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UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ
CAIO CÉSAR POLI DOS SANTOS
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO:
TIPAGEM SANGUÍNEA EM CÃES
CURITIBA
NOVEMBRO/ 2015
2
UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ
CAIO CÉSAR POLI DOS SANTOS
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO:
TIPAGEM SANGUÍNEA EM CÃES
Trabalho de conclusão de curso apresentado ao Curso de Medicina Veterinária da Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde da Universidade Tuiuti do Paraná, como requisito parcial para obtenção do título de Médico Veterinário. Professora orientadora: Prof. Msc. Ana Laura D’Amico Fam.
CURITIBA
NOVEMBRO/ 2015
3
Aos meus pais e tios, por acreditar e investir em mim.
DEDICO
4
AGRADECIMENTOS
À minha família, em especial meus pais, minha irmã, meus tios e minha
princesa Carolina, pelo amor, pelo incentivo, pelo apoio incondicional a estudar e
conquistar meus objetivos.
Agradeço a minha mãe Rosa e ao meu pai Sérgio, por me ensinarem a ser
uma pessoa com caráter, coragem, sempre me deixando livre para tomar minhas
decisões, me incentivando nas horas difíceis, de desânimo е cansaço.
Agradeço aos meus tios Ana Helena e Valter por me incentivar a estudar,
batalhar, me aconselhando e indicando um caminho certo.
Aos meus amigos de SP que mesmo distantes, sempre me apoiaram e foram
compreensíveis com minha ausência.
Agradeço também a equipe LabSan, por me acolherem, me passar
conhecimento e aprendizado.
Obrigado às futuras companheiras de profissão Isabela, Maria Priscila e
Professora Jesséa de Fátima, por tornar os dias mais divertidos em nosso ambiente.
Muito obrigado a minha orientadora Ana Laura D’Amico, por abrir as portas e
me receber com carinho e gentilmente ter me guiado no decorrer deste trabalho.
E por ultimo, mas não menos importante, minhas filhas de quatro patas Elke,
Lady, Lize, Meg, Monique, Preta e Sofia.
5
“Importante não é ver o que ninguém nunca viu, mas sim,
pensar o que ninguém pensou sobre algo que todo mundo vê.”
Schopenhauer
6
RESUMO
Durante os anos de estudo, a patologia clínica na medicina veterinária vem se
destacando como uma área de grande importância. O estágio obrigatório
supervisionado sob a orientação da Médica Veterinária Dra. Ana Laura D’Amico Fam
no período de 17 de agosto de 2015 à 25 de setembro de 2015 no Laboratório
Veterinário LabSan e no período do dia 28 de setembro de 2015 à 30 de outubro de
2015 no Laboratorio Veterinario Próvita, ambos localizados na região de Curitiba,
Paraná. O objetivo do presente estudo é realizar revisão de literatura sobre os
grupos sanguíneos em cães e relatar um caso de canino, macho, três anos,
anêmico que foi necessário realizar a tipagem sanguínea para DEA 1.1 após três
provas de compatibilidade com resultado de incompatibilidade.
Palavras-chave: canino, tipos sanguíneos, compatibilidade.
7
LISTA DE ABREVIATURAS, SÍMBOLOS E SIGLAS
< : menor que
> : maior que
%: Porcentagem
µL: Microlitro
ALT: Alanina Amino Transferase
AST: Aspartato Amino Transferase
BID: Bis in die (Latim) – duas vezes ao dia
CHCM: Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média nos Eritrócitos
DEA: Dog Erythrocyte Antigen
FA: Fosfatase Alcalina
fL: Fentalitros
g/dL: Grama por decilitro
GGT: Gama Glutamil Transferase
Kg: Quilogramas
L: Litro
PCR: Reação em Cadeia da Polimerase (Polymerase Chain Reaction)
mg: Miligramas
TID: Ter in die (Latim) – três vezes ao dia
UI/L: Unidades Internacionais por Litro
UTP: Universidade Tuiuti do Paraná
8
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 – Centro Médico Veterinário VetSan – Anexo laboratório LabSan. 13
FIGURA 2 – Hospital Veterinário Próvita – Anexo laboratório Próvita............. 13
FIGURA 3 – Entrada do Laboratório Veterinário Próvita.................................. 14
FIGURA 4 – Bancada de processamento de exames...................................... 15
FIGURA 5 – Equipamentos utilizados no laboratório....................................... 15
FIGURA 6 – Equipamentos utilizados no laboratório....................................... 16
FIGURA 7 – Bancada com microscópio........................................................... 16
FIGURA 8 – Equipamentos utilizados no laboratório.................................... 17
FIGURA 9 – Exemplo esquemático do fenótipo sanguíneo de um cão........... 23
FIGURA 10 A – Cartão RapidVet® canino............................................................ 31
FIGURA 10 B – Cartão RapidVet® felino.............................................................. 31
FIGURA 11 A – Canine Quick Test....................................................................... 32
FIGURA 11 B – Feline Quick Test........................................................................ 32
FIGURA 12 – Kit RapidVet-H®........................................................................... 37
FIGURA 13 – Cartão RapidVet-H® canino......................................................... 38
FIGURA 14 A – Processamento da amostra no cartão RapidVet-H® canino....... 38
FIGURA 14 B – Visualização da amostra de auto aglutinação.............................. 39
FIGURA 15 A – Processamento da amostra no cartão RapidVet-H® canino....... 39
FIGURA 15 B – Resultado da amostra no cartão RapidVet-H® canino................ 40
FIGURA 16 – Aglutinação................................................................................. 43
FIGURA 17 – Rouleaux...................................................................................... 43
9
LISTA DE QUADROS
Quadro 1 – Frequência fenotípica de antígenos eritrocitários de cães em
diversos países e constatou ampla variação geográfica............... 29
10
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 – Relação de exames realizados e sua quantidade............................... 19
TABELA 2 – Relação de outros exames realizados e sua quantidade................... 19
TABELA 3 – Peso moleculares de alguns antígenos eritrocitários de canídeos..... 22
TABELA 4 – Anticorpos naturais em canídeos........................................................ 34
TABELA 5 A – Primeiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow,
macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico
direito...................................................................................................... 35
TABELA 5 B – Primeiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow,
macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico
direito...................................................................................................... 36
TABELA 6 A – Segundo exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow,
macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito........... 36
TABELA 6 B – Segundo exame do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três
anos de idade, com lesão membro pélvico direito.............................. 36
TABELA 7 – Terceiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow,
macho, três anos de idade, com lesão membro pélvico direito........... 41
11
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 12
2 DESCRIÇÃO DO LOCAL DO ESTÁGIO .............................................................. 12
2.1 Instalações e Funcionamento ...................................................................... 14
2.2 Atividades Desenvolvidas ........................................................................... 17
2.3 Casuística ..................................................................................................... 18
3 REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................ 20
3.1 Genética......................................................................................................... 21
3.1.1 Grupos sanguíneos de cães ................................................................. 23
3.1.1.1 DEA 1 ............................................................................................. 23
3.1.1.2 DEA 3 e DEA 5 ............................................................................... 25
3.1.1.3 DEA 4 ............................................................................................. 26
3.1.1.4 DEA 7 ............................................................................................. 26
3.1.1.5 DEA 6 e DEA 8 ............................................................................... 27
3.1.1.6 Dal .................................................................................................. 28
3.1.1.7 Sistema Shigeta (SGT) ................................................................... 28
3.1.2 Frequência fenotípica ......................................................................... 29
3.2 Métodos de tipagem sanguínea e testes de compatibilidade .................... 30
3.3 Testes de tipagem ......................................................................................... 31
3.4 Reações transfusionais adversas ................................................................ 33
4 RELATO DE CASO .............................................................................................. 35
5 DISCUSSÃO ......................................................................................................... 41
6 CONCLUSÃO ....................................................................................................... 44
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ........................................................................ 45
12
1 INTRODUÇÃO
A vivência do estágio supervisionado é de importância para a formação
profissional e pessoal, visando desenvolver novas habilidades e preparando para o
mercado de trabalho.
