002) como segue:
• Retirar os testículos dos indivíduos colocando-os em uma placa de Petri
contendo 5 ml de solução de Hanks.
16
• Retirar a túnica albugínea que envolve os testículos fazendo um corte com o
auxílio de uma lâmina de bisturi para liberar os tubos seminíferos.
• Transferir o material para outra placa de Petri contendo 3 ml de solução de
Hanks (solução salina). Cortar os túbulos seminíferos repetidas vezes para
liberar as células. Pode-se também utilizar um bastão de vidro para macerar o
material e aumentar a quantidade de células, ou ainda, o material pode ser
passado em uma seringa (sem agulha) repetidas vezes.
• Transferir o material para um tubo de centrífuga e adicionar 5 ml de solução
de Hanks. Centrifugar a 1200 rpm por 10 minutos.
• Descartar o sobrenadante e adicionar 8 ml de solução hipotônica (KCl 0,075
M). Deixar em banho-maria a 37°C por 10 minutos.
• Centrifugar a suspensão celular a 800 rpm por 5 minutos e descartar o
sobrenadante.
• Ressuspender o material em fixador (metanol/ácido acético 3:1). Centrifugar
novamente e descartar o sobrenadante. Repetir esse procedimento mais
duas vezes.
• Ressuspender o material em fixador fresco e aplicar duas gotas em lâmina
limpa, conservada na geladeira. Passar a lâmina rapidamente sobre chama
para evaporar o fixador ou deixar secar a temperatura ambiente.
• Corar o material com Giemsa 5% durante 5 minutos. Lavar em água corrente.
Deixar secar ao ar ou com secador elétrico
4.4- Coloração e Bandeamentos
Para as análises citogenéticas foram aplicadas as técnicas de coloração
convencional, bandeamento Ag-NOR, bandeamento C e coloração por fluorocromos
CMA3 e DAPI.
17
4.4.1-Coloração convencional
As lâminas preparadas conforme descrito, foram cobertas com solução (3%)
de Giemsa e Tampão Sörensen pH 6,8 por sete minutos. Em seguida foram lavadas
com água destilada e secas ao ar.
4.4.2-Bandeamento Ag-NOR
A técnica de bandeamento Ag-NOR foi desenvolvida segundo Howel e Black
(1980), com modificações. Gotejaram-se cinco gotas de solução de gelatina MERCK
a 5% e quatro gotas da solução de nitrato de prata (AgNO3) a 25% sobre a lâmina e
cobriu-se com uma lamínula. A lâmina foi incubada em uma câmera úmida em
estufa a 50 ºC por aproximadamente 30 minutos. Em seguida a lamínula e o
excesso da solução foram retirados em água corrente e a lâmina foi seca ao ar.
4.4.3-Bandeamento C
Para a realização do bandeamento C, seguiu-se a técnica proposta por
Sumner (1990), com modificações. As lâminas foram previamente incubadas em
uma solução de ácido acético 50% para uma pré-fixação. O protocolo de
bandeamento consistiu nos seguintes passos:
• Incubar as lâminas em solução de ácido clorídrico (HCl) 0,2N por 8 minutos,
• Lavar as lâminas rapidamente em água destilada com uso de uma pisseta e
secar ao ar.
• Incubar em solução de hidróxido de bário (Ba(OH)2) 5% à 50ºC por 20
segundos,
• Lavar as lâminas em água destilada e novamente secar ao ar.
• Incubar as lâminas em solução de 2xSSC à temperatura ambiente por 13
minutos,
• Lavar as lâminas com água destilada e corar com solução de Giensa a 20%
por 40 minutos.
18
Os tempos das soluções foram os mesmos para três espécies, exceto para P.
bahiana que teve variação no tempo do hidróxido de bário (21 segundos) e no ácido
clorídrico (sete minutos).
4.4.4-Coloração com fluorocromos
Para as análises com fluorocromos utilizou-se a técnica de coloração
seqüencial CMA3/DAPI (Cromomicina A3 e 4’-6- diamidino – 2 – phenylindole)
Schweizer (1976), com modificações. Esta técnica consistiu em:
• Colocar uma gota de solução de fluorocromo CMA3 (0,5 mg/ml) sobre lâmina
e cobrir com uma lamínula previamente lavada e deixar em local escuro por
uma hora.
• Lavar com água destilada removendo a lamínula e secar com uma bomba de
ar.
• Acrescentar uma gota da solução do fluorocromo DAPI (2 µg/ml), cobrir a
lâmina com uma lamínula, deixando no escuro por 30 minutos.