Os cães possuem cinco grupos sangüíneos bem estabelecidos, compostos
por sete determinantes antigenos eritrocitários, os quais são denominados de "dog
erythrocyte antigen" (DEA). O grupo DEA 1 (subgrupos 1.1, 1.2 e 1.3) tem sido
considerado o mais importante no que se refere às transfusões de sangue. Isto
ocorre porque esse grupo possui um alto potencial para estimulação antigênica e,
dessa forma, pode estimular a produção de anticorpos se um receptor DEA 1
negativo receber uma transfusão de sangue DEA 1 positivo, levando a uma reação
transfusional hemolítica em uma segunda transfusão com hemácias do tipo DEA 1.
O objetivo do presente estudo é realizar revisão de literatura sobre os grupos
sanguíneos em cães e relatar um caso de canino, macho, de três anos, anêmico que
foi necessário realizar a tipagem sanguínea para DEA 1.1 após três provas de
compatibilidade com resultado de incompatibilidade.
2 DESCRIÇÃO DO LOCAL DE ESTÁGIO
O estágio curricular obrigatório foi realizado em dois laboratórios veterinários,
iniciado em 17 de Agosto de 2015 à 25 de Setembro de 2015 no Laboratório
Veterinário LabSan (Figura 1), situado na Avenida São José, 713, Cristo Rei -
Curitiba/PR, em regime de oito horas diárias, totalizando 232 horas de atividades,
supervisionado pela médica veterinária Dra. Cynthia Cristina Venancio da Silva. E do
dia 28 de Setembro de 2015 à 30 de Outubro de 2015 no Laboratório Veterinário
Próvita (Figura 2 e Figura 3), situado na Rua Victório Viezzer, 209, Mercês -
Curitiba/PR, em regime de oito horas diárias, totalizando 184 horas de atividades,
supervisionado pela médica veterinária Dra. Jesséa de Fátima França. Totalizando
416 horas de estágio supervisionado.
13
Figura 1 – Centro Médico Veterinário VetSan – Anexo Laboratório LabSan
.
Figura 2 – Hospital Veterinário Próvita - Anexo Laboratório Próvita.
14
Figura 3 – Entrada inferior com acesso ao Laboratório Veterinário Próvita.
O Laboratório Veterinário LabSan é composto por uma equipe de três
médicas veterinárias, um administrador, duas estagiárias e um motoboy. Já o
Laboratório Veterinário Próvita é composto por duas médicas veterinárias, duas
estagiárias e um motoboy.
Em ambos os laboratórios, foram realizadas as atividades de recebimentos de
amostras, manipulação em bancada, execução de exames, emissão de laudos e
organização laboratorial.
Os exames realizados nos laboratórios veterinários foram: hematologia,
bioquímica, hemostasia, hemoterapia, análise de urina, análise de líquidos
cavitários, parasitologia, imunologia e citologia diagnóstica. Alguns exames são
realizados por laboratórios terceirizados.
2.1 Instalações e funcionamento
O laboratório veterinário LabSan funciona de segundas às sextas-feiras das
8:30 às 20 horas e aos sábados das 9 às 17 horas, recebendo amostras provindas
de diversas clínicas e hospitais veterinários da região e outros estados brasileiros.
15
Internamente dispõe de um ambiente com todos os equipamentos necessários para
suas atividades (Figura 4).
O laboratório veterinário Próvita funciona de segundas às sextas-feiras das 9h
às 19 horas e aos sábados das 9 às 12 horas, recebendo amostras provindas de
diversas clínicas e hospitais veterinários da região (Figura 5).
Figura 4 – Bancada de recebimento e processamento das amostras.
Figura 5 – Bancada de processamento de exames.
16
Em ambos os laboratórios os equipamentos estão alocados em bancada. O
laboratório veterinário LabSan possui um contador hematológico semi-automático
CELM CC- 530 e CELM DA-50, uma centrífuga de microhematócrito FANEM MOD-
2410 e Centrifuga para tubos Excelsa II FANEM MOD – 206. Possui também um
analisador bioquímico semi-automático Bioquímico BIO-PLUS 2000, Pipetas
Automáticas e Banho-Maria (Figura 6), dois microscópios Olympus CX21 (Figura 7).
Figura 6 – Equipamentos utilizados no laboratório.
Figura 7 – Bancada com microscopio.
Já no laboratório veterinário Próvita os equipamentos são uma centrífuga de
microhematócrito Centribio, uma centrífuga para tubos Centribio, um banho maria
17
Stem 6, um fotômetro de chama Benfer BFC-300, um contador hematológico semi-
automático CELM CC-530, um analisador bioquímico automático Wiener Lab e um
analisador bioquímico semi-automático Bioeasy 200-Vet , coagulômetro CLO Timer
e dois microscópios Nikon Eclipse E200 (Figura 8).
Figura 8 – Equipamentos utilizados no laboratório.
2.2 Atividades Desenvolvidas
Após o recebimento da amostra, avalia-se sua viabilidade de processamento,
e é iniciado o processo.
Em casos de recebimento de amostras inviáveis, como por exemplo presença
de coágulos em tubo de EDTA, quantidade insuficiente de amostra ou presença de
fibrina, solicita-se uma nova coleta para que possa dar continuidade ao processo.
Caso as amostras estejam adequadas, faz-se a transferência dos dados da
requisição para o banco de dados do laboratório. Assim feito, o exame está apto ao
seu processamento.
Os exames mais frequentemente realizados em ambos laboratórios
veterinários são o hemograma, os bioquímicos, a urinálise, o coproparasitológico e
os teste rápidos (Snap test). No hemograma, faz-se um esfregaço sanguíneo, em
seguida cora-se com panótico rápido. Preenche o capilar que após centrifugação,
avalia-se o hematócrito e a proteína plasmática. É realizada a diluição do sangue
com EDTA para obter a contagem total de leucócitos e eritrócitos. Para a contagem
18
do diferencial leucocitário através do esfregaço, utiliza-se o microscópio. Caso seja
visualizada alguma alteração, faz-se observação em laudo.
Com o soro sanguíneo, que foi centrifugado, são realizados os exames
bioquímicos, sendo transferido ao analisador bioquímico. Caso observada alguma
alteração na coloração ou na turbidez da amostra, faz-se uma observação no laudo,
considerando que os resultados dos exames bioquímicos podem ser influenciados
pelos diferentes estados do soro.
Para a análise de urina, realiza-se exame físico, químico e do sedimento
urinário. Inicia-se observando o volume da amostra recebida, a coloração, o aspecto
e a densidade. Em seguida, é avaliado o exame químico via fita Uriquest Plus I.
Após, é realizada a centrifugação, desprezando o sobrenadante e pipetando uma
gota do material em uma lamina para a leitura e avaliação.
O exame coproparasitológico é processado com cinco gramas de fezes em 50
mL de Cloreto de Sódio e Sulfato de Zinco pela técnica de flutuação. Realiza-se a
diluição das fezes no meio, passa por uma filtração colocando uma lâmina sobre o
líquido. É necessário aguardar em média 15 minutos para realizar a leitura do
material em lâmina.
As demais atividades no laboratório, sempre com a supervisão de um médico
veterinário responsável, constituem a limpeza de materiais, emissão de laudos,
preparação de amostras para postagem à laboratórios de serviços terceirizados,
além da organização geral do laboratório.
2.3 Casuística
Durante o período de estágio obrigatório foram acompanhados 3.475 exames
laboratoriais, sendo a grande maioria voltada para as espécies canina e felina. Na
Tabela 1 estão especificados os exames realizados e suas respectivas quantidades.
Na Tabela 2 estão especificados outros exames realizados nas suas respectivas
quantidades.