• Lavar com água destilada e secar com uma bomba de ar.
• Proceder a montagem utilizando uma gota da solução de montagem
Vectachield, cobrindo com uma lamínula e comprimindo ligeiramente entre
duas folhas de papel filtro para tirar o excesso do meio de montagem.
• Manter as lâminas em ambiente escuro por três dias para melhor
estabilização da fluorescência.
4.5-Análise das lâminas
As lâminas foram analisadas em um microscópio Olympus de contraste de
fase e as melhores metáfases foram marcadas em lâmina guia para facilitar o
processo de captura das imagens após os bandeamentos. As lâminas tratadas com
coloração convencional, bandeamento C e bandeamento NOR foram analisadas em
um fotomicroscópio Olympus em objetiva de 100x e as melhores metáfases
analisadas foram fotografadas com uma câmera digital acoplada ao microscópio. As
lâminas submetidas aos fluorocrosmos CMA3 e DAPI foram analisadas em um
19
microscópio de epifluorescência Leica (DMRA2) equipado com filtros para (DAPI) e
(CMA3) e as metáfases capturadas com o software de análise de imagens Leica
IM50. O recorte, organização de cariogramas e a sobreposição das imagens foram
realizadas com o software de edição de imagens Adobe Photoshop CS3.
Foi analisado um mínimo de cinco lâminas por técnica e dez metáfases para
cada técnica, por indivíduo. Os cromossomos foram medidos com o programa de
análise de imagens Leica IM50. A classificação cromossômica foi feita segundo
nomenclatura proposta por Green e Session (1991), de acordo com a relação entre
o tamanho dos braços, na qual: M– metacêntrico (razão entre braços variando de
1,00 – 1,67), SM – submetacêntrico (1,68 – 3,00), ST – subtelocêntrico (3,01 – 7,00)
e T– telocêntrico (7,01-), conforme observado na Figura 3.
Figura 3 – Ideograma representando as diferentes morfologias cromossômicas segundo
nomenclatura proposta por Green e Session (1991).
M SM ST T
20
5-RESULTADOS
Todas as espécies analisadas apresentaram o número cromossômico diplóide
2n = 26, com morfologias cromossômicas principalmente, metacêntrica e
submetacêntrica. Apesar da constância numérica, pode-se observar grandes
diferenças entre as espécies com relação à organização do cariótipo.
5.1 – Phyllomedusa bahiana
Esta espécie apresentou fórmula cariotípica de 2K = 18SM + 6M + 2ST. Em
alguns indivíduos foi observada uma diferença no tamanho dos cromossomos do
segundo par, sendo que um dos cromossomos apresentou o braço curto
ligeiramente menor (Figura 4 A, B e D). O cariótipo mostrou-se assimétrico com
relação ao tamanho dos cromossomos. Foram identificados dois grupos
cromossômicos distintos formados pelos quatro primeiros pares, que se apresentam
como cromossomos grandes e os demais pares do cariótipo que diminuem
gradativamente de tamanho.
O bandeamento C revelou a presença de uma banda de heterocromatina na
região intersticial do braço curto do par cinco, na região centromérica dos pares 1-5,
8, 12 e 13, na região centromérica e pericentromérica dos pares 6, 7, 10 e 11 e na
região da NOR no par 9 (Figura 4 B). A NOR foi identificada na região
pericentromérica do braço longo no par 9. Esta região aparece menos condensada
na coloração convencional, ficando visível uma constrição secundária (Figura 4A).
Foi observado um heteromorfismo de tamanho da NOR nesta espécie. Um indivíduo
apresentou um dos cromossomos com amplificação no cluster de rDNA em relação
ao seu homólogo (Figura 4 C). O estado homomórfico, com ambos os homólogos
21
sem a amplificação também foi observado, assim como um indivíduo com ambos os
homólogos apresentando a NOR amplificada (Figura 5).
A coloração sequencial com os fluorocromos CMA3/DAPI revelou que a
heterocromatina da região centromérica da maioria dos cromossomos apresentou
marcações CMA3 positiva, demonstrando ser regiões com predomínio de pares de
base GC. Já a heterocromatina encontrada na região pericentromérica do par 11
apresentou marcações DAPI positivas, indicando maior riqueza de pares de base
AT. As regiões da NOR e as regiões teloméricas apresentaram marcações CMA3
positivas. A banda de heterocromatina encontrada na região intersticial do braço
curto do cromossomo cinco é bem visualizada na técnica de fluorocromo, pois
apresenta marcação DAPI negativa (Figura 6).
5.2 – Phyllomedusa burmeisteri
Esta espécie apresentou fórmula cariotípica de 2K = 18SM + 6M + 2ST
(Figura 7 A). Assim como em P. bahiana, em alguns indivíduos também foi possível
observar uma diferença no tamanho dos cromossomos do segundo par (Figura 7 D).
P. burmeisteri apresenta uma organização cariotípica muito similar a P. bahiana,
apresentando os quatro primeiros pares de cromossomos grandes e os demais
cromossomos do cariótipo com tamanho gradativamente menor.
O bandeamento C revelou a presença de heterocromatina na região
centromérica nos pares 1-5, 8, 12 e 13, na região centromérica e pericentromérica
dos pares 6, 7, 10 e 11 e na região da NOR no par 9 (Figura 7 B). Para esta espécie
não foi encontrada a banda de heterocromatina no par cinco como observado em P.
bahiana. A Região Organizadora de Nucléolos está localizada na região
pericentromérica do braço longo do par 9 (Figura 7 C). Esta região apresentou uma
constrição secundária visível na coloração convencional (Figura 7 A). Nesta espécie,
não foi observado heteromorfismos com relação ao tamanho das NOR nos
cromossomos.
As análises utilizando a técnica de coloração sequencial com os fluorocromos
CMA3/DAPI demonstraram que a heterocromatina das regiões centroméricas da
22
Figura 4 – Cariograma da espécie P. bahiana. A) coloração convencional. B) bandeamento C. C)
bandeamento Ag-NOR e D) coloração seqüencial CMA3/DAPI.
Figura 5 – Metáfases de P. bahiana. A) Indivíduo com ambos os homólogos apresentando a NOR
amplificada. B) Indivíduos com ambos os homólogos com a NOR sem a amplificação.
A
B
D
C
A B
23
Figura 6 – Bandeamento C em P. bahiana, a seta indica a banda de heterocromatina intersticial do par cinco. Em destaque, à direita acima, este mesmo par cromossômico e abaixo coloração com fluorocromo demonstrando que esta região é DAPI negativa.
Figura 7 – Cariograma da espécie P. burmeisteri. A) coloração convencional. B) bandeamento C. C) bandeamento Ag-NOR e D) coloração seqüencial CMA3/DAPI.
A
B
C
D
24
Figura 8 – Coloração seqüencial CMA3/DAPI em P. burmeisteri. Setas indicam a região da NOR.
Cabeça da seta indica a região telomérica com marcação CMA3 positiva.
maioria dos cromossomos apresentou marcações CMA3 positiva, demonstrando ser
regiões ricas em pares de base GC. As regiões da NOR e as regiões teloméricas
também apresentaram marcação CMA3 positiva (Figura 7 D e 8).
5.3 – Phyllomedusa nordestina
Esta espécie apresentou fórmula cariotípica de 2K = 5SM + 16M (Figura 9A).
A estrutura cariotípica de P. nordestina apresentou uma diminuição gradual no
tamanho do primeiro ao último par e cromossomos visivelmente menores do que as
demais espécies aqui analisadas.
O bandeamento C revelou marcações bem consistentes na região
pericentromérica de todos os cromossomos, com blocos heterocromáticos
visivelmente maiores do que os encontrados para as demais espécies analisadas
(Figura 10). Com o bandeamento Ag-NOR foi possível observar variação entre as
25
populações estudadas, com relação ao número de cromossomos portando a NOR.
Nesta espécie, a NOR esteve localizada na região intersticial de dois pares de
cromossomos metacêntricos nos indivíduos coletados no município de Camacan e
Vitória da Conquista e marcações em três cromossomos nos indivíduos coletados
em Ituberá (Figura 9B e C).
Com as análises utilizando coloração sequencial CMA3/DAPI pode-se
observar marcações CMA3 positivas na região correspondente a localização da NOR
(Figura 11). Ainda, com a coloração com o fluorocromo DAPI foi observado que a
heterocromatina localizada na região centromérica é DAPI negativa e a
heterocromatina localizada na região pericentromérica é DAPI positiva (dados não
mostrados).
Figura 9 – A) Bandeamento C em P. nordestina. B) Metáfase com três marcações de NOR
representado os indivíduos coletados em Vitória da Conquista e Camacan. C) Metáfase com duas
marcações representando indivíduos coletado em Ituberá.
A
B C
26
Figura 10 - Bandeamento C em P. nordestina. Setas indicam heterocromatina pericentromérica.
Figura 11 – Coloração sequencial DAPI/CMA3 em P. nordestina. Setas indicam marcação CMA3
positiva na região da NOR.