19
Tabela 1 – Relação de exames realizados no laboratório e suas quantidades.
Tabela 2 - Relação de outros exames realizados no laboratório e sua quantidade
2.310
58
9
38
634
4
50
60
83
117
0 500 1.000 1.500 2.000 2.500
Bioquímico
Citologia
Coagulação
Coproparasitológico
Hemograma
Histopatológico
Hormonal
Microbiologia
Urinálise
Imunologia
Bioquímico
Citologia
Coagulação
Coproparasitológico
Hemograma
Histopatológico
Hormonal
Microbiologia
Urinálise
Imunologia
2
11
9
5
2
3
7
Hemogasometria Venosa
Análise de Líquidos
Contagem de Reticulócitos
Fibrinogênio
Teste de Coombs
Teste de Tipagem Sanguínea
Teste de CompatibilidadeSanguínea
20
3 REVISÃO DE LITERATURA
Os antígenos eritrocitários de membrana estão localizados na superfície dos
eritrócitos. São detectados e descritos com base na sorologia com anticorpos
monoclonais ou policlonais. Esses antígenos apresentam imunogenicidade variável
e, por isso, importância clínica diferente. Na medicina veterinária a importância
clínica dos tipos sanguíneos está relacionada às reações transfusionais e à
isoeritrólise neonatal (ANDREWS & PENEDO, 2010; SILVESTRE FERREIRA &
PASTOR, 2010). Os tipos sanguíneos são determinados por marcadores genéticos
espécie-específicos da membrana dos eritrócitos que possuem características
potencialmente antigênicas. A associação de tipos sanguíneos expressos em dois
ou mais alelos no mesmo locus determinam um sistema de grupo sanguíneo
(GIGER, 2005; MALIK et al., 2005).
O alelo é cada uma das formas alternativas do mesmo gene que ocupam um
locus no cromossomo. Já o locus é um local fixo e invariável do cromossomo, onde
está localizado um determinado gene. Genes que ocupam o mesmo locus no
cromossomo são chamados genes alelos. Quando os genes do locus são idênticos
nos alelos e codificam uma característica igual, o indivíduo é considerado
homozigoto. Mas se os genes apresentarem características distintas e ocuparem o
mesmo locus nos alelos, o indivíduo é considerado heterozigoto (SAXENA et al.,
1996).
A detecção de aloanticorpos contra antígenos da membrana de eritrócitos
permitiu a descrição de mais de 12 sistemas de grupos sanguíneos em cães. Foi
sugerido que algumas glicoproteínas estão relacionadas a certos grupos
sanguíneos, porém ainda é necessária sua caracterização bioquímica e molecular
(GIGER, 2005). Primeiramente, os antígenos eritrocitários dos grupos sanguíneos
de cães foram classificados em A, B, C, D, E, F e G, segundo a ordem de 4 , esta
ordem nomeou os grupos DEA 1, DEA 3, DEA 4 e DEA 5 (SUZUKI et al., 1975).
Após essa classificação, foi descrito um segundo tipo de antígeno A, inicialmente
denominado de A' e que é menos imunogênico do que o A. Posteriormente, esses
dois subtipos foram reclassificados como A1 (antigo A), que possui alta
imunogenicidade e A2 (antigo A'), que possui menor imunogenicidade do que o A1
(ANDREWS & PENEDO, 2010).
21
Atualmente a nomenclatura utilizada para os grupos sanguíneos de cães foi
determinada no segundo workshop sobre imunogenética canina, realizado em 1976,
contudo não é mundialmente aceita. Esse método de classificação utiliza a sigla
DEA (Dog Erythrocyte Antigen), seguida do número correspondente ao locus no
cromossomo e um segundo número que corresponde a cada alelo identificado num
mesmo locus. Dessa forma, há sete sistemas de grupos sanguíneos de cães
internacionalmente reconhecidos: DEA 1, DEA 3, DEA 4, DEA 5, DEA 6, DEA 7 e
DEA 8, com o grupo DEA 1 subdividido em DEA 1.1, DEA 1.2 e DEA 1.3
(HOHENHAUS, 2004; MARQUES, 2010).
Também foi identificado e descrito um novo grupo sanguíneo em cães
independente do sistema DEA, caracterizado pela presença de um antígeno
eritrocitário denominado Dal, com base na detecção, o aloanticorpos da classe IgG,
adquirida em cães Dálmatas foi comprovada a partir de técnicas de compatibilidade,
crossmatching, como responsável pela reações transfusionais, presumindo um novo
tipo de sangue.
Dálmatas sem o Dal antígeno são susceptíveis à risco de reações
transfusionais hemolíticas tardias e agudas. (BLAIS et al., 2007).
Nos dias de hoje, estão disponíveis no mercado três métodos para tipagem
de sangue DEA 1.1: de cartão, de coluna de gel e o MSU (Michigan State
University). Para os tipos DEA 1.1, DEA 1.2, DEA 3, DEA 4, DEA 5 e DEA 7
somente está disponível o método MSU (GIGER et al., 2005). A maior parte dos
testes de tipagem são baseados em reações de aglutinação, com os antígenos
detectados pela presença de hemoaglutinação com os anticorpos poli ou
monoclonais. A ausência da hemoaglutinação indica que o cão é negativo para o
antígeno testado (GIBSON, 2007).
3.1 Genética
Os grupos sanguíneos são definidos pela presença de antígenos polimórficos
e espécie-específicos presentes na membrana dos eritrócitos (REID & WESTHOFF,
2007), entretanto a caracterização molecular desses antígenos eritrocitários ainda
não está completamente definida. Corato et al. (1997) definiram o peso molecular de
alguns antígenos eritrocitários e verificaram que os eritrócitos dos cães possuem
uma proteína de membrana semelhante à do grupo sanguíneo Rh dos humanos.
22
Todavia, ainda não foi determinada a importância clínica ou o potencial de promover
reações transfusionais dessa proteína (Tabela 3).
A transmissão genética dos sistemas de grupos sanguíneos em cães ocorre
de forma semelhante à dos humanos, pois trata-se de uma herança genética
independente entre si. Assim, um animal pode expressar mais de um antígeno, por
exemplo, DEA 1.1, DEA 4 e DEA 8, mas sem que haja dominância de algum deles.
Todavia, um mesmo animal não pode expressar DEA 1.1, DEA 1.2 ou DEA 1.3 de
forma simultânea, uma vez que são genes expressos no mesmo locus. É importante
ressaltar que há uma alta frequência de cães DEA 1.1 e DEA 4 positivos, o que
diminui, mas não elimina, as chances de sensibilização e ocorrência de reações
transfusionais por incompatibilidade. Cada animal expressa um fenótipo para cada
grupo sanguíneo, seja ele positivo ou nulo, com dominância determinada pelas leis
de Mendel. A importância dos grupos sanguíneos em cães é relacionada a três
fatores: 1) a incidência de determinado antígeno na população, 2) a incidência de
anticorpos naturais na população, 3) o efeito da interação entre o antígeno e o
anticorpo em animais transfundidos, determinado pelo potencial antigênico de cada
tipo sanguíneo (HALE, 1995; GIBSON, 2007). Os aloanticorpos ou isoanticorpos
(principalmente IgG e IgM) são os anticorpos produzidos contra tecidos provenientes
de um indivíduo da mesma espécie. Há poucas informações sobre as
imunoglobulinas relacionadas aos tipos sanguíneos dos cães, o que dificulta a
realização de estudos sobre a antigenicidade dos antígenos eritrocitários e o
entendimento das reações transfusionais ocorridas em cães (HALE, 1995). Os
estudos que visam a classificação das imunoglobulinas relacionadas aos tipos
sanguíneos de cães poderiam auxiliar na implantação de novas formas de tipagem
23
sanguínea e na produção de anti-soros específicos e eficazes (SOUZA, 2005). A
exceção do grupo sanguíneo DEA 1, cujos antígenos são expressos em alelos do
mesmo locus, os cães podem apresentar qualquer combinação de antígenos
eritrocitários (Figura 9), expressando fenótipos variados (MARQUES, 2010).