27
5.4 – Phyllomedusa rohdei
A espécie Phyllomedusa rohdei apresentou variação na fórmula cariotípica
apresentando 2K = 18SM + 6M + 2ST e 2K = 20SM + 4M + 2ST. Além da variação
na morfologia cariotípica, foi observado heteromorfismo de tamanho no primeiro par
cromossômico em ambas as populações analisadas. O primeiro cromossomo, um
submetacêntrico, aqui denominado de (SMa), apresentou-se ligeiramente maior,
com razão média (Rm) entre braços Rm=1,6. O seu homólogo denominado (SMb),
apresentou razão entre braços de Rm=1,3, ficando com morfologia mais próxima à
de um cromossomo metacêntrico. Tanto na população de Ituberá quanto de Ilhéus,
foram observados indivíduos apresentando no primeiro par, combinações SMa/Sma,
SMb/SMb e SMa/SMb (heteromórfico) (Figura 12).
A técnica de bandeamento C revelou pequenas marcações centroméricas nos
pares 1-6 e 9-12 e pericentromérica nos pares 7, 8 e 13. Além destas, as NORs
localizadas na região terminal dos pares 11 e 12 também apresentaram marcações
banda C positivas (Figura 13). Apesar dos heteromorfismos observados, esta
espécie não apresenta nenhuma alteração evidente no pareamento meiótico (Figura
14).
O bandeamento Ag-NOR demonstrou variação na localização e número de
bandas NOR nas duas populações analisadas (Figura 12). Foram encontrados
indivíduos com duas a cinco marcações Ag-NOR positivas. As NORs foram
detectadas na região terminal dos pares 11, 12 e 13, metacêntricos e
submetacêntricos e também em um indivíduo, na região centromérica de um dos
homólogos do par 8 (Figura 12, indivíduo 7).
O cariótipo de P. rohdei apresentou-se bastante homogêneo com relação a
distribuição dos pares de bases uma vez que não foram encontradas marcações
específicas para os fluorocromos CMA3 e DAPI. Excetuando a região onde está
localizada a NOR que apresentou marcação CMA3 positiva, indicando maior
predominância de pares de base GC (Figura 15).
28
Figura 12 – Cariograma de sete indivíduos de P. rohdei, no qual pode-se visualizar o heteromorfismo
do par 1 e a diferença na morfologia do par 12. Em destaque na segunda linha os cromossomos
correspondentes a NOR.
29
Figura 13 – Cariograma de um indivíduo de P. rohdei submetido ao bandeamento C. No destaque, os
pares 11 e 12 de outra metáfase também apresentando a região da NOR banda C positiva.
Figura 14 – Paquíteno de dois indivíduos de P. rohdei mostrando os 13 bivalentes.
Figura 15 – Cariograma de três indivíduos de P. rohdei submetidos à coloração seqüencial
CMA3/DAPI. Setas indicam os pares cromossômicos com as regiões de rDNA CMA3 positivas.
30
6-DISCUSSÃO
6.1 – Caracterização cariotípica em Phyllomedusa
Na sua maioria, as espécies de Phyllomedusa são taxonomicamente
agrupadas em grupos de espécies com base em caracteres morfológicos e
bioacústicos. Este gênero está organizado em seis grupos taxonomicamente
distintos. As espécies P. burmeisteri e P. bahiana são incluídas no grupo P.
burmeisteri e P. rohdei e P. nordestina no grupo P. hypochondrialis (Faivovich et al.,
2005; Caramaschi, 2006 ).
As análises citogenéticas demonstraram que o número cromossômico nas
quatro espécies permaneceu constante (2n=26), uma característica que tem se
mostrado conservada em todos os grupos de Phyllomedusa (Kasahara et al. 2007),
exceto pela espécie P. tetraploidea, um tetraplóide com 2n=52 cromossomos
(Haddad et al. 1994).
O número de espécies de Phyllomedusa analisadas ainda é limitado para se
tirar conclusões mais detalhadas sobre as alterações numéricas na evolução do
cariótipo. Entretanto, o número 2n = 26 está entre os números mais elevados
registrados entre os Hylidae. Estudos citogenéticos na família Hylidae tem revelado
variação no número cromossômico de 2n=22 em espécies de Lysapsus (Busin et al.,
2006) a 2n=30 na espécie Dendropsophus sanborni (Medeiros et al., 2006).