Figura 9 - Exemplo esquemático do fenótipo sanguíneo de um cão. Fonte: MARQUES, 2010
3.1.1 Grupos sanguíneos de cães
3.1.1.1 DEA 1
O grupo DEA 1 (antigo A) é composto por três fatores (1.1, 1.2 e 1.3) e quatro
fenótipos possíveis, de acordo com o alelo presente: DEA 1.1, DEA 1.2 ou DEA 1.3
positivo, quando apresentarem um dos três antígenos, ou o tipo DEA nulo, quando
não apresentarem nenhum antígeno. Aparentemente, a transmissão genética é
autossômica dominante, sendo o DEA 1.1 o de maior dominância, seguido do 1.2,
1.3 e o nulo (SYMONS & BELL, 1991).
24
Os antígenos eritrocitários DEA 1 são descritos como subtipos de uma série
linear que induzem a produção de anti-soro responsável por provocar diferentes
graus de reação cruzada com os antígenos da mesma série linear. Dessa forma, um
cão negativo para DEA 1 que foi sensibilizado (ou seja, recebeu uma transfusão de
sangue de qualquer subtipo DEA 1) irá produzir o antisoro anti-DEA 1. Caso esse
animal receba uma nova transfusão com sangue DEA 1.1, os eritrócitos recebidos
sofrerão aglutinação intensa e hemólise; se o sangue transfundido for do tipo DEA
1.2 ou 1.3 poderá ocorrer aglutinação variável, porém sem hemólise dos eritrócitos
recebidos (SYMONS & BELL, 1991; HALE, 1995).
No entanto, se um cão com o tipo sanguíneo DEA 1.2 receber sangue DEA
1.1 irá produzir anticorpos exclusivamente anti-DEA 1.1, comprovando a existência
de ativação sorológica cruzada e sugerindo que anticorpos anti-DEA 1.1
desencadeiam resposta imune exacerbada, pois mesmo sendo do mesmo grupo
(DEA 1) o DEA 1.1 induz reação transfusional no DEA 1.2 (HALE, 1995). Hara et al.
(1991) e Giger et al. (1995) demonstraram o envolvimento de imunoglobulinas da
classe das IgG nas reações imunes contra DEA 1.1 e DEA 3, respectivamente.
Contudo, ainda são poucos os estudos acerca de quais imunoglobulinas estão
envolvidas nas reações transfusionais.
Apesar de poucos relatos de anticorpos naturais para o sistema DEA 1.1, este
é o tipo sanguíneo de maior relevância quanto às reações transfusionais. Indivíduos
sensibilizados em transfusões prévias poderão desenvolver reações hemolíticas
graves em uma transfusão incompatível subsequente, devido ao desenvolvimento
de altos títulos de anticorpos de ação semelhante à hemolisina contra os antígenos
eritrocitários DEA 1 (SYMONS & BELL, 1991; GIBSON, 2007). As hemolisinas são
toxinas produzidas por bactérias que provocam lise dos eritrócitos in vitro.
No caso de transfusões com sangue incompatível do tipo DEA 1 ocorre
hemólise imediata com remoção das hemácias transfundidas em até 12 horas,
acarretando em hemoglobinúria e hiperbilirrubinemia (GIGER et al., 1995). A reação
hemolítica aguda pode cursar com vasoconstrição, isquemia renal e coagulação
intravascular disseminada, além de manifestações clínicas de choque (LANEVSCHI
& WARDROP, 2001).
Devido à severidade das reações ocorridas em transfusões incompatíveis
para DEA 1.1, é extremamente recomendado que o perfil imunológico para DEA 1.1,
25
tanto do doador quanto do receptor, seja previamente descrito ou que, no mínimo, o
doador seja negativo para DEA 1.1 (GIBSON, 2007).
As reações transfusionais envolvendo cães DEA 1.2 negativos recebendo
transfusões sucessivas de sangue DEA 1.2 positivos também são hemolíticas,
porém levam de 12 a 24 horas para ocorrer e cursam com hemólise extravascular
(GIGER et al., 1995; HALE, 1995). Reações envolvendo a sensibilização de cães
DEA 1.3 negativos ainda não estão bem documentadas, pois a disponibilização de
anti-soro para tipagem ainda é recente e este subtipo foi detectado apenas em cães
na Austrália (GIGER, 2005).
A transfusão de plasma incompatível também pode causar reações
hemolíticas se o plasma do doador apresentar soro anti-DEA 1 e o receptor
apresentar fenótipo DEA 1 positivo, porém se trata de reações hemolíticas brandas.
Mais comuns são as reações ocasionadas por outras proteínas presentes no plasma
do doador reconhecidas como antígenos por anticorpos presentes no plasma do
receptor (LANEVSCHI & WARDROP, 2001).
3.1.1.2 DEA 3 e DEA 5
Diferentemente dos tipos DEA 1 e DEA 7, que possuem vários subtipos, os
tipos sanguíneos DEA 3 (o antigo tipo B) e DEA 5 (antigo tipo D), podem codificar
para os fenótipos DEA 3 e DEA 5 positivos ou DEA 3 e DEA 5 nulos. A herança
genética é autossômica dominante, sendo os fenótipos DEA 3 e DEA 5 positivos
dominantes sobre os fenótipos DEA 3 e DEA 5 nulos (ANDREWS & PENEDO,
2010).
Os tipos sanguíneos DEA 3 e DEA 5 apresentam menor significado clínico
devido a sua baixa ocorrência sendo, por esse motivo, pouco estudados. As reações
transfusionais causadas por incompatibilidade para esses tipos sanguíneos são do
tipo imunomediadas tardias, caracterizadas por hemólise extravascular causada pela
remoção das hemácias incompatíveis da circulação (HALE, 1995). A perda das
hemácias incompatíveis transfundidas ocorre em até cinco dias após a transfusão
(EJIMA et al., 1994).
Diferentemente dos animais DEA 1 negativos, que não apresentam anticorpos
naturais anti-DEA 1, aproximadamente 20% dos cães negativos para DEA 3 e 10%
dos cães negativos para DEA 5 apresentam anticorpos naturais anti-DEA 3 e anti-
DEA 5, respectivamente. Por isso, cães positivos para esses tipos não devem ser
26
utilizados como potenciais doadores sanguíneos (HALE, 1995). Os cães da raça
Greyhound são considerados bons doadores de sangue devido a seu maior índice
cardíaco e à baixa frequência de ocorrência do tipo DEA 1.1 (13%) e alta frequência
de ocorrência do tipo DEA 4 (100%). No entanto, animais desta raça também
apresentam frequência de ocorrência moderada dos fenótipos DEA 3 (24,8%) e DEA
5 (23%) e, por isso, sua utilização como doadores deve ser cautelosa (HALE, 1995;
IAZBIK et al, 2010).
3.1.1.3 DEA 4
Assim como o DEA 3 e o DEA 5, o tipo DEA 4 (antigo C) não possui subtipos
e apresenta unicamente dois fenótipos possíveis, DEA 4 positivo ou DEA 4 nulo.
Apesar de apresentar a maior prevalência nos cães entre os tipos sanguíneos, não
confere alta antigenicidade o que significa que mesmo cães negativos sensibilizados
com hemácias positivas não apresentam hemólise ou remoção precoce das
hemácias transfundidas. Sendo assim, cães positivos exclusivamente para DEA 4
são considerados doadores universais (HALE, 1995; LANEVSCHI & WARDROP,
2001; NOVAIS et al., 2004).