Ao estudar outras espécies do gênero Hyla, Cole (1974), verificou a
ocorrência de variação no número cromossômico entre estas espécies e sugeriu que
o cariótipo ancestral seria aquele com maior número cromossômico, uma vez que
rearranjos como fusão cêntrica e translocações envolvendo o braço cromossômico
31
inteiro de cromossomos não-homólogos, teriam sido favorecidas durante o processo
evolutivo deste gênero. Já Busin et al. (2007), ao estudar espécies de Pseudis,
verificou variação no número cromossômico de 2n=24 e 2n=28 e sugeriu que o
cariótipo 2n=28 teria surgido por fissão cêntrica de dois pares cromossômicos.
Segundo Morescalchi (1973), a evolução cariotípica de alguns gêneros de Hylidae
teria seguido uma tendência em diminuir o número cromossômico, sendo 2n=26 um
número ancestral que, por fusões cromossômicas, principalmente de
microcromossomos, teria originado os cariótipos 2n=24 e posteriormente 2n=22 e
2n=20. Já em alguns gêneros, eventos como fissões cêntricas teria elevado o
número cromossômico originando os cariótipos 2n=30.
As espécies analisadas no presente estudo apresentaram predominância de
cromossomos metacêntricos e submetacêntricos. P. bahiana, P. burmeisteri e P.
rohdei apresentaram cariótipos semelhantes, com as mesmas fórmulas cariotípicas,
exceto pelo heteromorfismo encontrado no par 12 de P. rohdei. Embora com a
mesma fórmula cariotípica, nem todos os pares cromossômicos de P. rohdei
corresponderam aos mesmos pares cromossômicos de P. bahiana e P. burmeisteri.
Apesar de pertencer a grupos taxonômicos distintos, P. rohdei apresentou
maiores semelhanças na morfologia cariotípica com o grupo P. burmeisteri do que
com a espécie P. nordestina pertencente ao seu grupo taxonômico. Além da
morfologia, P. rohdei, P. burmeisteri e P. bahiana apresentam os primeiros pares
cromossômicos grandes, o que não se observa em P. nordestina a qual apresenta
uma diminuição gradativa de tamanho dos pares cromossômicos. Ainda, o cariótipo
de P. nordestina diferiu das demais espécies, tendo apresentado cromossomos
menores e com morfologia unicamente metacêntrica e submetacêntrica. Esta
diferenciação pode ser um indicativo de que diferentes rearranjos cromossômicos
possam ter ocorrido na evolução cariotípica desta espécie quando comparada com a
P. bahiana, P. burmeisteri e P. rohdei.
Em análises realizadas por Haddad et al. (1994), P. tetraploidea e P. distincta
apresentaram constituição cromossômica muito semelhante à encontrada em P.
burmeisteri e P. bahiana, sugerindo homeologia entre os pares. Exceto o último par
que apresenta-se submetacêntrico em P. tetraploidea e P. distincta e metacêntrico
32
em P. bahiana e P. burmeisteri. Essa semelhança é consistente com a classificação
taxonômica proposta até o momento, uma vez que P. tetraploidea e P. distincta
pertencem ao mesmo grupo taxonômico de P. burmeisteri e P. bahiana (gr. P.
burmeisteri -Faivovich et al.,2005).
O predomínio de pares cromossômicos com morfologia metacêntrica e
submetacêntrica também foi observado em outras espécies de Hylidae (Busin et al.,
2006, 2007; Gruber et al., 2007). Segundo Morescalchi (1973, 1980) a evolução teria
favorecido cariótipos com números cromossômicos mais baixos e com predomínio
de metacêntricos. Apesar desta hipótese sugerir que o número cromossômico
(2n=26) seja basal para este grupo, a morfologia cromossômica de Phyllomedusa
sugere uma posição derivada.
6.2 – Caracterização da heterocromatina
P. bahiana, P. burmeisteri e P. rohdei apresentaram pequenos blocos de
heterocromatina localizados na região centromérica e em alguns cromossomos, na
região pericentromérica. P. bahiana apresentou também uma banda de
heterocromatina intersticial no par cinco. Nas espécies P. distincta e P. tetraploidea
Kasahara et al (2007) observaram o mesmo padrão de distribuição da
heterocromatina, centromérica e pericentromérica, encontrado nas espécies
estudadas no presente trabalho.