Outra importante característica é que não foi documentada, até o momento, a
ocorrência de anticorpos naturais para esse antígeno (GIBSON, 2007). Cães
negativos para DEA 4 que são sensibilizados irão produzir altos títulos de anticorpos
para este antígeno, porém com grande variação de tempo, entre quatro e 40 dias e,
em geral, as reações transfusionais não geram retirada precoce das hemácias
circulantes (HOHENHAUS, 2004).
O relato de um cão DEA 4 negativo, sensibilizado por transfusão prévia, que
desenvolveu reação hemolítica aguda após nova transfusão de sangue DEA 4
positivo revelou que os conceitos acerca da antigenicidade deste grupo, bem como a
importância clínica das reações transfusionais após transfusões DEA 4
incompatíveis, devem ser revistos (MELZER et al., 2003).
3.1.1.4 DEA 7
O sistema DEA 7, ou sistema Tr, pode expressar três fenótipos, o DEA Tr
positivo e o DEA O positivo, que apresentam os respectivos antígenos Tr e O na
membrana, e o DEA 7 nulo, que não apresenta quaisquer dos dois antígenos na
membrana eritrocitária. De forma semelhante ao que ocorre no DEA 1, apenas um
27
dos antígenos pode ser expresso no mesmo animal, com o DEA Tr positivo mais
dominante, seguido do DEA O e, por fim, o DEA 7 nulo (COLLING & SAISON,
1980).
O antígeno responsável pelo tipo sanguíneo DEA 7, ou sistema Tr, é uma
proteína solúvel que se adere à superfície dos eritrócitos e não é considerada como
antígeno integral da membrana eritrocitária por ser produzida em outro local do
organismo, ainda não definido, secretada no plasma e só então adsorvida pela
membrana eritrocitária. A ocorrência de anticorpos naturais ainda não está
totalmente estabelecida, uma vez que seriam caracterizados por crioaglutininas, que
só reagem em baixas temperaturas (HALE, 1995, LANEVSCHI & WARDROP, 2001).
Provavelmente por esse motivo, GIGER et al. (1995) não encontraram anticorpos
naturais anti-DEA 7 que reagissem na temperatura corporal em cães DEA 7
negativos. Devido à controvérsia existente, é prudente que cães com fenótipo DEA 7
não sejam utilizados como doadores.
De forma semelhante ao que ocorre em cães DEA 3 e DEA 5 negativos e
sensibilizados, cães DEA 7 negativos sensibilizados, quando recebem transfusão de
sangue incompatível, podem produzir uma reação imune tardia pela produção de
aloanticorpos, o que leva ao sequestro das hemácias incompatíveis pelo sistema
monocítico fagocitário, seguida de hemólise extravascular em até três dias (HALE,
1995). A alta incidência de cães positivos para esse antígeno (45-50%) associada à
presença de aloanticorpos naturais, mesmo que em baixas concentrações, são
fatores de risco associados à reações transfusionais em cães, mesmo após a
primeira transfusão (GIBSON, 2007).
3.1.1.5 DEA 6 e DEA 8
Os grupos DEA 6 (antigo F) e DEA 8 (antigo He), reconhecidos no segundo
workshop sobre imunogenética canina realizado em 1976, não foram mais
estudados devido ao insucesso da reprodução de anticorpos policlonais anti-DEA 6
e anti-DEA 8. Kits para tipagem desses grupos sanguíneos não estão disponíveis, o
que impossibilita sua detecção na membrana eritrocitária (HALE, 1995; GIGER
2005).
28
3.1.1.6 Dal
Inicialmente, este tipo sanguíneo foi identificado pela presença de
aloanticorpos específicos da família das IgG em alguns cães da raça Dálmata que
haviam sido previamente sensibilizados por transfusões sanguíneas incompatíveis.
O antígeno apresentou frequência de 100% na população canina geral nos estudos
de Blais et al. (2007) e Kessler et al. (2010). Já nos cães da raça Dálmata, Blais et
al. (2007) encontraram frequência muito menor (16%) para esse antígeno.
Anticorpos naturais não foram encontrados em cães negativos que nunca receberam
transfusão e a reação transfusional relacionada a este tipo sanguíneo é do tipo
hemolítica aguda. Todos os cães da raça Dálmata que já receberam transfusão
sanguínea devem receber apenas sangue compatível testado em prova de
compatibilidade maior e menor (BLAIS et al., 2007).
3.1.1.7 Sistema Shigeta (SGT)
O sistema Shigueta (SGT) é um sistema de grupos sanguíneos de cães
composto por nove tipos, com a diferenciação baseada em dois sistemas
antigênicos que garantem fácil diferenciação entre tipo e subtipo sanguíneo. Este
sistema é independente do sistema DEA e foi adotado no Japão com base em
quatro anticorpos monoclonais: d-1, d-2 d-B, d-A, que dão origem aos tipos 1-1A, 1-
1B, 1-1AB, 1-2A, 1-2B, 1-2AB, 1(-)A, 1(-)B e 1(-)AB (OGNEAN et al., 2006).
Segundo esse sistema, existe vasta dominância do tipo B, com alta
frequência (45,7%) do subtipo 1-1B. Semelhante ao observado no sistema DEA,
parece haver maior frequência de tipo sanguíneo segundo a raça dos cães, como é
o caso do Pastor Alemão e do Bulldog Inglês, que apresentaram frequência de
sangue tipo 1(-)B de 50%. O Pastor Alemão é considerado um bom doador já que
esta raça apresenta alta frequência de cães 1(-)B e a população tem alta frequência
de cães tipo B. Quando usado o sistema DEA, esses cães apresentam também alta
incidência de DEA 1 negativos aumentando ainda mais o potencial de doadores de
cães dessa raça (OGNEAN, 2007; OGNEAN et al., 2008).
Até o momento apenas o sistema SGT A apresentou correlação com o
Sistema DEA, sendo este o grupo SGT A que equivale ao DEA 3. Ademais, pouco é
definido quanto a frequência desses grupos sanguíneos ou mesmo quanto a
bioquímica molecular desses antígenos eritrocitários (GIGER et al., 2005).
29
3.1.2 Frequência fenotípica
A distribuição dos diferentes grupos sanguíneos varia de acordo com a
localização geográfica e com a raça dos cães. Estudos sobre a frequência dos
antígenos da membrana eritrocitária de cães são restritos, principalmente devido à
ausência de anticorpos naturais e à restrita disponibilidade de reagentes de
tipificação comercialmente disponíveis (GIGER et al., 1995).
Marques (2010) estudou a frequência fenotípica de antígenos eritrocitários de
cães em diversos países e constatou ampla variação geográfica (Quadro 1).
Quadro 1 - Frequência fenotípica de antígenos eritrocitários de cães em diversos países e constatou
ampla variação geográfica
Legenda: n – número total de cães tipificados; % - frequência relativa; ND – não determinado.
30
3.2 Métodos de tipagem sanguínea e testes de compatibilidade
Wardrop et al. (2005) abordaram a necessidade de uma criteriosa triagem dos
doadores de sangue para doenças infecciosas e traçaram diretrizes sobre quais
exames devem ser feitos para a seleção dos cães e gatos doadores. Porém, a real
necessidade de se determinar o tipo sanguíneo do doador, bem como de promover
os testes de compatibilidade é discutida, e ainda não há consenso. O objetivo de
promover a tipagem sanguínea e os testes de compatibilidade é prevenir a
transfusão de hemácias incompatíveis que possam causar reações transfusionais
imunomediadas graves, colocando em risco a vida do paciente. A utilização de
transfusão sanguínea é controversa tanto na medicina quanto na veterinária, sendo
que a decisão da sua utilização ou não é baseada na avaliação clínica e, por isso,
deve ser o mais segura possível (TOCCI & EWING, 2009).
É recomendado que os testes de tipagem e compatibilidade sanguínea sejam
realizados previamente a todas as transfusões sanguíneas, tanto em cães quanto
em gatos, para maximizar o tempo de meia-vida das hemácias transfundidas,
minimizar a ocorrência de reações transfusionais, prevenir a sensibilização de cães
e a ocorrência de isoeritrólise neonatal, principalmente em gatos (GIGER et al.,
1995; LANEVSCHI & WARDROP, 2001; LACERDA et al., 2011).