O padrão de distribuição da heterocromatina observado é relativamente
comum em anuros, sendo que em muitas espécies, blocos terminais também são
comumente encontrados (Schmid et al., 1978; 1990; 2002; Lourenço et al. 2000;
Veiga-Menoncelo et al., 2003; Silva et al., 2006; Campos et al., 2008). Segundo
Schmid (1978), nas famílias de anuros mais derivadas ocorrem praticamente
cromossomos com morfologia metacêntrica e submetacêntrica e a heterocromatina
intersticial e telomérica observada pode ser remanescente da heterocromatina de
cromossomos ancestrais acrocêntricos e microcromossomos que fusionaram
durante o processo evolutivo. Nas quatro espécies da família Hylidae estudadas por
este autor, foram observados blocos heterocromáticos na região centromérica,
33
pericentromérica e terminal, além de pequenas bandas intersticiais em alguns
cromossomos.
Nas espécies de Phyllomedusa aqui estudadas pode-se verificar que P.
nordestina apresenta blocos heterocromáticos bem maiores quando comparada com
as demais, e localizada na região centromérica e pericentromérica de todos os
cromossomos. Segundo Pieczarka e Mattevi (1998), são vários os processos que
podem aumentar a quantidade de heterocromatina no genoma. Dentre eles
destacam-se as trocas desiguais entre cromátides irmãs (Smith, 1976); eventos de
replicação que ampliam o número de cópias de um gene (Li, 1991); transposição do
material genético de um locus para outro e transformação da eucromatina (King,
1980). King (1991) sugere que eventos de transformação da eucromatina em
heterocromatina teriam ocorrido na espécie de anuro Litoria coplandi e teriam
modificado o estado de um de seus cromossomos sem alterar o tamanho.
Todas as espécies aqui analisadas apresentam também heterocromatina na
região da NOR. Mesmo em P. nordestina, na qual não é possível visualizar uma
marcação individualizada de banda C nesta região, acredita-se que o bloco
heterocromático estenda-se pelo menos até os segmentos adjacentes a NOR, uma
vez que a mesma encontra-se localizada intersticialmente. Nos estudos realizados
por Schmid (1978; 1982), foi observado que os segmentos cromossômicos
adjacentes as NORs foram heterocromáticos na maioria dos indivíduos analisados.
No entanto, em algumas espécies, ambas as regiões da NOR e as regiões
adjacentes, apresentaram-se banda C positiva. Dados semelhantes também foram
observados para Leptodactylus fuscus (Silva, et al., 2006), Paratelmatobius cardosoi
e P. poecilogaster (Lourenço et al., 2000) e em espécies de Litoria e Ciclorana (King
et al., 1990).
As espécies de Phyllomedusa aqui estudadas apresentaram resultados
semelhantes entre si com relação a composição de pares de bases da região de
heterocromatina. Em uma análise comparativa com o bandeamento C, pode-se
observar que a heterocromatina centromérica e da NOR são ricas em pares de base
GC, enquanto a heterocromatina pericentromérica, quando apresentou coloração
diferencial, apresentou-se rica em pares de base AT. Em anuros, a heterocromatina
34
observada na região da NOR tem se mostrado rica em pares de base GC (Schmid,
1980, Lourenço et al., 2000). Miura, et al. (1997) observou heterocromatina rica em
pares de base AT na região centromérica de Rana ridibunda e pericentromérica em
Rana japonica. Ainda, este tipo de coloração permitiu observar diferenças estruturais
em um par cromossômico entre duas populações de Rana lessonae não visíveis
com a coloração convencional.
6.3 – Número e distribuição das NORs
As quatro espécies aqui analisadas apresentaram variação com
relação à localização e ao número de cromossomos que carregam a NOR. P.
bahiana e P. burmeisteri apresentaram o mesmo padrão de NOR: um par de
cromossomos marcados e localizada na região pericentromérica do braço longo do
par nove. Diferenças na NOR entre estas duas espécies ocorrem em função de
heteromorfismos de tamanho da NOR observados em P. bahiana.
A maioria das espécies de anuros analisadas apresenta um par de
cromossomos com NOR, como observado por Kaiser et al. (1996) nas espécies de
Hypsiboas ebraccata, H. microcephala e H. phlebodes e na espécie Phyllomedusa
distincta (Kasahara et al., 2007). Schmid (1978) observou apenas um par de NOR
em todas as espécies de Bufo e Hyla analisadas e, segundo este autor, o número de
NORs é relativamente conservado nos diferentes gêneros, no entanto a posição da
NOR no cromossomo é bastante variável.
Segundo Schmid et al. (1982), variação no tamanho das NORs homólogas
como observado no presente trabalho em algumas células de um indivíduo de P.
bahiana é relativamente comum em anuros e na sua maioria, a variação no tamanho
é devida a uma duplicação ou triplicação em tandem da região dos genes de rDNA.
No entanto, este autor não observou nenhum indivíduo com as NORs apresentando
as duplicações ou triplicações em ambos os homólogos, como observado em um
indivíduo de P. bahiana. Segundo este autor, a amplificação de ambas as NORs
poderia ser uma condição letal. Uma possível explicação sugerida pelo autor para a
provável letalidade é que as sequências localizadas nos segmentos adjacentes a
35
NOR seriam alteradas ou deletadas pela duplicação ou triplicação. No caso de P.
bahiana, a amplificação da NOR em ambos os homólogos possivelmente não
causou nenhum dano significativo a integridade do genoma, uma vez que se
mostrou um rearranjo viável. Crossing over desigual e trocas entre cromátides irmãs,
além de duplicações e deleções tem sido consideradas as principais causas do
surgimento de NORs heteromórficas nos genomas.
O alto índice de variação com relação ao número de cromossomos que
carregam a NOR dentro da mesma população de P. rohdei e a variação
intrapopulacional observada nas populações de P. nordestina analisadas, indica um
alto grau de reorganização nesta região do genoma para estas espécies. Embora
mais raro, variação no número de NORs dentro de uma mesma população já foi
observado nas espécies Dendropsophus nanus (Medeiros, et al., 2006) e
Physalaemus petersi (Lourenço et al., 1998).
Rearranjos cromossômicos como inversão e translocação (King et al., 1990),
amplificação de cistrons de rDNA (Macgregor; Kezer, 1973), e elementos genéticos
transponíveis (Schubert; Wobus, 1985) são tidos como alternativas para explicar a
origem das NORs múltiplas nos organismos. Por outro lado, King et al. (1990) não
considera que os elementos genéticos transponíveis tenham tido sucesso como um
mecanismo evolutivo de mudanças cromossômicas em anuros, devido a
estabilidade no número de NORs em algumas espécies, como observado por
Schmid (1978) para espécies de Hyla.
Na ordem Anura, múltiplas NORs tem sido descritas para várias espécies
como Hyla chrysoscelis (Wiley et al., 1989), Engystomops petersi (Lourenço et al.,
1998), Physalaemus cuvieri (Silva et al., 1999), Allobates caeruleodactylus (Veiga-
Menoncello et al., 2003), Paratelmatobius poecilogaster (Lourenço, et al., 2000),
Leptodactylus petersii (Amaro-Ghilardi et al., 2006) e Leptodactylus mystacinus
(Silva et al., 2006). Segundo Hsu et al. (1975) um único par de NOR seria um caráter
plesiomórfico em relação a múltiplas NORs distribuídas pelo genoma. Neste sentido,
a NOR observada em P. burmeisteri e P. bahiana seria um caráter mais ancestral
quando comparada com as NORs múltiplas observadas em P. rohdei e P.
nordestina.
36
6.4 – Rearranjos cromossômicos nas espécies de Phyllomedusa
Os cromossomos são estruturas fundamentais para os organismos uma vez
que sua organização controla a atividade dos genes e determina os mecanismos da
herança genética. O funcionamento dos genes e do DNA é influenciado
principalmente pelo fato de estarem incorporados nos cromossomos e a alteração
da posição de um gene em um cromossomo pode afetar o seu comportamento.
Alterações estruturais nos cromossomos que posicionam algum gene próximo a
regiões de heterocromatina, por exemplo, pode causar sua inativação (Sumner,
2003).
Os resultados obtidos com este trabalho demonstraram a existência de
heteromorfismos cromossômicos nas duas populações de P. rohdei estudadas. O
heteromorfismo existente no primeiro par cromossômico é devido, provavelmente, a
deleção de um fragmento, o que diminuiu o tamanho de um dos braços.
Heteromorfismo similar também foi observado no par dois de P. bahiana e P.
burmeisteri. Além destes, uma provável inversão paracêntrica foi observada no par
cinco de P. bahiana e uma provável inversão pericêntrica teria mudado a morfologia
do par 12 em alguns indivídios da população de P. rohdei.
Variação morfológica nos cromossomos entre indivíduos de uma mesma
população é incomum em anuros. No entanto, evento similar ao encontrado no par
um de P. rohdei foi descrito para uma população de Lysapsus limellus bolivianus,
que apresentou heteromorfismo na morfologia do primeiro par e no tamanho relativo
dos homólogos (Busin et al., 2006). Neste caso, o heteromorfismo esteve associado
com a ocorrência de um segmento de NOR adicional em um dos homólogos. Para
um indivíduo de Paratelmatobius sp. (aff. cardosoi), Lourenço et al. (2003)
descreveram um provável caso de inversão pericêntrica em um par heteromórfico.