Para aumentar o êxito e segurança das transfusões sanguíneas, tanto o
doador quanto o receptor devem ter o tipo sanguíneo determinado previamente. No
caso dos cães ainda existe divergência quanto à extensão (número de grupos que
serão pesquisados) e aos métodos utilizados para realização de testes de tipagem
sanguínea. Diversas técnicas estão sendo desenvolvidas e aplicadas tanto em
laboratórios clínicos quanto nas clínicas e hospitais (GIGER, 2005; GIGER, 2009),
todavia é sabido que a tipagem sanguínea e os teste de compatibilidade são provas
complementares e, sempre que possível, devem ser associados (HALE, 1995).
É necessário que as amostras de sangue sejam colhidas adequadamente,
para que os testes possam ser mais fidedignos. As amostras não identificadas ou
mal identificadas devem ser descartadas e novas amostras devem ser colhidas e
identificadas adequadamente. É importante, também, que a técnica de punção seja
apropriada para evitar a ocorrência de hemólise. Para obter amostras de bolsa de
sangue para os testes, devem ser utilizadas alíquotas provenientes do equipo de
colheita e não deve ser retirado sangue da bolsa de colheita, para evitar a
contaminação no interior da bolsa (TOCCI & EWING, 2009).
31
3.3 Testes de tipagem
Para os testes de tipagem sanguínea o sangue total deve ser colhido e
acondicionado em tubos com anticoagulante, preferencialmente EDTA. O princípio
de todos os métodos utilizados para tipagem sanguínea na medicina veterinária é a
visualização de reações de hemoaglutinação entre os antígenos da superfície das
hemácias e um reagente contendo antisoro mono ou policlonal específico. As
técnicas sorológicas utilizadas em medicina veterinária incluem o método em tubos,
o cartão e a coluna de gel. Os cartões para tipagem sanguínea de cães e gatos
foram disponibilizados na década de 90. Eles contêm reagente liofilizado na
superfície que é reconstituído com o diluente específico (TOCCI & EWING, 2009).
O primeiro método a ser desenvolvido foi o RapidVet® (Figura - 10A),
Laboratório DMS, Flemington, NJ, EUA, que determina se o sangue do cão é
positivo ou não para DEA 1.1, contudo pode ocorrer reação cruzada e aglutinação
em sangue DEA 1.2. O mesmo laboratório disponibiliza cartões para tipagem de
sangue de gatos (Figura - 10B).
Figura 10 A e 10 B - RapidVet®
10A 10B
Fonte: www.nordep.com.cn/html/cpzs/bloodtype
32
Mais recentemente, um laboratório de Lyon, na França (Alvedia, Lyon,
França) desenvolveu um método rápido de determinação de sangue tipo DEA 1.1 de
cães (Figura 11 A) e dos três tipos de sangue em gatos (Figura 11 B), com
interpretação mais simples e com menor margem de erro (GIGER, 2005).
Figura 11 A - Canine Quick Test. Fonte: www.alvedia.com
Figura 11 B- Feline Quick Test. Fonte: www.alvedia.com
33
3.4 Reações transfusionais adversas
É normal os canídeos não possuírem anticorpos naturais e que por isso uma
primeira transfusão sanguínea incompatível é inócua. Segundo Nelson & Couto
(2010), as complicações relacionadas à transfusão podem ser divididas em aquelas
que são imunologicamente mediadas e aquelas que são de origem não
imunológicas. As reações imunomediadas incluem urticária, hemólise e febre. As
complicações que não imunologicamente imediadas incluem febre resultante de
transfusões sanguíneas estocada de forma inapropriada, sobrecarga circulatória,
intoxicação por citrato, transmissões de doenças e alterações metabólicas
associadas à transfusão de sangue envelhecido. Os sintomas de hemólise
imunomediada imediata surgem em alguns minutos após o inicio da transfusão
incluem tremores, êmese e febre. As reações hemolíticas tardias são mais comuns e
se manifestam primeiramente por um declínio inesperado no hematócrito após a
transfusão ao longo dos dias, em associação a hemoglobinemia, hemoblobinúria e
hiperbilirrubinemia. A sobrecarga circulatória pode se manifestar por êmese,
dispneia ou tosse. A intoxicação por citrato ocorre quando a taxa de infusão é muito
rápida ou o fígado não é capaz de metabolizar o citrato. Sinais de intoxicação por
citrato são relacionados à hipocalcemia e incluem tremores e arritmias cardíacas. Se
os sinais de reação transfusional forem reconhecidos, a velocidade de transfusão
deve ser diminuída ou a transfusão deve ser suspensa.
Torna-se então mais correto dizer que geralmente os cães não possuem
anticorpos clinicamente relevantes e que apesar de uma primeira transfusão
sanguínea raramente demonstrar elevado potencial de mortalidade, pode levar à
ocorrência de sensibilização do receptor e desenvolvimento de reações
transfusionais adversas retardadas, com diminuição do tempo de meia-vida
eritrocitário (GIGER et al., 1995).
Embora não existam anticorpos naturais contra o sistema DEA 1, este é o que
demonstra maior potencial antigénico e, por conseguinte, maior importância clínica
(CORATO et al., 1997; VAN DER MERWE et al., 2002). A primeira transfusão
incompatível neste sistema não resulta em reações transfusionais adversas severas.
No entanto, a produção de anticorpos entre a primeira e a segunda semana
subsequente irá resultar na diminuição do tempo de meia-vida eritrocitário (GIGER
et al., 1995; VAN DER MERWE et al., 2002). A transfusão de eritrócitos DEA 1.1
positivo em animais previamente sensibilizados contra o antígeno eritrocitário 1.1
34
provoca a ocorrência de reações adversas severas, com a hemólise aguda do
eritrócitos transfundidos (GIGER et al., 1995).
A definição de doador universal em canídeos não é consensual.
Teoricamente, o doador universal seria aquele com fenótipo nulo para o máximo de
grupos sanguíneos, no entanto, a dificuldade em detectar tais canídeos levou à
aceitação atual de vários tipos de doador. Entretanto, alguns autores consideram
que a tipificação exclusiva do DEA 1.1, em conjunto com a prova de compatibilidade
eritrocitária prévia a qualquer transfusão sanguínea, é suficiente para reduzir
satisfatoriamente a ocorrência de reações transfusionais adversas (GIGER et al.,
1995; VAN der MERWE et al., 2002; BEAL, 2004; GIGER, 2005). Assim, animais
DEA 1.1 negativo deverão receber apenas sangue DEA 1.1 negativo e o sangue de
dadores DEA 1.1 positivo deverá ser administrado apenas a animais DEA 1.1
positivo (Tabela 4).
Na impossibilidade de fazer tipificação sanguínea do receptor, dever-se-á
administrar exclusivamente sangue DEA 1.1 negativo de doadores nunca sujeitos a
qualquer tipo de sensibilização (GIGER et al., 1995). Em qualquer uma das
situações é obrigatória a realização da prova de compatibilidade eritrocitária (HALE,
1995).
35
4 RELATO DE CASO CLÍNICO
No dia 12 de maio de 2015, um paciente da espécie canina, raça Chow Chow,
três anos, pesando 21,4 Kg, foi admitido na clínica escola de medicina veterinária da
Universidade Tuiuti do Paraná (UTP). A proprietária relatou que o paciente foi
adotado há três dias e, aproximadamente há quinze dias havia sido atropelado, não
apoiando o membro posterior direito. Não foram encontradas alterações
relacionadas aos sistemas tegumentar, respiratório, cardiovascular, digestório,
genito-urinário e neurológico. Na avaliação do sistema músculo esquelético havia
laceração de pele em região distal de membro pélvico direto, com ausência de
coxins e unhas, com odor forte e presença de possível infecção. Apresentou 5% de
desidratação no teste de turgor cutâneo. Não foram observadas alterações no
sistema linfohematopóetico. Foi realizado exame radiográfico para auxiliar no
diagnóstico, indicando ausência de falanges. O tratamento domiciliar prescrito foi
antibioticoterapia com Amoxicilina com clavulanato de potássio 20 mg/ Kg/ BID por
dez dias, analgésico opióide Tramadol 4 mg/ Kg/ TID durante sete dias e realização
de curativo na lesão com açúcar cristal TID por dez dias.
Duas semanas após, a lesão apresentou tecido de granulação com ausência
de exposição óssea. Foram realizados os primeiros exames laboratoriais como
hemograma completo e exames bioquímicos (Tabela 5 A e B).
Tabela 5 A – Primeiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de
idade, com lesão membro pélvico direito
Hemograma Completo Resultado Valor de Referência Cão
Eritrócitos (x106cels/µL) 3,70 (x106cels/µL) 5,5 a 8,5
Hemoglobina (g/dL) 9,3 (g/dL) 12 a 18 Hematócrito (%) 28 (%) 37 a 55 VGM (fL) 75,67 (fL) 60 a 77 CHGM (%) 33,21 (%) 31 a 36 Proteína plasmática (g/dL) 8,0 (g/dL) 6,0 a 8,0 Leucócitos totais (/µL) 13.300 (/µL) 6.000 a 17.000 Neutrófilos segmentados (/µL) 10.241(/µL) 3.000 a 11.000 Linfócitos (/µL) 1.197 (/µL) 1.000 a 4.800 Monócitos (/µL) 798 (/µL) 0 a 1.350 Eosinófilos (/µL) 1.064 (/µL) 100 a 1.250 Plaquetas (/µL) Agregadas (/µL) 200 a 500.000
36
Tabela 5 B – Primeiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de
idade, com lesão membro pélvico direito
Bioquímica Sérica Resultado Valor de Referência Cão
Albumina (g/dL) 2,6 (g/dL) 2,6 a 3,3 ALT (UI/L) 43 (UI/L) 10 a 88 Creatinina (mg/dL) 2,2 (mg/dL) 0,5 a 1,5 FA (UI/L) 37 (UI/L) 10 a 92
Em 29 de setembro de 2015, a proprietária relatou que houve melhora na
cicatrização do membro posterior direito, porém o paciente começou a fazer
lambedura no local havendo exposição óssea e impotência do membro. Foram
realizados novos exames laboratoriais (Tabela 6 A e 6B) e agendada a cirurgia de
amputação do membro posterior direito para o dia 02 de Outubro de 2015.
Tabela 6 A - Segundo exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de
idade, com lesão membro pélvico direito
Hemograma Completo Resultado Valor de Referência Cão
Eritrócitos (x106cels/µL) 2,04 (x106cels/µL) 5,5 a 8,5
Hemoglobina (g/dL) 4,5 (g/dL) 12 a 18 Hematócrito (%) 14 (%) 37 a 55 VGM (fL) 70 (fL) 60 a 77 CHGM (%) 32,14 (%) 31 a 36 Proteína plasmática (g/dL) 8,4 (g/dL) 6,0 a 8,0 Leucócitos totais (/µL) 9.900 (/µL) 6.000 a 17.000 Neutrófilos segmentados (/µL) 6.039 (/µL) 3.000 a 11.000 Neutrófilos bastonetes (/µL) 297 (/µL) 0 a 300 Linfócitos (/µL) 1.485 (/µL) 1.000 a 4.800 Monócitos (/µL) 1.485 (/µL) 0 a 1.350 Eosinófilos (/µL) 594 (/µL) 100 a 1.250 Plaquetas (/µL) 525.000 (/µL) 200 a 500.000
Tabela 6 B - Segundo exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de
idade, com lesão membro pélvico direito
Bioquímica Sérica Resultado Valor de Referência Cão
Albumina (g/dL) 2,1 (g/dL) 2,6 a 3,3 ALT (UI/L) 32 (UI/L) 10 a 88 Creatinina (mg/dL) 2,5 (mg/dL) 0,5 a 1,5 FA (UI/L) 42 (UI/L) 10 a 92
No mês de outubro de 2015, o paciente foi internado e submetido à
fluidoterapia e observação. A cirurgia foi adida devido à grave anemia e leve
azotemia.
37
No dia 05 de outubro de 2015, foi realizado o teste de compatibilidade
sanguínea entre o paciente e um doador (D1). O controle do receptor apresentou
aglutinação, o controle do doador 1 apresentou rouleaux, a prova maior resultou em
aglutinação e a prova menor resultou em rouleaux, concluindo que o doador era
incompatível com o receptor. Também foi repetida a dosagem de creatinina do
receptor, apresentando 2,2 mg/dL de resultado. O paciente permaneceu internado,
com sinais clínicos de anemia e azotemia.
No dia 06 de Outubro de 2015, foi realizado o teste de compatibilidade
sanguínea, entre o paciente e dois doadores (D2 e D3). O controle do receptor e dos
doadores 2 e 3 não apresentaram aglutinação. O doador 2 apresentou aglutinação
na prova menor e na prova maior. Já o doador 3 apresentou aglutinação apenas na
prova menor, concluindo que os doadores 2 e 3 também eram incompatíveis com o
receptor.
Em seguida, foi realizado o teste de tipagem sanguínea RapidVet-H®, que
permitiu a visualização de reações e hemoaglutinação entre os antígenos da
superfície das hemácias e um reagente contendo antissoro. Foi separado um kit
RapidVet-H®, que vem manual de instrução, um cartão de tipagem sanguínea, três
espátulas de madeira descartáveis, uma pipeta descartável e uma solução tampão
(Figura 12)
Figura 12 – Kit RapidVet-H®, manual de instruções e cartão de tipagem.
Aplicou-se uma gota de solução tampão no primeiro quadrante do cartão, em
auto aglutinação (Figura 13), em seguida foi colocado uma gota de sangue do
receptor e homogenizado com a espátula para analisar mascroscopicamente a
presença de aglutinação (Figura 14 A e B).
38
Figura 13 – Cartão RapiVet-H®.
Figura 14 A – Processamento da amostra no cartão RapidVet-H® canino.
39
Figura 14 B – Visualização da amostra de auto aglutinação.
Uma nova gota de solução tampão foi colocada nos demais quadrantes,
assim como, uma gota de sangue do receptor. Ao misturar, foi visualizada
aglutinação, tanto no quadrante do controle positivo DEA 1.1 quanto no resultado do
paciente, resultando que o paciente é soro positivo para DEA 1.1 Não realizando a
transfusão sanguínea (Figura 15 A e B).
Figura 15 A – Processamento da amostra no cartão RapidVet-H® canino. A B
40
Figura 15 B – Resultado da amostra no cartão RapidVet-H® canino.
No dia 22 de outubro de 2015 o paciente retornou para consulta, onde
foi avaliado o membro posterior direito novamente e como tratava-se de um animal
que não se conhecia a procedência do protocolo vacinal, foi solicitado teste rápido
para cinomose com resultado negativo e novos exames laboratoriais (Tabela 7).