As inversões podem ocorrer de duas formas: paracêntrica ou pericêntrica,
ambas têm propriedades para originar produtos meióticos letais ou deletérios, uma
vez que podem resultar em fragmentos cromossômicos dicêntricos e acêntricos,
além dos produtos meióticos normais (King, 1993). As inversões paracêntricas
ocorrem nas regiões intersticiais dos cromossomos e as inversões pericêntricas
37
envolvem a região do centrômero alterando a morfologia cromossômica. Todas as
formas do rearranjo proporcionam mudanças na localização dos genes, o que pode
alterar ou mesmo anular a sua função. Aparentemente, as alterações
cromossômicas observadas em Phyllomedusa não causam danos a segregação
cromossômica nos gametas. Fato observado nas análises meióticas em P. rohdei na
qual o pareamento cromossômico não tem apresentado anomalias (Figura 14).
As alterações nos cariótipos em função de rearranjos cromossômicos
estruturais têm sido utilizadas em estudos citogenéticos como marcadores
citológicos para melhor compreensão dos processos evolutivos das espécies
(Dobigny et al, 2004). A provável inversão paracêntrica observada no par cinco de P.
bahiana é um importante marcadores citológico para diferenciar esta espécie de P.
burmeisteri, uma vez que ambas são morfologicamente muito similares. Os dados
obtidos podem auxiliar na compreensão da taxonomia de P. bahiana, uma vez que a
mesma apresentou dúvidas com relação ao seu status de espécie desde a sua
primeira classificação por Lutz em 1925. Tendo sido reclassificada como uma
subespécie de P. burmeisteri por Pombal Jr. e Haddad (1990) e novamente como
espécie válida, por Silva-Filho e Juncá (2006). Os dados citogenéticos permitiram
observar características cariotípicas únicas de P. bahiana.
Apesar das diferenças observadas no par cinco e na NOR de P. bahiana com
relação a P. burmeisteri, os demais pares cromossômicos são bastante
semelhantes. Ambos os dados, heteromorfismos e similaridade cariotípica, reforçam
a classificação morfológica que as mantém como espécies válidas, mas
proximamente relacionadas a ponto de estarem inseridas no mesmo grupo
taxonômico.
Phyllomedusa rohdei e P. nordestina, apesar de pertencerem ao mesmo
grupo taxonômico, apresentaram diferenças cariotípicas entre si. Estudos mais
aprofundados neste grupo envolvendo um maior número de espécies se fazem
necessários para entender melhor a dinâmica evolutiva destas espécies e sua real
posição dentro do grupo P. hypochondrialis no qual estão inseridas.
38
7-CONCLUSÕES
As técnicas citogenéticas aplicadas neste trabalho constituíram um
instrumento importante para o estudo das alterações cromossômicas que ocorreram
no cariótipo das espécies de Phyllomedusa analisadas.
As análises realizadas mostraram que, embora o número cromossômico
tenha sido constante (2n=26), as espécies apresentaram diferenças cariotípicas
estruturais e alto índice de heteromorfismos, o que reflete uma reorganização
considerável no genoma ao longo do processo evolutivo.
A análise dos cromossomos demonstrou que P. bahiana e P. burmeisteri
apresentam cariótipos bastante similares, concordando com a classificação
morfológica que as posiciona dentro do mesmo grupo taxonômico.
As análises em P. rohdei e P. nordestina demonstraram que, embora
taxonomicamente próximas, estas duas espécies apresentaram acentuadas
diferenças cariotípicas. Ambas apresentam diferentes padrões de localização e
número de cromossomos que carregam a NOR, quantidade de heterocromatina e
tamanho dos cromossomos. Análises com outras espécies do grupo P.
hypocondrialis são importantes para entender melhor a relação evolutiva existente
entre estas espécies.
As análises de bandemanto Ag-NOR permitiram observar que P. rohdei e P.
nordestina apresentaram alta variabilidade com relação ao número de cromossomos
que carregam a NOR. Estes dados indicam altos índices de reorganização do
genoma nesta região. Estudos mais aprofundados como o FISH são importantes
para entender a dinâmica dos rearranjos envolvidos na evolução desta região do
genoma.
39
Os dados obtidos neste trabalham demonstram que as quatro espécies
apresentam algumas características cariotípicas em comum e outras que as diferem
entre si, demonstrando estarem em diferentes momentos evolutivos. A visualização
da alta diversidade cariotípica existente, reafirma a importância da conservação dos
habitats destas espécies para preservá-las, e assim proteger a rica biodiversidade
encontrada na Mata Atlântica.
40
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