41
Tabela 7 - Terceiro exame laboratorial do paciente canino, raça Chow Chow, macho, três anos de
idade, com lesão membro pélvico direito
Hemograma Completo Resultado Valor de Referência Cão
Eritrócitos (x106cels/µL) 2,63 (x106cels/µL) 5,5 a 8,5
Hemoglobina (g/dL) 6,1 (g/dL) 12 a 18 Hematócrito (%) 19 (%) 37 a 55 VGM (fL) 73,08 (fL) 60 a 77 CHGM (%) 32,10 (%) 31 a 36 Proteína plasmática (g/dL) 8,8 (g/dL) 6,0 a 8,0 Leucócitos totais (/µL) 24.800 (/µL) 6.000 a 17.000 Neutrófilos segmentados (/µL) 22.568 (/µL) 3.000 a 11.000 Neutrófilos bastonetes (/µL) 248 (/µL) 0 a 300 Linfócitos (/µL) 744 (/µL) 1.000 a 4.800 Monócitos (/µL) 1.240 (/µL) 0 a 1.350 Eosinófilos (/µL) 0 (/µL) 100 a 1.250 Plaquetas (/µL) 545.000 (/µL) 200 a 500.000
Dos exames bioquímicos, foi realizado apenas dosagem de creatinina, com
resultado 3,9 mg/dL (valor de referencia cão = 0,5 a 1,5 mg/dL).
Não foi encontrado nenhum doador compatível com o paciente e nenhuma
transfusão sanguínea foi realizada.
5 DISCUSSÃO
Quando pacientes anêmicos necessitam passar por cirurgia de amputação,
torna-se de extrema importância realização de transfusão sanguínea, uma vez que
este tipo de cirurgia é considerada cruenta e com alta perda de volume sanguíneo.
Assim, necessita-se realizar em conjunto a prova de compatibilidade sanguínea e o
teste de tipagem sanguínea, já que se sabe que a prova de reação cruzada não
determina o tipo sanguíneo do receptor ou do doador, mas avalia a compatibilidade
sanguínea, segundo Marques (2010).
A causa da anemia do paciente não foi completamente estabelecida. As
supostas causas de anemia neste caso são: anemia hemolítica imunomediada
(AHIM), anemia decorrente de doenças inflamatórias e anemia por insuficiência
renal crônica. A AHIM é uma anemia frequente na clínica de animais de companhia,
causada pela destruição imunomediada dos eritrócitos, resultando em diminuição
acentuada do volume globular (BALCH e MACKIN, 2007). A anemia hemolítica
42
imunomediada pode ocorrer como um evento idiopático ou ser secundária a uma
variedade de desordens infecciosas, neoplásicas, entre outras (JAIN, 1986). A
anemia decorrente de doenças inflamatórias (doenças crônicas) pode estar
associada a vários processos inflamatórios, incluindo infecções, traumas e
neoplasias, apresentando-se de forma discreta a moderada e normocítica. Anemia
por insuficiência renal crônica está relacionada com o grau de insuficiência renal,
evidenciado pela azotemia (THRALL, 2015). A falta da eritropoetina e o aumento da
proteólise do plasma é um indicativo desta anemia. A anemia da insuficiência renal
resulta em valores do hematócrito de 20-30%. Nos animais com os valores mais
baixos dessa variação, a anemia pode contribuir para os sinais clínicos de letargia e
fraqueza (LORENZ, 1996).
A azotemia é a retenção de resíduos nitrogenados não proteicos no sangue,
como uréia e creatinina, que são normalmente eliminados pelos rins. A azotemia não
está geralmente evidente em casos de insuficiência renal até que mais de 75% da
função esteja comprometida (BROVIDA et al., 2004). Segundo Lorenz (1996), a
azotemia pode ser de causa pré renal, renal ou pós renal. A pré renal inicia-se com a
pressão de perfusão renal inadequada, concentração de proteína plasmática muito
elevada ou aumento do catabolismo protéico. A azotemia renal é provocada por
disfunção renal levando a retenção de resíduos nitrogenados. A azotemia pós renal
refere-se à obstrução do fluxo urinário ou a ruptura das vias urinárias inferiores. No
caso descrito, é possível constatar que o paciente apresentava azotemia uma vez
que todas as dosagens de creatinina estavam acima dos valores de referência para
a espécie. Porém, é difícil afirmar que a azotemia era de fato renal uma vez que não
foi dosada uréia nenhuma vez. Contudo, é possível dizer que não era pós renal uma
vez que o paciente não apresentou oligúria ou anúria.
Independente da causa da anemia, uma transfusão sanguínea foi agendada e
para isso, realizou-se a prova de compatibilidade entre o receptor e três doadores.
Esta prova é dividida em quatro etapas: controle do receptor, controle do doador,
prova maior e prova menor. O controle do receptor mostrou aglutinação apenas na
prova feita com o doador 1, detectando auto-anticorpos. O controle dos três
doadores foi negativo para aglutinação. A prova maior, passo do teste que detecta
anticorpos no soro do receptor que possam aglutinar ou provocar a lise das
hemácias do doador, apresentou aglutinação com os três doadores avaliados. A
prova menor, a qual testa anticorpos do soro do doador as hemácias do receptor,
43
apresentou rouleaux no doador 1 e aglutinação nos doadores 2 e 3. Segundo
Reagan (2011), a aglutinação (Figura 16) é um agrupamento tridimensional
desorganizado de hemácias que normalmente se forma em consequência de
ligações cruzadas entre anticorpos associados à superfície do eritrócito. Ela pode
ser vista tanto macro como microscopicamente e deve ser diferenciada da formação
de rouleaux. A presença de rouleaux (Figura 17) manifesta-se como um
empilhamento de eritrócitos observados nas distensões sanguíneas, decorrentes da
concentração elevada de fibrinogênio ou globulinas (THRALL, 2015).
Figura 16 – Aglutinação Figura 17 - Rouleaux
A metodologia da tipagem sanguínea baseia-se na ligação dos antígenos de
superfície do eritrócito a um conhecido anticorpo monoclonal ou policlonal,
resultando em uma hemoaglutinação visível (GIGER et al., 1995). Sabe-se que o
tipo sanguíneo DEA 1.1 é de maior importância clínica devido ao seu caráter
aglutinogênico. Os pacientes que são sensibilizados em transfusões sem previa
realização de testes de compatibilidade poderão desenvolver reações hemolíticas
graves em uma transfusão incompatível subsequente (GIBSON, 2007). Se isso
acontecer, é possível que o paciente sofra alguma reação tardia, complicando o
quadro, que pode cursar com vasoconstrição, isquemia renal e coagulação
intravascular disseminada, além de sinais clínicos de choque (LANEVSCHI e
WARDROP, 2001).
44
Uma vez que três doadores diferentes foram atestados incompatíveis,
suspeitou-se que o receptor poderia ser do grupo sanguíneo DEA 1.1. Para elucidar
a suspeita, foi feita técnica de imunoprecipitação e utilização de anticorpos
monoclonais anti-DEA 1.1, sendo possível definir que este subgrupo é composto por
duas proteínas de membrana com 50 e 200 kDa (ANDREWS, 2010). O paciente
apresentou DEA 1.1 positivo, explicando porque tantas provas tiveram resultado
incompatível. Cães DEA 1.1 positivo podem receber sangue DEA 1.1 positivo e
negativo, mas apenas podem doar a receptores DEA 1.1 positivo.
Segundo Andrews (2010), através da imunização de um cão DEA 1 (DEA 1.1,
DEA 1.2) negativo com células DEA 1.1 positivas que obtemos o antisoro policlonal
anti-DEA 1.X, este antisoro promove a aglutinação e forte hemólise (na presença do
complemento) em células DEA 1.1 positivas e promove variados graus de
aglutinação, mas que não provocam hemólise, em células vermelhas positivas para
DEA 1.2 positivo com células vermelhas DEA 1.1 positivas. Além disso, o antisoro
reage apenas com células DEA 1.1 positivas.
Assim, não foi realizada transfusão sanguínea até que um doador DEA 1.1
negativo fosse encontrado e a prova de compatibilidade entre eles negativada.
6 CONCLUSÃO
A segurança para a realização de um procedimento transfusional inicia-se
com a realização de prova de compatibilidade juntamente com a tipificação
sanguínea, assegurando que a transfusão será bem sucedida, evitando que haja
perdas da meia vida das hemácias transfundidas e amenizando riscos de reações
adversas.
45
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